Name: determination of the mating efficiency of haploids in saccharomyces cerevisiae
Uploaded: 2022-12-02T14:00:00
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Questo lavoro è stato finanziato da una sovvenzione DBT / Wellcome Trust (India Alliance) (IA / S / 19/2 / 504632) a S.S. P.N. è un ricercatore supportato da una sovvenzione DBT / Wellcome Trust (India Alliance) (IA / S / 19/2 / 504632). A.M. è supportato dal Council of Scientific and Industrial Research (CSIR), Government of India, come Senior Research Fellow (09/087(0873)/2017-EMR-I). Gli autori ringraziano Paike Jayadeva Bhat per le discussioni.

NOTA: Il protocollo prevede in generale le seguenti fasi: (1) rattoppare gli aploidi nelle griglie di efficienza di accoppiamento su una piastra YPD, (2) mescolare gli aploidi in numero uguale dopo 24 ore di incubazione e dare agli aploidi misti alcune ore per accoppiarsi (7 ore in questo studio), (3) placcare le cellule miste su YPD per isolare singole colonie dopo 7 ore a 30 °C, e infine, (4) determinare il numero di diploidi formati utilizzando i marcatori auxotrofi. Questi passaggi sono discussi in dettaglio di seg...

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La quantificazione dell'efficienza di accoppiamento in S. cerevisiae è essenziale per effettuare studi relativi ai geni coinvolti nelle vie di accoppiamento o studiare l'influenza dell'ambiente esterno sul comportamento di accoppiamento. Negli ultimi due decenni, S. cerevisiae è diventato anche un modello popolare per affrontare le questioni relative alla speciazione14,36,37,38</s...

Saccharomyces cerevisiae, comunemente chiamato lievito in erba, è un eucariota unicellulare. Ha due tipi di accoppiamento, uno e α, e presenta cicli riproduttivi sia asessuati che sessuali. I tipi di accoppiamento a e α sono aploidi e possono dividersi mitoticamente in assenza dell'altro tipo di accoppiamento nell'ambiente circostante, che rappresenta il ciclo asessuato del lievito. Quando i due tipi di accoppiamento sono nelle immediate vicinanze, smettono di dividersi mitoticamente e si fondono per formare una cellula diploide. Il lievito diploide può dividersi mitoticamente quando sono presenti sostanze nutritive o subire meiosi in condizioni di carenza di azoto in presenza di una fonte di carbonio povera che non è fermentabile, come l'acetato1. Ciò si traduce nella formazione di spore, che rimangono dormienti fino a quando non ci sono condizioni di crescita favorevoli. Il ciclo vitale è completato quando queste spore germinano e i due tipi aploidi vengono rilasciati nel pool aploide 2,3 (Figura 1).

L'accoppiamento delle cellule di lievito comprende diverse fasi, come l'agglutinazione, la formazione di una proiezione di accoppiamento o "shmoo", seguita dalla fusione cellulare e nucleare 4,5. I due tipi di accoppiamento a e α producono rispettivamente un fattore a e un fattore α per avviare l'accoppiamento. Questi fattori sono feromoni polipeptidici che si legano ai recettori (Ste2 e Ste3) presenti sulla superficie cellulare dell'accoppiamento opposto di tipo5. Il legame dei feromoni ai recettori avvia la via di risposta ai feromoni, la via di trasduzione del segnale della proteina chinasi attivata da mitogeni (MAPK) 6,7,8. Ciò si traduce nell'arresto del ciclo cellulare nella fase G1, portando a una fase stazionaria metabolicamente attiva9. Le cellule quindi smettono di dividersi mitoticamente e le proteine necessarie per l'accoppiamento vengono sintetizzate. Poiché le cellule aploidi non possono muoversi l'una verso l'altra, una proiezione di accoppiamento o "shmoo" è diretta verso il partner di accoppiamento. Quando le cellule entrano in contatto, la parete cellulare viene degradata e il contenuto citoplasmatico si fonde, con conseguente accoppiamento per formare una cellula diploide10,11. L'efficienza di accoppiamento tra aploidi è stata utilizzata come misura della speciazione in ceppi evoluti in laboratorio, così come tra specie esistenti12.

