Name: translational orthotopic models of glioblastoma multiforme
Uploaded: 2023-02-17T13:40:00
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Wir danken Herrn Alan E. Kulaga für die hervorragende technische Unterstützung und Frau Michelle L. Gumprecht für die Verfeinerung der Operationstechniken. Wir danken Dr. Philip L. Martin für die Analyse der Pathologie und Frau Lilia Ileva und Dr. Joseph Kalen vom Frederick National Laboratory Small Animal Imaging Program für MRT-Scans.
Dieses Projekt wurde ganz oder teilweise mit Bundesmitteln des National Cancer Institute, National Institutes of Health, unter der Vertragsnummer HHSN261201500003I finanziert. Der Inhalt dieser Veröffentlichung spiegelt nicht unbedingt die Ansichten oder Richtlinien des Ministeriums für Gesundheit und Soziale Dienste wider, noch impliziert die Erwähnung von Handelsnamen, kommerziellen Produkten oder Organisationen eine Billigung durch die US-Regierung.

Das hier beschriebene Studienprotokoll wurde vom NCI des Frederick Animal Care and Use Committee genehmigt. NCI-Frederick ist von AAALAC International akkreditiert und befolgt die Richtlinien des öffentlichen Gesundheitsdienstes für die Pflege und Verwendung von Labortieren. Die Tierpflege erfolgte in Übereinstimmung mit den Verfahren, die im "Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren" (National Research Council, 2011; The National Academies Press, Washington D.C.).
1. ...

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Präklinische Modelle sind essentiell für die Evaluierung neuer therapeutischer Zielstrukturen und neuartiger Behandlungsstrategien bei GBM. Gentechnisch veränderte Mausmodelle für GBM haben den Vorteil, dass Tumore an der autochthonen Stelle auftreten, aber oft mit einer langen Latenz und einem unvorhersehbaren Tumorwachstum13. Die Tumore des GEM-Modells weisen eine Latenz von 4-5 Monaten auf, und das ideale Zeitfenster für Bildgebung, Rekrutierung und Behandlung ist zwischen den einzelnen M?...

