Name: scalable, flexible, and cost-effective seedling grafting
Uploaded: 2023-01-06T13:20:00
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Gracias a Javier Brumos por la formación inicial y la orientación en el injerto de plántulas de Arabidopsis .

1. Preparación del dispositivo
<ol><li>Haga el dispositivo de injerto de silicona fundiendo una solución de elastómero de silicona en una placa de Petri cuadrada (100 mm x 100 mm). Prepare 15 ml de la solución de elastómero, siguiendo las instrucciones del fabricante. NOTA: Los kits de elastómero de silicona generalmente incluyen un líquido a base de silicona y un agente de curado, que cuando se mezclan permiten que la silicona se solidifique.</li>
	<li>Prepare la placa de Petri cuadrada colo...

<ol>
	<li>Mudge, K., Janick, J., Scofield, S., Goldschmidt, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+history+of+grafting.">A history of grafting.</a> Horticultural Reviews. 35, 437-493 (2009).</li><li>Holbrook, N. M., Shashidhar, V. R., James, R. 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R., Frank, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Connecting+the+pieces:+uncovering+the+molecular+basis+for+long-distance+communication+through+plant+grafting.">Connecting the pieces: uncovering the molecular basis for long-distance communication through plant grafting.</a> New Phytologist. 223 (2), 582-589 (2019).</li><li>Takahashi, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+small+peptide+modulates+stomatal+control+via+abscisic+acid+in+long-distance+signalling.">A small peptide modulates stomatal control via abscisic acid in long-distance signalling.</a> Nature. 556 (7700), 235-238 (2018).</li><li>Brumos, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Local+auxin+biosynthesis+is+a+key+regulator+of+plant+development.">Local auxin biosynthesis is a key regulator of plant development.</a> Developmental Cell. 47 (3), 306-318 (2018).</li><li>Corbesier, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FT+protein+movement+contributes+to+long-distance+signaling+in+floral+induction+of+Arabidopsis.">FT protein movement contributes to long-distance signaling in floral induction of Arabidopsis.</a> Science. 316 (5827), 1030-1033 (2007).</li><li>Yin, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Graft-union+development:+A+delicate+process+that+involves+cell-cell+communication+between+scion+and+stock+for+local+auxin+accumulation.">Graft-union development: A delicate process that involves cell-cell communication between scion and stock for local auxin accumulation.</a> Journal of Experimental Botany. 63 (11), 4219-4232 (2012).</li><li>Turnbull, C. G. N., Booker, J. P., Leyser, H. M. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micrografting+techniques+for+testing+long-distance+signalling.">Micrografting techniques for testing long-distance signalling.</a> The Plant Journal. 32 (2), 255-262 (2002).</li><li>Marsch-Mart&#237;nez, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+efficient+flat-surface+collar-free+grafting+method+for+Arabidopsis+thaliana+seedlings.">An efficient flat-surface collar-free grafting method for Arabidopsis thaliana seedlings.</a> Plant Methods. 9 (1), 14 (2013).</li><li>Tsutsui, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micrografting+device+for+testing+systemic+signaling+in+Arabidopsis.">Micrografting device for testing systemic signaling in Arabidopsis.</a> The Plant Journal. 103 (2), 918-929 (2020).</li><li>Xia, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elucidation+of+the+mechanisms+of+long-distance+mRNA+movement+in+a+Nicotiana+benthamiana/tomato+heterograft+system.">Elucidation of the mechanisms of long-distance mRNA movement in a Nicotiana benthamiana/tomato heterograft system.</a> Plant Physiology. 177 (2), 745-758 (2018).</li><li>Li, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Unidirectional+movement+of+small+RNAs+from+shoots+to+roots+in+interspecific+heterografts.">Unidirectional movement of small RNAs from shoots to roots in interspecific heterografts.</a> Nature Plants. 7 (1), 50-59 (2021).</li><li>Ragni, L., Hardtke, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small+but+thick+enough-the+Arabidopsis+hypocotyl+as+a+model+to+study+secondary+growth.">Small but thick enough-the Arabidopsis hypocotyl as a model to study secondary growth.</a> Physiologia Plantarum. 151 (2), 164-171 (2014).</li><li>Chen, I. -. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+chemical+genetics+approach+reveals+a+role+of+brassinolide+and+cellulose+synthase+in+hypocotyl+elongation+of+etiolated+Arabidopsis+seedlings.">A chemical genetics approach reveals a role of brassinolide and cellulose synthase in hypocotyl elongation of etiolated Arabidopsis seedlings.</a> Plant Science. 209, 46-57 (2013).</li><li>An, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coordinated+regulation+of+apical+hook+development+by+gibberellins+and+ethylene+in+etiolated+Arabidopsis+seedlings.">Coordinated regulation of apical hook development by gibberellins and ethylene in etiolated Arabidopsis seedlings.</a> Cell Research. 22 (5), 915-927 (2012).</li><li>Vandenbussche, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ethylene-induced+Arabidopsis+hypocotyl+elongation+is+dependent+on+but+not+mediated+by+gibberellins.">Ethylene-induced Arabidopsis hypocotyl elongation is dependent on but not mediated by gibberellins.</a> Journal of Experimental Botany. 58 (15-16), 4269-4281 (2007).</li><li>Vandenbussche, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Arabidopsis+mutant+alh1+illustrates+a+cross+talk+between+ethylene+and+auxin.">The Arabidopsis mutant alh1 illustrates a cross talk between ethylene and auxin.</a> Plant Physiology. 131 (3), 1228-1238 (2003).</li><li>Deslauriers, S. D., Larsen, P. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FERONIA+is+a+key+modulator+of+brassinosteroid+and+ethylene+responsiveness+in+arabidopsis+hypocotyls.">FERONIA is a key modulator of brassinosteroid and ethylene responsiveness in arabidopsis hypocotyls.</a> Molecular Plant. 3 (3), 626-640 (2010).</li></ol>

