Name: generation of mesenchymal stem cells from human umbilical cord tissue and their differentiation into the skeletal muscle lineage
Uploaded: 2022-08-31T13:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Generation of Mesenchymal Stem Cells from Human Umbilical Cord Tissue and their Differentiation into the Skeletal Muscle Lineage at JoVE.com

Nous remercions M. Ojas Tikoo pour son aide pour le tournage et la production vidéo. Nous reconnaissons également l’aide reçue du personnel du GARBH-Ini (Groupe interdisciplinaire sur la recherche avancée et l’issue de la naissance -DBT India), des infirmières et des agents de recherche principaux de l’hôpital civil gurugram et du Dr Pallavi Kshetrapal pour l’aide à la logistique. Ce travail a été soutenu par des subventions accordées à Suchitra Gopinath par le Département de biotechnologie de l’Inde (BT/09/IYBA/2015; BT/PR29599/PFN/20/1393/2018).

L’utilisation du tissu de cordon ombilical dans cette étude a été approuvée par le Comité institutionnel pour la recherche sur les cellules souches (IC-SCR), le Comité d’éthique institutionnelle, l’Institut translationnel des sciences et de la technologie de la santé (IEC-THSTI), le Comité d’éthique institutionnelle de l’hôpital civil de Gurugram, Haryana, et le Comité institutionnel de biosécurité, THSTI. Des échantillons de tissu de cordon humain ont été prélevés lors d’accouchements à t...

<ol>
	<li>Kuroda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Unique+multipotent+cells+in+adult+human+mesenchymal+cell+populations.">Unique multipotent cells in adult human mesenchymal cell populations.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (19), 8639-8643 (2010).</li><li>Troyer, D. L., Weiss, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wharton's+jelly-derived+cells+are+a+primitive+stromal+cell+population.">Wharton's jelly-derived cells are a primitive stromal cell population.</a> Stem Cells. 26 (3), 591-599 (2008).</li><li>Karahuseyinoglu, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biology+of+stem+cells+in+human+umbilical+cord+stroma:+In+situ+and+in+vitro+surveys.">Biology of stem cells in human umbilical cord stroma: In situ and in vitro surveys.</a> Stem Cells. 25 (2), 319-331 (2007).</li><li>Kita, K., Gauglitz, G. G., Phan, T. T., Herndon, D. N., Jeschke, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+characterization+of+mesenchymal+stem+cells+from+the+sub-amniotic+human+umbilical+cord+lining+membrane.">Isolation and characterization of mesenchymal stem cells from the sub-amniotic human umbilical cord lining membrane.</a> Stem Cells and Development. 19 (4), 491-502 (2010).</li><li>Sarugaser, R., Lickorish, D., Baksh, D., Hosseini, M. M., Davies, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+umbilical+cord+perivascular+(HUCPV)+cells:+A+source+of+mesenchymal+progenitors.">Human umbilical cord perivascular (HUCPV) cells: A source of mesenchymal progenitors.</a> Stem Cells. 23 (2), 220-229 (2005).</li><li>Mishra, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Umbilical+cord+tissue+is+a+robust+source+for+mesenchymal+stem+cells+with+enhanced+myogenic+differentiation+potential+compared+to+cord+blood.">Umbilical cord tissue is a robust source for mesenchymal stem cells with enhanced myogenic differentiation potential compared to cord blood.</a> Scientific Reports. 10 (1), 18978 (2020).</li><li>Lu, L. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+characterization+of+human+umbilical+cord+mesenchymal+stem+cells+with+hematopoiesis-supportive+function+and+other+potentials.">Isolation and characterization of human umbilical cord mesenchymal stem cells with hematopoiesis-supportive function and other potentials.</a> Haematologica. 91 (8), 1017-1026 (2006).</li><li>Seshareddy, K., Troyer, D., Weiss, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Method+to+isolate+mesenchymal-like+cells+from+Wharton's+Jelly+of+umbilical+cord.">Method to isolate mesenchymal-like cells from Wharton's Jelly of umbilical cord.</a> Methods in Cell Biology. 86, 101-119 (2008).</li><li>Sotiropoulou, P. A., Perez, S. A., Salagianni, M., Baxevanis, C. N., Papamichail, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+the+optimal+culture+conditions+for+clinical+scale+production+of+human+mesenchymal+stem+cells.">Characterization of the optimal culture conditions for clinical scale production of human mesenchymal stem cells.</a> Stem Cells. 24 (2), 462-471 (2006).</li><li>Yoon, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+explant-derived+and+enzymatic+digestion-derived+MSCs+and+the+growth+factors+from+Wharton's+jelly.">Comparison of explant-derived and enzymatic digestion-derived MSCs and the growth factors from Wharton's jelly.</a> BioMed Research International. 2013, 428726 (2013).</li><li>Ishige, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+mesenchymal+stem+cells+derived+from+arterial,+venous,+and+Wharton's+jelly+explants+of+human+umbilical+cord.">Comparison of mesenchymal stem cells derived from arterial, venous, and Wharton's jelly explants of human umbilical cord.</a> International Journal of Hematology. 90 (2), 261-269 (2009).</li><li>Chal, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differentiation+of+pluripotent+stem+cells+to+muscle+fiber+to+model+Duchenne+muscular+dystrophy.">Differentiation of pluripotent stem cells to muscle fiber to model Duchenne muscular dystrophy.</a> Nature Biotechnology. 33 (9), 962-969 (2015).</li></ol>