Das Glioblastom (GBM; Gliom Grad IV) ist der häufigste und bösartigste Hirntumor, und die derzeitigen Therapien sind unwirksam, was zu einer medianen Überlebenszeit von 15 Monaten führt1. Zuverlässige und genaue präklinische Modelle, die die komplexen Signalwege darstellen, die am Wachstum und der Pathogenese von Hirntumoren beteiligt sind, sind unerlässlich, um den Fortschritt bei der Bewertung neuer Therapieschemata für GBM zu beschleunigen. Mausmodelle, in denen humane Hirntumorzelllinien subkutan in immungeschwächte Mäuse implantiert werden, spiegeln weder die native Immunumgebung von Hirntumoren wider, noch können sie verwendet werden, um die Fähigkeit von Therapeutika zu bewerten, die Blut-Hirn-Schranke zu überwinden2. Idealerweise sollten präklinische Mausmodelle auch die humane GBM-Histopathologie genau reproduzieren, einschließlich der hohen Invasivität in das umgebende Parenchym3. Obwohl gentechnisch veränderte Mausmodelle (GEM) Tumore im Kontext eines intakten Immunsystems entwickeln, sind oft komplizierte Zuchtschemata erforderlich, und Tumore können sich langsam und uneinheitlich entwickeln4. GEM-abgeleitete Allotransplantatmodelle eignen sich besser für präklinische therapeutische Studien, bei denen große Kohorten von tumortragenden Mäusen in kürzerer Zeit benötigt werden.
In einem früheren Bericht haben wir ein orthotopes GBM-Mausmodell beschrieben, das direkt von GEM-Tumoren abgeleitet wurde. Die Tumorgenese im GEM wird durch genetische Ereignisse in Zellpopulationen (hauptsächlich Astrozyten) initiiert, die das gliale fibrilläre saure Protein (GFAP) exprimieren und zu einer Progression zu GBM führen. Diese TRP-GEMs beherbergen ein TgGZT121-Transgen (T), das T121 nach Exposition gegenüber der GFAP-getriebenen Cre-Rekombinase exprimiert. Die Expression des T121-Proteins führt zu einer Unterdrückung der Aktivität des Rb-Proteins (Rb1, p107 und p103). Die Co-Expression eines GFAP-getriebenen Cre-Transgens (GFAP-CreERT2) zielt auf die Expression adulter Astrozyten nach Induktion mit Tamoxifen ab. TRP-Mäuse beherbergen auch eine Cre-abhängige Mutante Kras (KrasG12D; R)-Allel, das die Aktivierung des Rezeptor-Tyrosinkinase-Signalwegs darstellt, und sind heterozygot für den Verlust von Pten(P)5,6. Gleichzeitige Genaberrationen in den Netzwerken Rezeptor-Tyrosinkinase (RTK), PI3K und RB sind an 74% der GBM-Pathogenese beteiligt7. Daher werden die primären Signalwege, die im humanen GBM verändert sind, durch die manipulierten Mutationen in TRP-Mäusen, insbesondere GBM-Tumoren, repräsentiert, in denen gemeinsame nachgeschaltete Ziele von RTKs aktiviert werden5.
Das von GEM abgeleitete syngene orthotope Modell wurde als ein Modell validiert, das Merkmale menschlicher Hirntumore, einschließlich der Invasivität und des Vorhandenseins von Subtyp-Biomarkern, rekapituliert, um als Plattform für die Evaluierung von Krebstherapeutika zu dienen, die auf abweichende Signalwege bei GBM abzielen. Die Zellen wurden aus Tumoren kultiviert, die aus TRP-Gehirnen entnommen und mit stereotaktischen Geräten zur intrakraniellen Injektion in den Kortex wieder in das Gehirn von Mäusen implantiert wurden, die mit dem Stamm verglichen wurden. Dieses präklinische orthotope Mausmodell entwickelte GBM-Tumoren, die hochzellig, invasiv, pleomorph mit einer hohen Mitoserate waren und lineare Nekroseherde durch neoplastische Zellen und eine dichte Vaskularisation aufwiesen, wie sie für humanes GBM beobachtet wurden. Das Tumorvolumen und -wachstum wurde mittels in vivo Magnetresonanztomographie (MRT) gemessen.
In diesem Bericht beschreiben wir am Beispiel von TRP-Tumoren die optimale Technik für die intrakranielle Injektion von primären GBM-Zellen oder Zelllinien in das Wildtyp-Mäusegehirn. Das gleiche Protokoll könnte für immungeschwächte Mäuse und andere GBM-Zelllinien angepasst werden. Es werden wichtige Tipps gegeben, um häufige Fallstricke wie suboptimale Zellpräparation oder Zellleckage an der Injektionsstelle zu vermeiden und die stereotaktische Ausrüstung richtig einzusetzen, um die Reproduzierbarkeit und Zuverlässigkeit des Modells zu gewährleisten. Zu translationalen Zwecken validieren wir das Modell durch MRT-Detektion des Hirntumorwachstums bei lebenden Tieren, histologische Charakterisierung und präsentieren ein Beispiel für die Behandlung in tumortragenden Mäusen.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>5% methylcellulose in 1X PBS, autoclaved</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>M7027</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1mL Tuberculin Syringe, slip tip</td>
			<td>BD</td>
			<td>309659</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6&#34; Cotton Tipped Applicators</td>
			<td>Puritan</td>
			<td>S-18991</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adjustable stage platform</td>
			<td>David Kopf Instruments</td>
			<td>Model 901</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aerosol Barrier Tips</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>02-707-33</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alcohol Prep Pads Sterile, Large - 2.5 x 3 Inch</td>
			<td>PDI</td>
			<td>C69900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B6D2&#160; mouse strain (C57Bl/6J x DBA/2J)</td>
			<td>Jackson Laboratory</td>
			<td>Jax #10006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bone Wax</td>
			<td>Surgical Specialties</td>
			<td>901</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bupivacaine 0.25%</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>6023287</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BuprenorphineSR</td>
			<td>ZooPharm</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clear Vinyl Tubing 1/8ID X 3/16OD</td>
			<td>UDP</td>
			<td>T10004001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CVS Lubricant Eye Ointment</td>
			<td>CVS Pharmacy</td>
			<td>247881</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable Scalpels, #10 blade</td>
			<td>Scalpel Miltex</td>
			<td>16-63810</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gas anesthesia machine with oxygen hook-up and anesthesia box</td>
			<td>Somni Scientific</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Investigator may use facility 
			standard equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gas anesthesia platform for mice</td>
			<td>David Kopf Instruments</td>
			<td>Model 923-B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GraphPad Prism</td>
			<td>Graphpad</td>
			<td>Prism&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; 9&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; version 9.4.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hamilton 30 g needle, &#189; &#8220;, small hub, point pst 3</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>Special Order</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hamilton precision microliter syringe, 1701 RN, no needle 10 &#181;L</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>7653-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hot bead sterilizer with beads</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18000-45</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Invitrogen Countess 3 Automated Cell Counter</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>AMQAX2000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IsoFlurane</td>
			<td>Piramal Critical Care</td>
			<td>29404</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isopropyl Alcohol Prep Pads</td>
			<td>PDI</td>
			<td>C69900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ITK_SNAP (Version 36.X, 2011-present)</td>
			<td>Penn Image Computing and Science Laboratory (PICSL) at the University of Pennsylvania, and the Scientific Computing and Imaging Institute (SCI) at the University of Utah</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KOPF Small Animal Stereotaxic Instrument with digital readout console</td>
			<td>David Kopf Instruments</td>
			<td>Model 940</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masterflex Fitting, PVDF, Straight, Hose Barb Reducer, 1/4&#34; ID x 1/8&#34; ID</td>
			<td>Masterflex</td>
			<td>HV-30616-16</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse Heating Plate</td>
			<td>David Kopf Instruments</td>
			<td>PH HP-4M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse Rectal Probe</td>
			<td>David Kopf Instruments</td>
			<td>PH RET-3-ISO</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nalgene Super Versi-Dry Surface Protectors</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>74000-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P20 pipette</td>
			<td>Gilson</td>
			<td>F123600</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone Iodine Surgical Scrub</td>
			<td>Dynarex</td>
			<td>1415</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reflex 9 mm Wound Clip Applicator</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12031-09</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reflex 9 mm Wound Clip Remover</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12033-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reflex 9 mm Wound Clips</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12032-09</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Semken forceps, curved</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11009-13</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temperature Controller</td>
			<td>David Kopf Instruments</td>
			<td>PH TCAT-2LV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin-EDTA (0.25%)</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>25200056</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tuberculin Syringe with 25g needle, slip tip</td>
			<td>BD</td>
			<td>309626</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UltraMicroPump 3 with Micro2T Controller</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>Model UMP3T</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