Resumen y significado La formación de una unión de injerto es crucial para el injerto exitoso, que requiere un contacto directo y sin interrupciones entre el portainjerto y el vástago. El tamaño en miniatura y la fragilidad de las plántulas de plantas pequeñas como Arabidopsis hacen que sea técnicamente difícil cumplir con este requisito. Una técnica desarrollada en los primeros métodos de injerto de plántulas de Arabidopsis fue insertar tanto el vástago como el portainje...

El injerto es una antigua técnica hortícola que se convirtió en una práctica agrícola establecida por 500 BCE1. El injerto de diferentes variedades de plantas de cultivo para mejorar los rendimientos fue el primer uso de esta técnica, y continúa siendo utilizado para este propósito hoy en día. En la última década, el injerto ha atraído una cantidad creciente de atención como una herramienta para que los biólogos moleculares estudien la señalización a larga distancia en plantas 2,3,4,5. Si bien injertar plantas adultas es relativamente fácil, injertar plantas poco después de la germinación es un desafío. A pesar de esto, a veces se requiere evaluar los efectos de la señalización a larga distancia en procesos como el desarrollo de las plantas, las respuestas ambientales y la floración 6,7,8.
Arabidopsis thaliana se ha establecido como el organismo modelo en biología vegetal por muchas razones, incluyendo su tamaño relativamente pequeño, lo que hace que sea fácil de cultivar dentro de un laboratorio. Sin embargo, el pequeño tamaño y la fragilidad de las plántulas de Arabidopsis hacen que el injerto de plántulas jóvenes sea muy difícil. En muchos casos, se requiere una amplia capacitación práctica para obtener con éxito los injertos de plántulas. Ha habido muchas mejoras metodológicas a lo largo de los años que han identificado condiciones ideales de crecimiento y nuevas técnicas para aumentar la tasa de éxito del injerto de plántulas 9,10,11. La herramienta más reciente introducida fue un chip de injerto de plántulas de Arabidopsis, que permite incluso a los usuarios inexpertos alcanzar niveles aceptables de éxito del injerto12. Si bien este avance ha reducido significativamente la barrera técnica del injerto de plántulas, el dispositivo de chip es costoso y la cantidad de injertos que se pueden realizar en paralelo rápidamente se vuelve prohibitiva.
Además, este dispositivo solo se puede usar para plántulas de Arabidopsis que tienen dimensiones de hipocótilo similares a las plántulas de tipo silvestre. Si bien Arabidopsis es la especie clave en el mundo de la genética molecular de plantas, se han realizado trabajos recientes en otras especies utilizando injertos de plántulas. Los ejemplos incluyen el injerto de soja y frijol común, tabaco a tomate y canola a Arabidopsis, y posteriormente muestreo de ambos tejidos para pequeños ARN13,14. Por lo tanto, un método de injerto que sea accesible para la mayoría de los laboratorios y que pueda adaptarse fácilmente a una amplia gama de especies de plantas sin ningún cambio importante en la técnica es altamente deseable.
Este protocolo detalla un método que emplea la producción interna de un dispositivo de injerto simple que permite la personalización completa del diámetro y la longitud del canal de injerto para acomodar cualquier morfología de plántula en la mayoría de las especies de plantas. La producción de estos dispositivos es muy asequible y altamente escalable, ya que los únicos componentes necesarios son elastómero de silicona, cableado o tubería del tamaño correcto, una cuchilla de alta precisión y un contenedor para servir como molde. Siguiendo el protocolo de injerto detallado aquí, los usuarios pueden lograr tasas de injerto exitosas del 45% (n = 105), comparables con los resultados de injerto informados anteriormente10,12.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>15 mL conical tubes</td>
			<td>VWR International Inc</td>