Essendo un semplice organismo eucariotico, il lievito è il modello di scelta per un gran numero di domande di ricerca associate a organismi eucarioti complessi. Una di queste domande è associata alla speciazione e all'evoluzione delle barriere riproduttive13,14. Per gli organismi che si riproducono sessualmente, una specie è definita dal concetto di specie biologica (BSC) proposto da Ernst Mayr15. Secondo questo concetto, due individui di una popolazione appartengono a due specie diverse se non possono incrociarsi e sono isolati in modo riproduttivo. La rottura del ciclo riproduttivo sessuale (che comporta la fusione dei gameti per formare uno zigote, lo sviluppo dello zigote in una progenie e il raggiungimento della maturità sessuale nella progenie) porta all'isolamento riproduttivo. Come mostrato nella figura 1, il ciclo vitale di S. cerevisiae è paragonabile al ciclo riproduttivo sessuale: a) la fusione dei due tipi di accoppiamento a e α è simile alla fusione dei gameti negli organismi che si riproducono sessualmente; b) la capacità del diploide di subire una divisione mitotica è equivalente allo zigote che si sviluppa in progenie; e c) la sporulazione diploide è paragonabile al processo di gametogenesi14.

L'isolamento prezigotico si verifica quando si osserva l'accoppiamento assortitivo. Data un'uguale opportunità di accoppiarsi con due tipi geneticamente diversi, un tipo α si accoppia preferenzialmente con uno rispetto all'altro o viceversa14. Nel caso di esperimenti di evoluzione in cui gli aploidi si sono evoluti in ambienti diversi, la presenza di una barriera pre-accoppiamento può essere determinata eseguendo un test di accoppiamento. Una diminuzione dell'efficienza di accoppiamento rispetto all'antenato indica l'evoluzione di una barriera pre-accoppiamento. L'isolamento post-zigotico potrebbe insorgere a causa dell'incapacità del diploide di subire un'efficace divisione mitotica e/o sporulazione per formare spore aploidi14. Questi possono essere quantificati misurando rispettivamente il tasso di crescita dei diploidi e calcolando l'efficienza di sporulazione. Quindi, per studiare l'evoluzione delle barriere riproduttive, sono necessari metodi robusti per quantificare (a) l'efficienza di accoppiamento, (b) la crescita mitotica del diploide e (c) l'efficienza di sporulazione del diploide. In questo lavoro, viene riportato un metodo robusto per quantificare l'efficienza di accoppiamento dei ceppi di lievito.

Negli esperimenti di laboratorio, uno dei modi in cui è possibile rilevare il verificarsi dell'accoppiamento è utilizzando marcatori auxotrofi che completano le esigenze nutrizionali. Quando i due tipi di accoppiamento sono auxotrofi per due diversi amminoacidi, solo la cellula diploide formata dalla fusione dei due tipi di accoppiamento può crescere su un terreno carente di entrambi gli amminoacidi. Pertanto, i marcatori auxotrofi sono utili per rilevare l'accoppiamento sia qualitativamente che quantitativamente. Un test qualitativo sarà sufficiente per identificare il tipo di accoppiamento di un ceppo dopo la meiosi16. I test quantitativi sono essenziali quando si è interessati a identificare una riduzione dell'accoppiamento mentre si studiano i geni coinvolti nel percorso di accoppiamento17,18. Inoltre, con il lievito sempre più utilizzato negli studi di speciazione, è necessario un saggio di accoppiamento conveniente e riproducibile, poiché la quantificazione dell'efficienza di accoppiamento è una misura della barriera prezigotica.

L'efficienza di accoppiamento tra i due tipi di accoppiamento del lievito è stata quantificata in precedenza16,19,20. La maggior parte dei metodi precedentemente utilizzati sono simili nel loro design con alcune varianti 16,21,22,23,24,25. Alcuni di loro usano colture di fase logaritmica precoce, mentre alcuni altri usano colture di ceppi aploidi in fase intermedia. Ci sono variazioni nei rapporti in cui i due tipi di accoppiamento sono mescolati. Quasi tutti i protocolli utilizzano una membrana di nitrocellulosa. Le sospensioni di entrambi i tipi di accoppiamento prelevate da colture precedentemente coltivate vengono miscelate e filtrate su una membrana di nitrocellulosa posta su una piastra YPD. In una delle varianti del protocollo, la sospensione aploide viene applicata direttamente su una piastra YPD21. Negli esperimenti che si occupano dei geni coinvolti nella produzione di feromoni dei due tipi di accoppiamento, i feromoni vengono aggiunti esternamente mentre si effettuano le sospensioni dei due tipi di accoppiamento24.