translational orthotopic models of glioblastoma multiforme

Gentechnisch veränderte Mausmodelle (GEM) für humanes Glioblastoma multiforme (GBM) sind entscheidend für das Verständnis der Entstehung und des Fortschreitens von Hirntumoren. Im Gegensatz zu Xenograft-Tumoren entstehen Tumore bei GEMs in der nativen Mikroumgebung einer immunkompetenten Maus. Der Einsatz von GBM-GEMs in präklinischen Behandlungsstudien ist jedoch aufgrund der langen Tumorlatenzen, der Heterogenität der Neoplasienhäufigkeit und des Zeitpunkts der Tumorentwicklung im fortgeschrittenen Grad eine Herausforderung. Mäuse, die durch intrakranielle orthotope Injektion induziert wurden, sind für präklinische Studien besser handhabbar und behalten Merkmale der GEM-Tumore bei. Wir generierten ein orthotopes Hirntumormodell, das aus einem GEM-Modell mit Rb-, Kras- und p53-Aberrationen (TRP) abgeleitet wurde und GBM-Tumore entwickelt, die lineare Nekroseherde durch neoplastische Zellen und eine dichte Vaskularisation analog zu humanem GBM aufweisen. Zellen, die von GEM-GBM-Tumoren abgeleitet sind, werden intrakraniell in Wildtyp-Empfängermäuse injiziert und reproduzieren Tumore des Typs IV, wodurch die lange Tumorlatenzzeit in GEM-Mäusen umgangen wird und die Erstellung großer und reproduzierbarer Kohorten für präklinische Studien ermöglicht wird. Die hochproliferativen, invasiven und vaskulären Merkmale des TRP-GEM-Modells für GBM werden in den orthotopen Tumoren rekapituliert, und histopathologische Marker spiegeln humane GBM-Subgruppen wider. Das Tumorwachstum wird durch serielle MRT-Scans überwacht. Aufgrund des invasiven Charakters der intrakraniellen Tumoren in immunkompetenten Modellen ist eine sorgfältige Einhaltung des hier beschriebenen Injektionsverfahrens unerlässlich, um ein extrakranielles Tumorwachstum zu verhindern.