			<td>10026-076</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ACETONE (HPLC &#38; ACS Certified Solvent) 4 L</td>
			<td>VWR</td>
			<td>BJAH010-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BactoAgar</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>A1296-500g</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dow SYLGARD 184 Silicone Encapsulant Clear 0.5 kg Kit</td>
			<td>Dow</td>
			<td>2646340</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-Sucrose (Molecular Biology), 1 kg</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP220-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eppendorf Snap-Cap Microcentrifuge Flex-Tube Tubes (1.5 mL), pack of 500</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>20901-551 / 05-402</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand High Precision #4 Style Scalpel Handle</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>12-000-164</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Lead-Free Autoclave Tape</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>15-901-111</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand square petri dishes</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>FB0875711A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leica Zoom 2000 Stereo Microscope</td>
			<td>Microscope Central</td>
			<td>L-Z2000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropore Tape</td>
			<td>3M</td>
			<td>B0082A9FEM</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Murashige and Skoog Basal Medium</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M5519-10L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>16-101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>potassium hydroxide</td>
			<td>VWR International Inc</td>
			<td>AA13451-36</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Redi-earth Plug and Seedling Mix</td>
			<td>Sun Gro Horticulture</td>
			<td>SUN239274728CFLP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scotts Osmocote Plus</td>
			<td>Hummert International</td>
			<td>7630600</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Design No. 22 Carbon Scalpel Blade</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-079-697</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tween 20, 500 mL</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP337500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TWEEZER DUMONT STYL55 DUMOXEL POLS 110 MM</td>
			<td>VWR</td>
			<td>102091-580</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

scalable, flexible, and cost-effective seedling grafting

El injerto de plántulas en etapa temprana se ha convertido en una herramienta popular en genética molecular para estudiar las relaciones raíz-brote dentro de las plantas. El injerto de plántulas en etapa temprana de la pequeña planta modelo, Arabidopsis thaliana, es técnicamente desafiante y requiere mucho tiempo debido al tamaño y la fragilidad de sus plántulas. Una creciente colección de métodos publicados describe esta técnica con diferentes tasas de éxito, dificultad y costos asociados. Este documento describe un procedimiento simple para hacer un dispositivo de injerto reutilizable interno utilizando mezcla de elastómero de silicona, y cómo usar este dispositivo para el injerto de plántulas. En el momento de esta publicación, cada dispositivo de injerto reutilizable cuesta solo $ 0.47 en materiales consumibles para producir. Usando este método, los principiantes pueden tener sus primeras plántulas injertadas con éxito en menos de 3 semanas de principio a fin. Este procedimiento altamente accesible permitirá a los laboratorios de genética molecular de plantas establecer el injerto de plántulas como una parte normal de su proceso experimental. Debido al control total que los usuarios tienen en la creación y diseño de estos dispositivos de injerto, esta técnica podría ajustarse fácilmente para su uso en plantas más grandes, como el tomate o el tabaco, si se desea.