Dopo l'incubazione per alcune ore (in genere circa 5 ore) dopo aver miscelato gli aploidi, le cellule vengono lavate via dalla membrana, diluite e placcate su terreni selettivi. In uno dei primi metodi riportati nel 1973, l'efficienza della formazione o dell'accoppiamento dello zigote è stata calcolata contando il numero di cellule gemmate, cellule non gemmate e coppie di accoppiamento al microscopio utilizzando un emocitometro26. Tuttavia, la maggior parte dei metodi riportati in seguito utilizza marcatori auxotrofi per distinguere aploidi e diploidi. L'efficienza di accoppiamento è calcolata come la percentuale di cellule diploidi rispetto al numero di cellule diploidi e aploidi nel pool cellulare 16,21,23.

Tuttavia, nonostante un certo numero di rapporti che utilizzano il lievito come organismo modello per studiare la speciazione, non esiste un protocollo standardizzato riportato in letteratura fino ad ora per calcolare l'efficienza dell'accoppiamento. Le celle nella fase logaritmica potrebbero non essere ideali per la quantificazione dell'efficienza di accoppiamento. Durante l'accoppiamento, il ciclo cellulare dei due aploidi viene arrestato e, quindi, le cellule durante l'accoppiamento non si dividono9. Poiché il ciclo cellulare è anche noto per essere arrestato in modo simile nelle cellule nella fase stazionaria27, l'uso di tali cellule può rendere il protocollo più riproducibile. Le cellule di fase stazionarie possono essere miscelate e disposte su piastre YPD (cioè un ambiente nutrizionalmente ricco) per l'accoppiamento. Le procedure convenzionali richiedono anche una membrana di nitrocellulosa e il lavaggio delle cellule, rendendo il processo ingombrante e soggetto a errori di gestione. Inoltre, i protocolli utilizzati fino ad oggi quantificano l'efficienza di accoppiamento in termini di un aploide. Tuttavia, quando si misura l'isolamento riproduttivo, l'efficienza di accoppiamento viene quantificata per una particolare combinazione di aploidi piuttosto che per un singolo aploide.

Per affrontare questi problemi, qui riportiamo un metodo robusto per la quantificazione dell'efficienza di accoppiamento nel lievito che è altamente riproducibile e facile da usare. Inoltre, questo metodo e i ceppi di lievito qui impiegati possono essere utilizzati anche in studi che esaminano l'effetto del flusso genico sull'evoluzione delle barriere di accoppiamento.

In questo studio sono stati utilizzati due diversi ceppi di S. cerevisiae. Uno dei ceppi deriva dal fondo SK1; questo è stato modificato nel nostro laboratorio aggiungendo i marcatori auxotrofi vicino al locus MAT. I genotipi risultanti degli aploidi sono riportati nella Tabella 128,29,30. Nel ceppo SK1, l'aploide a aveva il gene TRP1 inserito vicino al locus MAT, e l'aploide α aveva il gene LEU2 inserito vicino al locus MAT. Nel ceppo ScAM, i geni TRP1 e URA3 sono stati inseriti rispettivamente negli aploidi a e α. La posizione di inserimento era nella regione ARS del cromosoma III (Chr III: 197378..197609). Per il protocollo qui riportato, sarebbero sufficienti marcatori auxotrofi in qualsiasi punto del genoma. Tuttavia, avere i marcatori auxotrofi vicino al locus MAT significa che questi ceppi possono essere utilizzati anche per studi che esaminano l'effetto del flusso genico sulla speciazione31,32. I marcatori sono stati aggiunti vicino al locus MAT per impedire il rimescolamento dei marcatori a causa della ricombinazione. Quindi, questo protocollo può essere utilizzato per quantificare l'efficienza di accoppiamento negli studi che coinvolgono la speciazione e anche per identificare l'alterazione dell'efficienza di accoppiamento quando si studiano le proteine coinvolte nel percorso di accoppiamento.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Adenine</td>
			<td>Sigma Life Science</td>
			<td>A8626</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agar Powder regular grade for bacteriology</td>
			<td>SRL</td>
			<td>19661 (0140186)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ammonium Sulphate, Hi-AR</td>
			<td>HiMedia</td>
			<td>GRM1273</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-(+)-glucose</td>
			<td>Sigma Life Science</td>
			<td>G8270</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass Petri plates</td>
			<td>HiMedia</td>
			<td>PW008</td>
			<td>&#160;90 mm x 15 mm dimension</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Arginine</td>
			<td>Sigma Life Science</td>
			<td>A8094</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Aspartic acid</td>
			<td>Sigma Life Science</td>
			<td>A7219</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Histidine monochloride monohydrate</td>
			<td>Sigma Life Science</td>
			<td>H5659</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Isoleucine</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>I2752</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Leucine</td>
			<td>Sigma Life Science</td>
			<td>L8912</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Lysine</td>
			<td>Aldrich</td>
			<td>62840</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Methionine</td>
			<td>Sigma Life Science</td>
			<td>M5308</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Phenylalanine</td>
			<td>Sigma Life Science</td>
			<td>P5482</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Threonine</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>T8625</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Tyrosine</td>
			<td>Sigma Life Science</td>
			<td>T8566</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Valine</td>
			<td>Sigma Life Science</td>
			<td>V0513</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mating efficiency grid</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>1 cm x 1.5 cm rectangular grid drawn on the Petri plate</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microcentrifuge tubes</td>
			<td>Tarsons</td>
			<td>500010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peptone</td>
			<td>HiMedia</td>
			<td>RM001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Uracil</td>
			<td>Sigma Life Science</td>
			<td>U0750</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yeast Extract Powder</td>
			<td>HiMedia</td>
			<td>RM027</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yeast Nitrogen Base w/o Amino acids and Ammonium Sulphate</td>
			<td>BD Difco</td>
			<td>233520</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