Mäuse, denen Hirntumorzellen injiziert wurden, sollten täglich auf Anzeichen von Tumorwachstum wie Krampfanfälle, Ataxie oder Gewichtsverlust überwacht werden. Das Wachstum von Hirntumoren kann auch durch MRT-Untersuchungen in regelmäßigen Abständen überwacht werden. Wöchentliche MRT-Scans ermöglichen die Visualisierung der zunehmenden Tumorlast im Gehirn und der Tumorvolumenmessungen (Abbildung 1C). Insbesondere TRP-Tumoren weisen ein aggressives Wachstum auf, und 3D-Tumorvolumina...

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Translational Orthotopic Models of Glioblastoma Multiforme

In dieser Arbeit beschreiben wir ein präklinisches orthotopes Mausmodell für GBM, das durch intrakranielle Injektion von Zellen aus gentechnisch veränderten Mausmodelltumoren etabliert wurde. Dieses Modell zeigt die Krankheitsmerkmale des humanen GBM. Für translationale Studien wird der Hirntumor der Maus mittels In-vivo-MRT und Histopathologie verfolgt.

Translationale orthotope Modelle des Glioblastoma multiforme

Genetically engineered mouse (GEM) models for human glioblastoma multiforme (GBM) are critical to understanding the development and progression of brain ...