Se probaron varios aspectos del diseño de la tira de injerto para identificar las condiciones óptimas de injerto que requerían la menor cantidad de habilidad técnica (Tabla 1). Todos los ensayos de injerto se completaron en medio MS de sacarosa al 0,5%, que se ha informado previamente como un medio de injerto ideal11,12.
El crecimiento óptimo de las plántulas no se puede lograr con la germinación en la t...

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Scalable, Flexible, and Cost-Effective Seedling Grafting

Este protocolo describe un método robusto de injerto de plántulas que no requiere experiencia previa o capacitación y puede ejecutarse a un costo muy bajo utilizando materiales fácilmente accesibles en la mayoría de los laboratorios de biología molecular.

Injerto de plántulas escalable, flexible y rentable

Early-stage seedling grafting has become a popular tool in molecular genetics to study root-shoot relationships within plants. Grafting early-stage ...

El injerto de siembra en etapa temprana es una herramienta poderosa para establecer la señalización de larga distancia en las plantas. Esperamos que este método ayude en la adopción exitosa del injerto de siembra sin capacitación práctica. Comience preparando la placa de Petri cuadrada, que mide 100x100 milímetros para fundir el elastómero de silicona.Tome alambre de calibre 29 en lazos retorcidos después de quitar el recubrimiento exterior de papel en el alambre con acetona. Y enderezar completamente el cable haciéndolo rodar sobre una superficie dura y uniforme con un objeto plano pesado, como un estante de tubos de metal. Luego, coloque cuatro piezas de alambres enderezados equidistantes entre sí en la placa de Petri cuadrada, asegurándose de que los cables queden planos en el fondo del plato.Vierta la solución de elastómero de silicio mixto sobre los cables de la placa de Petri y coloque la tapa sobre el plato. Después de dejar que la silicona se cure durante 24 a 48 horas a temperatura ambiente, retire la lámina de silicona de la placa de Petri con pinzas limpias y muévala a una superficie limpia y plana. Retire los cables de la lámina de silicona.Para asegurarse de que los canales estén abiertos en un lado, use pinzas de punta fina para eliminar la capa delgada de silicona que bloquea el lado abierto de los canales. Corte la lámina de silicona perpendicular a los canales en tiras de tres milímetros con tijeras limpias. Coloque cada tira en un sobre de papel de aluminio y séllela con cinta de autoclave.Autoclave las tiras a 121 grados centígrados durante al menos 30 minutos antes de almacenarlas hasta que sea necesario. Para esterilizar y vernalizar las semillas, tome un mililitro de solución de lejía al 50% que contenga 0,1% Tween 20 en un tubo de microcentrífuga de 1,5 mililitros y suspenda hasta 100 semillas de arabidopsis en él. Incubar la suspensión de semillas a temperatura ambiente durante cinco a 10 minutos.Después de la incubación, aspirar o pipetear la solución de lejía en condiciones estériles. Enjuague las semillas con un mililitro de agua destilada esterilizada. Asegúrese de invertir los tubos adecuadamente mientras enjuaga las semillas.Para eliminar cualquier solución de lejía que quede en la parte superior del tubo, repita el enjuague cuatro veces. Deje aproximadamente 250 microlitros de agua con las semillas en el tubo y almacene las semillas en la oscuridad a cuatro grados centígrados durante tres días. Luego, antes de emplatar las semillas, coloque las tiras estériles en la superficie de la placa de MS preparada para guiar la alineación de la semilla con los canales en las tiras.Luego, trabajando en condiciones estériles, use una punta de pipeta de 20 microlitros para aspirar y transferir el número apropiado de semillas preparadas al plato. Una vez que las semillas estén emplatadas, retire las tiras estériles. Cubra el plato.Y selle uno de los lados de la placa paralelo a las filas de semillas con parafilm. Envuelva cinta transpirable en la parte superior del parafilm y alrededor de todos los demás bordes de la placa para permitir el intercambio de aire durante la incubación. Oriente cuidadosamente dos placas verticalmente con sus lados sellados con parafilm hacia abajo.Sepárelos en la parte inferior colocando horizontalmente un tubo de centrífuga de 15 mililitros en el medio, mientras los asegura juntos en la parte superior con una banda elástica. Asegúrese de que las superficies de la placa formen un ángulo de 100 a 110 con la superficie de sobremesa. Almacene las placas en esta orientación