determination of the mating efficiency of haploids in saccharomyces cerevisiae

Saccharomyces cerevisiae è un organismo modello ampiamente utilizzato in genetica, evoluzione e biologia molecolare. Negli ultimi anni, è diventato anche un organismo modello popolare per studiare i problemi legati alla speciazione. Il ciclo di vita del lievito coinvolge sia le fasi riproduttive asessuate che sessuali. La facilità di eseguire esperimenti di evoluzione e il breve tempo di generazione dell'organismo consentono lo studio dell'evoluzione delle barriere riproduttive. L'efficienza con cui i due tipi di accoppiamento (a e α) si accoppiano per formare il diploide a/α è indicata come efficienza di accoppiamento. Qualsiasi diminuzione dell'efficienza di accoppiamento tra aploidi indica una barriera pre-zigotica. Pertanto, per quantificare l'entità dell'isolamento riproduttivo tra due aploidi, è necessario un metodo robusto per quantificare l'efficienza di accoppiamento. A tal fine, viene presentato qui un protocollo semplice e altamente riproducibile. Il protocollo prevede quattro fasi principali, che includono la rattoppo degli aploidi su una piastra YPD, la miscelazione degli aploidi in numero uguale, la diluizione e la placcatura per singole colonie e, infine, il calcolo dell'efficienza in base al numero di colonie su una piastra drop-out. I marcatori auxotrofi sono impiegati per fare chiaramente la distinzione tra aploidi e diploidi.

Quantificazione dell'efficienza di accoppiamento dei due tipi di accoppiamento Il protocollo qui descritto è stato utilizzato per quantificare l'efficienza di accoppiamento tra due ceppi di lievito: tra SK1AM a e SK1AM α e tra ScAMa e ScAMα (Figura 3A). In questi esperimenti, l'accoppiamento tra i due aploidi è stato ripetuto almeno 12 volte. In ciascuna delle ripetizioni dell'esperimento, almeno 100...

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Determination of the Mating Efficiency of Haploids in Saccharomyces cerevisiae

In questo lavoro, viene descritto un metodo robusto per la quantificazione dell'efficienza di accoppiamento nel lievito Saccharomyces cerevisiae . Questo metodo è particolarmente utile per la quantificazione delle barriere prezigotiche negli studi di speciazione.

Determinazione dell'efficienza di accoppiamento degli aploidi in Saccharomyces cerevisiae

Saccharomyces cerevisiae is a widely used model organism in genetics, evolution, and molecular biology. In recent years, it has also become a popular ...