Étapes critiques Une étape critique de ce protocole est la collecte de tissus dans des conditions aseptiques, du moment de l’accouchement au maintien des cultures stériles, pendant toute la durée de la propagation. Lors de la collecte du cordon, il est essentiel que le cordon ne touche aucune surface non stérilisée et soit tamponné à l’extérieur avec de l’éthanol à 70% avant d’être collecté dans des tubes contenant du PBS complété par des antibiotiques. Il est important de limit...

Le cordon ombilical humain a été crédité de posséder un réservoir robuste de cellules souches mésenchymateuses, qui sont actuellement explorées pour les thérapies régénératives en raison de leurs taux de prolifération et de différenciation robustes, de leurs propriétés immunomodulatrices et de leur capacité à générer des cellules à partir des trois couches germinales1. Le tissu du cordon ombilical se compose de plusieurs compartiments tels que le sang de cordon ombilical, le sous-endothélium de la veine ombilicale et la gelée de Wharton (WJ), qui englobe en soi trois régions indistinctes: la zone périvasculaire, la zone intervasculaire et le sous-amnion ou la muqueuse du cordon (CL)2. Bien que les uMSC puissent être isolés de toutes ces différentes régions et exprimer largement les marqueurs clés du MSC, il n’est pas clair si ces compartiments contiennent la même population d’uMSC ou présentent des différences dans leurs puissances de différenciation3. Par conséquent, les protocoles d’isolement des uMSC nécessitent une plus grande précision dans leur mode et leur région d’isolement, la caractérisation robuste des potentiels de différenciation et, enfin, une analyse comparative à partir de différents compartiments du cordon. 
Dans ce contexte, peu d’études ont démontré des différences dans les potentiels prolifératifs et différentiatifs de l’uMSC entre les différentes parties du cordon. Parmi ceux-ci, des analyses comparatives entre des uMSC isolés des régions CL et WJ ont révélé un plus grand potentiel prolifératif dans les uMSC dérivés de CL 3,4. Dans une étude distincte, les uMSC dérivés du WJ ont obtenu de meilleurs résultats dans les essais de prolifération que les cellules périvasculaires (HUCPV)5. Lors de l’examen des différences entre les cSEm dérivés du sang de cordon et les cSEm dérivés du tissu de cordon ombilical dépourvus de contamination vasculaire, une expression différentielle des marqueurs clés du CSM a été rapportée entre les deux compartiments, ainsi qu’une augmentation des taux de prolifération dans les cSEm dérivés du tissu du cordon6.
Parmi les nombreuses études examinant les potentiels de différenciation des cSEm principalement dans les tissus de la lignée mésodermique tels que les lignées ostéogéniques, adipogéniques et chondrogènes, très peu ont fourni des protocoles détaillés pour la différenciation myogénique et la caractérisation ultérieure, ainsi que des analyses comparatives entre divers compartiments du cordon. Dans ce contexte, nous avons développé un protocole robuste de différenciation musculaire et observé que les uMSC dérivés du tissu du cordon présentaient des capacités de différenciation myogénique supérieures à celles du sang de cordon6. Ici, un protocole par étapes est détaillé pour l’isolement des uMSC de l’ensemble du tissu du cordon dépourvu de cellules associées au système vasculaire, leur caractérisation et leur différenciation dans la lignée myogénique.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>4&#39;,6-diamidino-2-phenylindole (DAPI)</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>D1306</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amphotericin B</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>A2411</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antibiotic solution 100x Liquid, endotoxin tested (10,000 U Penicillin and 10 mg Streptomycin/mL in 0.9% normal saline)</td>
			<td>HiMedia</td>
			<td>A001A-50mL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-GAPDH antibody</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>G8795</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-MyHC antibody (My32)</td>
			<td>Novus Biologicals</td>
			<td>NBP2-50401AF647</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-MyoD antibody (5.8A)</td>
			<td>Novus Biologicals</td>