Wir beschreiben die optimale Technik für die intrakranielle Injektion von GEM-abgeleiteten Glioblastomzellen in ein immunkompetentes Mausgehirn, was zu Tumoren führt, die Schlüsselmerkmale des humanen Glioblastoms rekapitulieren. Diese Technik zur orthotopen Injektion von GEM-abgeleiteten TRP-Zellen liefert hochgradig reproduzierbare, skalierbare und konsistente Ergebnisse für Tumore, die ihren Ursprung im Kortex haben, aber die Invasivität von GEM-Tumoren beibehalten. Glioblastom-Hirntumoren der Maus zeigen ein aggressives Wachstum und dringen in das umgebende Hirnparenchym ein.Daher kann es zur Evaluierung von Therapeutika verwendet werden, die die Tumorinfiltration und -migration bei Patienten unterdrücken können. Dieses Protokoll kann für andere Hirntumormodelle, Viren, Therapeutika angepasst oder für die Injektion in verschiedene Gehirnregionen mit Anpassung der stereotaktischen Koordinaten angepasst werden. Devon Atkinson, ein wissenschaftlicher Mitarbeiter aus meinem Labor, demonstriert das Verfahren.Platzieren Sie zunächst Oberflächenprotektoren unter dem stereotaktischen Gerät und auf der Arbeitsfläche. Verbinden Sie den Vinylschlauch des Anästhesiegeräts mit dem Eingang der Gasanästhesieplattform des stereotaktischen Geräts und einen weiteren Schlauch mit seinem Ausgang. Schließen Sie die Digitalanzeige an eine Stromquelle und das Gerät an.Befestigen Sie als Nächstes die Mikropumpe am Manipulatorarm des Geräts, nachdem Sie die Mikropumpensteuerung an die Stromquelle angeschlossen haben. Stellen Sie die Mikropumpe auf 5,6 Nanoliter pro Sekunde ein. Schließen Sie das Mausheizkissen an den Temperaturregler und an eine Stromquelle an.Füllen Sie eine 30-Gauge-Präzisionsspritze mit einer Methylmethylcellulose-Zellmischung zurück, indem Sie Blasen vermeiden. Setzen Sie nach dem Einsetzen des Kolbens die Nadel ein und drücken Sie den Kolben, bis die geladene Zellmischung durch die Nadel fällt. Reinigen Sie die Nadel mit einem Zubereitungspad mit 70%igem Alkohol.Sobald die Präzisionsspritze an der Mikropumpe befestigt ist, drehen Sie den Manipulatorarm vom Tisch weg, bevor Sie die Maus platzieren, um ein Verschieben der Spritzennadel zu verhindern. Übertragen Sie die betäubte Maus auf das stereotaktische Instrument und befestigen Sie sie am Nasenkegel, indem Sie die oberen Zähne auf die Nasenkonusstütze legen. Nachdem Sie den Nasenkegel mit einem Knopf festgezogen haben, kneifen Sie einen Zeh zusammen, um die Reflexe zu überprüfen und eine ordnungsgemäße Anästhesie zu gewährleisten.Setzen Sie dann die Ohrbügel ein und ziehen Sie den Knopf fest, um den Kopf zu sichern. Tragen Sie Augensalbe auf, um die Augen unter betäubten Bedingungen zu befeuchten. Injizieren Sie das Analgetikum Buprenorphin SR subkutan und platzieren Sie eine rektale Maussonde, um die Innentemperatur zu überwachen.Sterilisieren Sie das Operationsfeld mit nach außen gerichteten Kreisen und wechseln Sie dreimal zwischen einem chirurgischen Peeling und Ethanol. Ziehen Sie die straffe Haut mit einer Pinzette ab und machen Sie mit einer Skalpellklinge einen etwa 1 Zentimeter langen Schnitt zwischen den Augen. Für die Zellinjektion geben Sie den Manipulatorarm mit der an der Maus befestigten Spritze zurück.Nachdem Sie die Noppen festgezogen haben, bewegen Sie die Spritze mit den X- und Y-Noppen in der horizontalen Ebene und montieren Sie sie über dem Bregma. Senken Sie die Nadel mit dem Z-Knopf ab, um die Bregma-Position zu bestätigen, und stellen Sie die digitale Anzeigekonsole auf Null. Bewegen Sie dann die Nadel mit den X- und Y-Knöpfen und der entsprechenden digitalen Anzeige in die gewünschte Position, wie im Manuskript beschrieben, und bewegen Sie die Nadel mit dem Z-Knopf an die Oberfläche des Schädels.Stechen Sie ein Loch in den Schädel mit einer 1-Milliliter-Spritze und einer angebrachten 25-Gauge-Nadel. Drehen Sie den Manipulatorarm vorsichtig zur Seite, während Sie die Abschrägung der Nadel in Richtung der 30-Gauge-Präzisionsspritze führen. Sobald der Manipulatorarm mit der geladenen Präzisionsspritzennadel über dem Loch positioniert ist, richten Sie die Nadelspitze am Loch aus und senken Sie die Nadel mit dem Z-Knopf in die Dura des Gehirns.Nachdem Sie die digitale Anzeigekonsole auf Null gestellt haben, senken Sie die Nadel mit dem Z-Knopf um 1 Millimeter ab und warten Sie eine Minute. Sobald die Tiefe von 2 Millimetern erreicht ist, stoppen Sie die Mikropumpe und stellen Sie sicher, dass die Pumpe stoppt, wenn 2 Mikroliter Zellsuspension injiziert wurden. Um die Nadel aus dem Schädel zu entfernen, heben Sie sie um einen Millimeter an und warten Sie eine Minute.Nehmen Sie zum Wundverschluss mit dem hölzernen Ende eines Applikators mit Wattespitze ein Stück Knochenwachs und formen Sie es zu einem Kegel. Nachdem Sie das Wachs in die Öffnung im Schädel gegeben haben, schieben Sie es in das Loch. Verwenden Sie die perlensterilisierte Pinzette, um das restliche Wachs auf dem Schädel zu schmelzen.Sobald es glatt wird, geben Sie zwei Tropfen betäubende Bupivacain-Lösung in den Einschnitt und ziehen Sie die Hautränder mit einer Pinzette zusammen. Nachdem Sie die Haut mit einem oder zwei Wundklammern strafft haben, schließen Sie die Haut, legen Sie die Maus in einen sauberen Auffangkäfig auf einem Heizkissen in einem zugfreien Bereich und beobachten Sie die Maus genau. Wöchentliche MRT-Scans zeigten eine zunehmende Tumorlast im Gehirn und Tumorvolumenmessungen.Die MRT-Tumorvolumenmessung ergab auch nach der Bestrahlung keine Unterdrückung des Tumorwachstums und das Überleben der behandelten Mäuse war nicht erhöht. Die GBM-Tumoren in syngenen Modellen schienen aggressiv gewachsen zu sein und durchbrachen den Schädel am terminalen Endpunkt. Wenn in der Bildgebung nach der Zellimplantation ein extrakranielles Wachstum beobachtet wird, deutet dies auf eine Zellleckage während des Injektionsprozesses hin, und beim Herausziehen der Injektionsnadel ist mehr Vorsicht geboten.Die Histopathologie von orthotopen TRP-GBM-Tumoren bestätigte das Vorliegen eines Astrozytoms Grad 4, einschließlich der Rekapitulation der charakteristischen Merkmale bei Tumoren wie Pseudopalisading und Nekrose. Seien Sie präzise, wenn Sie den Nullpunkt bei bregma einstellen, um sicherzustellen, dass die Zellinjektionskoordinaten korrekt sind. Das Absenken und Anheben der Nadel im Gehirn muss langsam erfolgen, um Trauma und Rückfluss zu vermeiden.Nach der Injektion von Tumorzellen können wöchentliche MRT-Scans verwendet werden, um die Ausgangsgröße des Tumors vor Beginn der Behandlung zu bestimmen und die sich ändernde Tumorlast im Gehirn sichtbar zu machen.