Questo protocollo è un metodo semplice per quantificare l'efficienza con cui diversi ceppi e specie di lievito si accoppiano tra loro. Il metodo proposto è semplice, robusto ed efficiente. Il metodo può essere esteso a qualsiasi ceppo di lievito.Il metodo descritto in questo studio può essere utilizzato per capire come avviene la speciazione nel lievito. Inoltre, i ceppi che descriviamo possono essere particolarmente utili per progettare esperimenti con il flusso genico. Il punto di forza del metodo è che è davvero semplice.Alcuni piccoli aggiustamenti come il tempo di incubazione potrebbero essere necessari a seconda del particolare ceppo utilizzato. Inizia a far rivivere gli aploidi A e Alpha dalle scorte congelate strisciando l'inoculo di lievito su un destrosio peptone estratto di lievito o piastra di agar YPD. Lasciarli crescere per 48 ore a 30 gradi Celsius per ottenere singole colonie.Dopo l'incubazione, inoculare singole colonie dalla piastra YPD e cinque millilitri di terreno YPD e incubare a 30 gradi Celsius per 48 ore con agitazione a 250 giri / min. Le cellule sono nella fase stazionaria di crescita dopo questo periodo di incubazione. Su una nuova piastra YPD, disegna la griglia dell'efficienza di accoppiamento come un rettangolo di 1 per 1,5 centimetri diviso in tre scatole, ciascuna con una dimensione di 1 per 0,5 centimetri.Inoculare cinque microlitri della coltura YPD dei due tipi di accoppiamento sui rettangoli più a sinistra e più a destra. Questo volume corrisponde a circa 5 volte 10 alla quinta cellula aploide in ogni sezione. Incubare le piastre per 24 ore a 30 gradi Celsius.Per mescolare un numero uguale di cellule di lievito, rimuovere circa 1/3 della crescita del lievito sviluppata nelle scatole esterne utilizzando uno stuzzicadenti sterile e risospendere le cellule rimosse in 20 microlitri di acqua in una fiala sterile da 1,5 millilitri. Segui questo per ogni aploide. Quindi, diluire cinque microlitri di questa sospensione in due millilitri di acqua e misurare la densità ottica utilizzando uno spettrofotometro a 600 nanometri.In base al valore della densità ottica e al numero di celle per millilitro a una densità ottica, aggiungere i volumi richiesti di entrambi gli aploidi in una fiala fresca e sterile da 1,5 millilitri. Mescolare bene con una pipetta. Il volume finale di questa sospensione è generalmente di circa sei-otto microlitri.Quindi, inoculare questa sospensione nella griglia centrale. Incubare la piastra a 30 gradi Celsius per sette ore, permettendo agli aploidi di accoppiarsi. Dopo sette ore di incubazione, raschiare le cellule dal rettangolo centrale usando uno stuzzicadenti o una punta di pipetta e diluire in due millilitri di acqua sterile.Effettuare ulteriori diluizioni e quindi distribuire la sospensione cellulare su agar YPD per ottenere singole colonie. Dopo la placcatura, incubare le piastre YPD a 30 gradi Celsius per 36-48 ore per sviluppare singole colonie. Assicurarsi che alcune centinaia di singole colonie siano ottenute da ogni esperimento di accoppiamento per lo screening per garantire la significatività statistica dei dati.Per identificare le colonie diploidi sulla piastra, trasferire le singole colonie striandole singolarmente su una piastra a doppio drop-out, priva degli amminoacidi per cui i ceppi sono auxotrofi. Incubare le piastre a 30 gradi Celsius per 48 ore e calcolare l'efficienza di accoppiamento, nu. La robustezza del protocollo ha permesso una facile differenziazione dell'efficienza di accoppiamento tra i due ceppi, SK1AM e ScAM.Mentre i ceppi SK1 si accoppiavano con un'efficienza molto elevata, i ceppi ScAM si accoppiavano con un'efficienza relativamente inferiore. L'efficienza di accoppiamento dei ceppi ScAM è diminuita significativamente quando l'ambiente non conteneva glucosio come fonte primaria di carbonio, indicando che l'accoppiamento è un processo energeticamente costoso e la crescita su fonti di carbonio alternative riduce qualitativamente l'efficienza dell'accoppiamento. Quando è stato permesso di accoppiarsi per periodi di tempo diversi, non è stato osservato alcun accoppiamento per le prime quattro o cinque ore.I primi diploidi sono apparsi solo dopo quattro o cinque ore, indicando che questo è il tempo necessario per completare il processo di accoppiamento nell'ambiente dato. Successivamente, l'efficienza di accoppiamento è aumentata rapidamente. Oltre le sette ore, i calcoli dell'efficienza di accoppiamento sono stati influenzati dal fatto che la crescita mitotica è iniziata sulla piastra.Assicurarsi che lo stesso numero di entrambi gli aploidi sia misto. Deviazioni da questo porterebbero a variazioni nelle ripetizioni indipendenti del protocollo. In che modo il flusso genico influisce sull'adattamento e sulla speciazione è una questione aperta.Poiché i marcatori auxotrofi sono inseriti accanto al locus MAT nei nostri ceppi, questo aiuta a risolvere questa importante domanda.

Research

JoVE Journal

Biology

Determination of the Mating Efficiency of Haploids in Saccharomyces cerevisiae

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