			<td>NB100-56511</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Myogenin antibody (Clone F5D)</td>
			<td>Novus Biologicals</td>
			<td>NBP2-34616AF594</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Pax7 antibody</td>
			<td>DSHB</td>
			<td>DSHB-C1-576</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>APC Mouse anti-human CD90 clone 5E10</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>559869</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagen Type 1</td>
			<td>Merck</td>
			<td>C8919</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D (+) Glucose</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>G7021</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dexamethasone</td>
			<td>SIGMA</td>
			<td>D4902</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FACSCanto II or FACSAria III</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum, qualified Brazil</td>
			<td>GIBCO</td>
			<td>10270106</td>
			<td>not to be heat-inactivated</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FITC Mouse anti-human CD106 clone 51-10C9</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>551146</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FITC Mouse anti-human CD14 clone M5E2</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>557153</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FITC Mouse anti-human CD31 clone WM59</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>557508</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FITC Mouse anti-human CD34 clone 581</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>555821</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FITC Mouse anti-human CD45 clone HI30</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>555482</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FITC Mouse anti-human CD49D clone 9F10</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>560840</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FITC Mouse anti-human CD90 clone 5E10</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>555595</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FITC Mouse anti-human HLA-A,B,C clone G46-2.6</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>557348</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FITC Mouse anti-human IgG clone G18-145</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>555786</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FlowJo software</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gentamicin</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>G1264</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Horse serum</td>
			<td>HiMedia</td>
			<td>RM1239</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrocortisone</td>
			<td>Merck</td>
			<td>H4001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laminin</td>
			<td>Merck</td>
			<td>L2020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MEM Alpha Modification without L-glutamine, ribo- and deoxyribonucleosides</td>
			<td>Hyclone</td>
			<td>SH30568.FS</td>
			<td>Basal medium for uMSCs</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE Mouse anti-human CD105 clone 266</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>560839</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE Mouse anti-human CD44 clone 515</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>550989</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE Mouse anti-human CD49E clone llA1</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>555617</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE Mouse anti-human IgG clone G18-145</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>555787</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE-Cy7 Mouse anti-human CD73 CLONE AD2</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>561258</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate buffered saline (PBS), pH=7.4</td>
			<td>HiMedia</td>
			<td>M1866</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin/EDTA solution (1x 0.25% Trypsin and 0.02% EDTA in Hanks Balanced Salt Solution (HBSS)</td>
			<td>HiMedia</td>
			<td>TCL049-100mL</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

generation of mesenchymal stem cells from human umbilical cord tissue and their differentiation into the skeletal muscle lineage