durante 72 horas en total oscuridad a 21 grados centígrados para permitir que los hipocótilos de las plántulas crezcan unos cinco milímetros de longitud.Después de lo cual, retire la configuración de la oscuridad y manténgala bajo un ciclo de luz de 16 horas y ocho horas de oscuridad durante dos a cuatro días a la misma temperatura antes del injerto. Injertar las plántulas entre cinco y siete días después de haber sido plateadas. Coloque una tira de injerto sobre las plántulas, encajando sus hipocótilos en los canales.Coloque suavemente la plántula, de modo que la unión raíz-hipocótilo permanezca en la parte inferior de la tira de silicona para preparar la plántula para el corte. Trabajando en una campana estéril con la ayuda de un endoscopio de disección, prepare los vástagos para el injerto. Usando una hoja de bisturí fresco, haga un corte recto, limpio y perpendicular a través del hipocótilo.Evite presionar hacia abajo y empujar la plántula hacia el agar. A continuación, retire el conducto y mantenga la parte cortada del conducto hidratada asegurando el contacto con la superficie del medio. Alternativamente, el conducto se puede mover a una placa de Petri llena de agua destilada estéril.Para preparar los portainjertos, agarre cuidadosamente la raíz dentro del espacio entre las pinzas cerradas y gire suavemente para tirar de ella, dejando la sección cortada de los portainjertos en el medio de la tira. Luego, levante suavemente el conducto deseado con las pinzas de punta fina e insértelo en la parte superior del canal. Visualmente, confirme el contacto entre el vástago y el portainjerto para obtener un injerto exitoso.Después de que se hayan hecho todos los injertos, envuelva las placas con parafilm y cinta transpirable, y coloque las placas de la misma manera que se demostró anteriormente sin alterar las plántulas o las tiras de silicona. Mueva cuidadosamente las placas a una cámara de crecimiento establecida a 26 grados centígrados con un ciclo de luz de 16 horas y un ciclo de oscuridad de ocho horas. Después de siete a 10 días, evalúe las plántulas injertadas en condiciones estériles mediante el uso de fórceps para despegar cuidadosamente la tira de silicona de un lado y liberar las plántulas de los canales.Retire cualquier raíz adventicia que crezca del vástago cortándolas con una cuchilla de bisturí fresco o aplastándolas con pinzas de punta fina. Una vez más, evalúe visualmente si el portainjerto se ha unido firmemente al vástago formando un injerto exitoso. Mueva los injertos exitosos al suelo de propagación de plántulas y cubra el suelo con plástico transparente durante unos días mientras las plántulas se establecen.Permita que las plantas crezcan bajo los ciclos de luz y oscuridad mencionados anteriormente a 21 grados centígrados. Los ensayos de injerto para determinar el protocolo de injerto óptimo revelaron una tasa de éxito general del injerto del 25% cuando las semillas germinaron directamente en las tiras de silicona con canales cerrados. La reorientación de las semillas para mantener los cotiledones de los embriones y el radical apuntando hacia abajo durante la germinación aumentó ligeramente la eficiencia del injerto al 33%Al eliminar el cierre de silicona en los canales para permitir el contacto entre la semilla y el medio de crecimiento, el 85% de las plántulas germinaron con éxito.Sin embargo, la tasa de éxito del injerto se mantuvo en el 31%, lo que indica que no se pudo lograr un crecimiento óptimo de las plántulas con la germinación en la tira. Curiosamente, el protocolo demostrado en el que las plántulas se cultivaron verticalmente en la placa de injerto antes de insertarse en los canales abiertos en las tiras produjo una tasa de éxito general de injerto del 48% durante los dos primeros ensayos. Teniendo en cuenta la menor tasa de éxito del tercer ensayo y el ensayo relativamente pequeño, que puede atribuirse a ligeras variaciones en los sitios de injerto, se encontró que el éxito general del injerto fue del 45%Esto es comparable con el método en el que las plántulas se cultivaron en placas horizontales, se cortaron sobre una superficie sólida y se insertaron en tiras de injerto.Sin embargo, el protocolo demostrado consume comparativamente menos tiempo. Con este protocolo, los laboratorios nuevos en el injerto de plántulas pueden crear rápidamente un gran número de dispositivos de soporte de injerto al tiempo que pueden personalizar el dispositivo para satisfacer sus necesidades específicas fácilmente.

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