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Coculture Assays to Study Macrophage and Microglia Stimulation of Glioblastoma Invasion

Cokultur Assays zur Untersuchung Makrophagen und Mikroglia Stimulation von Glioblastom-Invasion

Glioblastoma multiforme (grade IV glioma) is a very aggressive human cancer with a median survival of 1 year post diagnosis. Despite the increased ...

Forschung

Krebsforschung

Fluorescent Orthotopic Mouse Model of Pancreatic Cancer

Fluoreszierende orthotopen Mausmodell des Bauchspeicheldrüsenkrebs

Pancreatic cancer remains one of the cancers for which survival has not improved substantially in the last few decades. Only 7% of diagnosed patients will ...

Fluorescence Molecular Tomography for In Vivo Imaging of Glioblastoma Xenografts

Fluorescence Molecular Tomography for In Vivo Imaging of Glioblastoma Xenografts

Fluoreszenz Molekulare Computertomographie für die In-Vivo Bildgebung des Glioblastoms Xenotransplantate

Tumorigenicity is the capability of cancer cells to form a tumor mass. A widely used approach to determine if the cells are tumorigenic is by injecting ...

The Clinical Application of Tumor Treating Fields Therapy in Glioblastoma

Die klinische Anwendung des Tumors, die Behandlung von Feldern Therapie bei Glioblastom

Glioblastoma is the most common and lethal form of brain cancer, with a median survival of 15 months after diagnosis and a 5 year survival rate of only 5% ...

Patient-derived Orthotopic Xenograft Models for Human Urothelial Cell Carcinoma and Colorectal Cancer Tumor Growth and Spontaneous Metastasis

Patientenabgeleitete orthotopische Xenograft-Modelle für humanes Urotheliale Zellkarzinom und Kolorektalkrebs-Tumorwachstum und spontane Metastasierung

Cancer patients have poor prognoses when lymph node (LN) involvement is present in both high-grade urothelial cell carcinoma (HG-UCC) of the bladder and ...

A 3D Spheroid Model for Glioblastoma

Ein 3D Spheroid Modell für Glioblastom

Two-dimensional (2D) cell cultures do not mimic in vivo tumor growth satisfactorily. Therefore, three-dimensional (3D) culture spheroid models were ...

Orthotopic Transplantation of Breast Tumors as Preclinical Models for Breast Cancer

Orthotope Transplantation von Brusttumoren als präklinische Modelle für Brustkrebs

Preclinical models that faithfully recapitulate tumor heterogeneity and therapeutic response are critical for translational breast cancer research. ...

The Establishment and Utilization of Patient Derived Xenograft Models of Central Nervous System Metastasis

Die Etablierung und Nutzung von patientenabgeleiteten Xenograft-Modellen der Metastasierung des Zentralnervensystems

The development of novel therapies for central nervous system (CNS) metastasis has been hindered by the lack of preclinical models that accurately ...

Intratibial Osteosarcoma Cell Injection to Generate Orthotopic Osteosarcoma and Lung Metastasis Mouse Models

Intratibiale Osteosarkom-Zellinjektion zur Erzeugung orthotoper Osteosarkom- und Lungenmetastasen-Mausmodelle

Osteosarcoma is the most common primary bone cancer in children and adolescents, with lungs as the most common metastatic site. The five-year survival ...

Syngeneic Mouse Orthotopic Allografts to Model Pancreatic Cancer

Syngene orthotope Allotransplantate der Maus zur Modellierung von Bauchspeicheldrüsenkrebs

Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) is a very complex disease characterized by a heterogeneous tumor microenvironment made up of a diverse stroma, ...