L’exploration du potentiel thérapeutique des cellules souches mésenchymateuses dépend de la facilité d’isolement, de la puissance vers la différenciation, ainsi que de la fiabilité et de la robustesse de la source. Nous décrivons ici un protocole par étapes pour l’isolement des cellules souches mésenchymateuses du tissu du cordon ombilical humain (cSM), leur immunophénotypage et la propagation de telles cultures sur plusieurs passages. Dans cette procédure, la viabilité des uMSC est élevée car il n’y a pas de digestion enzymatique. De plus, l’ablation des vaisseaux sanguins, y compris les artères du cordon ombilical et la veine, garantit qu’il n’y a pas de contamination des cellules d’origine endothéliale. En utilisant la cytométrie en flux, les cSEm lors de l’isolement sont CD45−CD34−, ce qui indique une absence de cellules de la lignée hématopoïétique. Il est important de noter qu’ils expriment les marqueurs de surface clés, CD105, CD90 et CD73. Lors de l’établissement des cultures, cet article décrit une méthode efficace pour induire la différenciation de ces uMSC dans la lignée musculaire squelettique. Une analyse détaillée de la progression myogénique dans les uMSC différenciés révèle que les uMSC expriment Pax7, un marqueur des progéniteurs myogéniques dans les premiers stades de différenciation, suivis de l’expression de MyoD et Myf5, et, enfin, d’un marqueur de différenciation terminal, la chaîne lourde de myosine (MyHC).

Le succès de l’isolement des cSUm du tissu du cordon ombilical est >95%, contrairement aux faibles taux de réussite du sang de cordon entier. Une fois l’isolement réussi des cSEm, l’analyse FACS révèle que toutes les cellules sont CD34−CD45−CD105+CD90+. Cependant, dans l’analyse comparative, les cSEm isolés du sang de cordon présentent des populations hétérogènes, dans lesquelles une proportion de cellules présentent CD34 + CD45 + CD...

Watch this Scientific Journal Video about Generation of Mesenchymal Stem Cells from Human Umbilical Cord Tissue and their Differentiation into the Skeletal Muscle Lineage at JoVE.com

Generation of Mesenchymal Stem Cells from Human Umbilical Cord Tissue and their Differentiation into the Skeletal Muscle Lineage

Nous décrivons un protocole pour l’isolement des cellules souches mésenchymateuses du tissu du cordon ombilical humain et leur différenciation dans la lignée musculaire squelettique.

Génération de cellules souches mésenchymateuses à partir de tissu du cordon ombilical humain et leur différenciation en lignée musculaire squelettique

Exploring the therapeutic potential of mesenchymal stem cells is contingent upon the ease of isolation, potency toward differentiation, and the ...

Nous décrivons notre protocole pour isoler les cellules souches mésenchymateuses du tissu du cordon ombilical humain et une méthode robuste pour les différencier en lignée musculaire squelettique. Cette technique nous permet d’isoler des cellules souches mésenchymateuses possédant une viabilité et une chaleur élevées, avec peu ou pas de contamination des cellules d’origine endothéliale et d’induire efficacement la différenciation myogénique dans ces maladies. La torsion du cordon et la consistance mucoïde rendent difficile la manipulation du cordon.Nous montrons comment traiter le cordon, ne pas gratter la gelée de Wharton et exclure les cellules endothéliales de la population. Après avoir prélevé le tissu de cordon au moment de la livraison, transférez le morceau de tissu de cordon du tube de collecte dans un plat traité par culture de tissu de 10 centimètres carrés et lavez soigneusement le tissu avec du PBS frais. Pour prendre soin de la torsion du cordon et de la surface mucoïde, épinglez le tissu avec une paire de pinces tenues dans une main.À l’aide d’un scalpel, trancher le tissu du cordon verticalement le long de son accès longitudinal pour obtenir deux demi-pièces cylindriques. À ce stade, observez les artères ombilicales et les veines. À l’aide d’un scalpel, retirez les vaisseaux sanguins en les grattant dans une direction de la surface et rincez le tissu du cordon dans le PBS pour éliminer tout le sang résiduel associé au tissu.Hachez chaque moitié du tissu du cordon en fragments de 0,5 centimètre cube. Placez les fragments avec la surface luminale vers le bas sur le plat et incubez brièvement le plat pendant 10 minutes. À la fin de l’incubation, ajouter doucement 20 millilitres de milieu contenant la modification MEM Alpha le long des côtés du plat contenant le tissu du cordon.Assurez-vous que les explantes ne sont pas délogées de leur orientation et ajoutez un excès de milieu pour tenir compte d’une fraction que les explantes tissulaires absorberont pendant l’incubation. Ensuite, placez le plat dans l’incubateur pendant trois jours. Après la fin de l’incubation, ajoutez du milieu frais à la culture et assurez-vous que les cultures sont protégées des chocs et des mouvements des explants lors de la manipulation des plats.Après une semaine, à l’aide de pinces stériles, retirez les fragments de tissu individuellement et jetez-les à l’aide de sacs de risque biologique appropriés pour l’élimination. Conserver le milieu existant et ajouter 10 millilitres de milieu de croissance frais. Remplacez le milieu de croissance tous les quatre jours jusqu’à ce que les colonies individuelles atteignent une confluence de 70% Après avoir coloré les cellules comme décrit dans le manuscrit, analysez les cellules marquées par cytométrie en flux et déterminez le pourcentage de cellules CD105 CD90 positives et CD105 CD73 positives.Analysez séparément les cellules CD105 positives et CD34 NÉGATIVES CD45. Enduisez la plaque de culture tissulaire de 0,01% de collagène et de 20 microgrammes par millilitre de laminine dans du PBS et placez-la sur le culbuteur pendant au moins quatre heures à température ambiante. Après l’incubation, retirez le collagène et lavez la plaque avec du PBS, puis plaquez des uMSC à 10 000 cellules par centimètre carré de densité dans le milieu de croissance.Une fois que les cellules atteignent 70% de confluence, aspirez le milieu de croissance et rincez la plaque de culture deux fois avec du PBS. Pour déterminer la cinétique de la progression myogénique, ajoutez le milieu M1 tous les deux jours aux cultures et analysez les cSEm pour l’expression de la chaîne lourde pax7, MyoD, myogénine et myosine à deux jours, quatre à cinq jours, six à sept jours et dix à quatorze jours respectivement. Les cSEm affichent l’expression de CD105 et CD90 et n’expriment pas les marqueurs hématopoïétiques CD34 et CD45.Les uMSC étaient également positifs pour l’expression du marqueur CD73 des uMSC, ce qui indique que les uMSC exprimaient plusieurs marqueurs clés. Les uMSC ont montré une expression de pax7 dans les deux premiers jours suivant l’ajout de M1, suivie de l’expression de MyoD dans les quatre premiers jours de l’ajout de M1. Les cellules expriment la protéine de myogénine à six jours de différenciation, suivie de l’expression de la chaîne lourde de myosine entre 10 jours et 14 jours après l’induction de la différenciation.970 gènes ont été régulés à la hausse en réponse à l’induction de la différenciation myogénique par rapport aux cSEm indifférenciés. Plus de gènes myogéniques ont été régulés à la hausse dans les cSEm dérivés du tissu de cordon par rapport aux cSEm dérivés du sang de cordon. Le tissu de cordon et le sang de cordon ont montré une régulation à la hausse des gènes liés aux protéines du cytosquelette, associés à la liaison à l’actine et à l’assemblage du sarcomère, aux transporteurs associés à la fonction contractile, au maintien de la masse musculaire, à la signalisation du calcium et à la fonction enzymatique.Prélever le tissu dans un état aseptique et maintenir une culture stérile. Le cordon doit être balayé à l’extérieur avec de l’éthanol à 70% et traité le plus rapidement possible. De nombreuses thérapies régénératives nécessitent un grand nombre de cellules provenant des premiers passages.Il peut également être utilisé comme modèle pour imiter l’ensemble de l’environnement sec et refléter le métabolisme postnatal.

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Isolation of Human Mesenchymal Stem Cells and their Cultivation on the Porous Bone Matrix

Isolement de mésenchymateuses humaines cellules souches et de leur culture sur la matrice osseuse poreuse

Mesenchymal stem cells (MSCs) have a differentiation potential towards osteoblastic lineage when they are stimulated with soluble factors or specific ...

Recherche

Biologie du développement

Isolation and Quantitative Immunocytochemical Characterization of Primary Myogenic Cells and Fibroblasts from Human Skeletal Muscle

Isolement et quantitative immunocytochimique caractérisation des cellules myogéniques primaires et fibroblastes de muscle squelettique humain

The repair and regeneration of skeletal muscle requires the action of satellite cells, which are the resident muscle stem cells. These can be isolated ...

Analysis of Zebrafish Larvae Skeletal Muscle Integrity with Evans Blue Dye

Analyse des Muscle intégrité poisson zèbre larves squelettique avec colorant bleu Evans

The zebrafish model is an emerging system for the study of neuromuscular disorders.  In the study of neuromuscular diseases, the integrity of the muscle ...

Isolation and Expansion of Mesenchymal Stem/Stromal Cells Derived from Human Placenta Tissue

Isolement et expansion de mésenchymateuses cellules souches / stromales dérivées de placenta humain Tissue

Mesenchymal stem/stromal cells (MSC) are promising candidates for use in cell-based therapies. In most cases, therapeutic response appears to be cell-dose ...

Isolation and Characterization of Mesenchymal Stromal Cells from Human Umbilical Cord and Fetal Placenta

Isolement et caractérisation de cellules mésenchymateuses stromales du cordon ombilical humain et fœtale Placenta

The human umbilical cord (UC) and placenta are non-invasive, primitive and abundant sources of mesenchymal stromal cells (MSCs) that have increasingly ...

In Vitro Differentiation of Human Mesenchymal Stem Cells into Functional Cardiomyocyte-like Cells

In Vitro Differentiation of Human Mesenchymal Stem Cells into Functional Cardiomyocyte-like Cells

In Vitro Différenciation des cellules souches mésenchymateuses humaines en cellules fonctionnelles Cardiomyocyte

Myocardial infarction and the subsequent ischemic cascade result in the extensive loss of cardiomyocytes, leading to congestive heart failure, the leading ...

Isolation of Endothelial Progenitor Cells from Human Umbilical Cord Blood

Isolement des cellules endothéliales progénitrices du sang de cordon ombilical humain

The existence of endothelial progenitor cells (EPCs) in peripheral blood and its involvement in vasculogenesis was first reported by Ashara and ...

Identification of Skeletal Muscle Satellite Cells by Immunofluorescence with Pax7 and Laminin Antibodies

Identification des cellules satellites musculaires squelettiques par Immunofluorescence avec des anticorps de laminine et Pax7

Immunofluorescence is an effective method that helps to identify different cell types on tissue sections. In order to study the desired cell population, ...

Derivation and Differentiation of Canine Ovarian Mesenchymal Stem Cells

Dérivation et différenciation des canines ovarienne des cellules souches mésenchymateuses

Interest in mesenchymal stem cells (MSCs) has increased over the past decade due to their ease of isolation, expansion, and culture. Recently, studies ...