Name: real-time void spot assay
Uploaded: 2023-02-10T12:00:00
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Ce travail a été soutenu par une subvention des NIH R01DK119183 (à G.A. et M.D.C.), une bourse de projet pilote par P30DK079307 (à M.G.D.), une bourse de développement de carrière de l’American Urology Association et une subvention de la Fondation Winters (à N.M.), et par les noyaux d’imagerie rénale Cell Physiology and Model Organisms du Pittsburgh Center for Kidney Research (P30DK079307).

Souris urothéliales Piezo1/2 double knockout (Pz1/2-KO, génotype: Piezo1 fl/fl; Piezo2 fl/fl; Upk2CRE+/-) et témoins (Pz1/2-C, génotype: Piezo1 fl/fl; Piezo2 fl/fl; Upk2CRE-/-) ont été générés en interne à partir de souches parentales obtenues des laboratoires Jax (souche Piezo1 fl/fl # 029213; Piezo2 fl/fl souche # 027720; Upk2CRE+/- souche # 029281). Des sour...

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	<li>Dalghi, M. G., Montalbetti, N., Carattino, M. D., Apodaca, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+urothelium:+life+in+a+liquid+environment.">The urothelium: life in a liquid environment.</a> Physiological Reviews. 100 (4), 1621 (2020).</li><li>de Groat, W. C., Griffiths, D., Yoshimura, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+control+of+the+lower+urinary+tract.">Neural control of the lower urinary tract.</a> Comprehensive Physiology. 5 (1), 327 (2015).</li><li>Dalghi, M. 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L’intégration de la vidéosurveillance est une modification rentable qui présente plusieurs avantages par rapport au VSA classique. Dans le VSA classique, qui est généralement utilisé comme test de point final, il est difficile de distinguer les points de vide qui se chevauchent. Ce n’est pas une préoccupation triviale, car les souris ont tendance à uriner plusieurs fois dans la même zone lorsque le test est prolongé pendant plusieurs heures, généralement dans les coins de leur cage. Ainsi, le premier avan...

Le stockage de l’urine et la miction sont coordonnés par un circuit central (système nerveux central) qui reçoit des informations sur l’état de remplissage de la vessie par les nerfs pelviens et hypogastriques. L’urothélium, l’épithélium qui tapisse les voies urinaires du bassinet du rein à l’urètre proximal, forme une barrière étroite contre les déchets métaboliques et les agents pathogènes présents dans l’urine. Il fait partie intégrante d’un réseau sensoriel, qui détecte et communique l’état de remplissage de la vessie aux tissus sous-jacents et aux nerfs afférents 1,2. La perturbation de la barrière urothéliale ou les altérations des voies de mécanotransduction urothéliale peuvent entraîner un dysfonctionnement de la miction ainsi que des symptômes des voies urinaires inférieures tels que la fréquence, l’urgence, la nycturie et l’incontinence 3,4,5,6,7. De même, le vieillissement, le diabète, les infections des voies urinaires inférieures, la cystite interstitielle et d’autres processus pathologiques qui affectent la vessie, ou les circuits associés qui contrôlent sa fonction, sont connus pour causer un dysfonctionnement de la vessie 8,9,10,11,12,13,14,15,16,17, 18,19. Une meilleure compréhension du comportement mictionnel normal et anormal dépend du développement de méthodes capables de discriminer de manière fiable entre différents modèles de miction.
Traditionnellement, le comportement de miction volontaire des souris a été étudié à l’aide du test de la tache vide (VSA), développé par Desjardins et ses collègues 20, et largement adopté en raison de sa simplicité, de son faible coût et de son approche non invasive 8,21,22,23,24. Ce test est généralement effectué comme un test de point final, dans lequel une souris passe un temps défini dans une cage tapissée d’un papier filtre, qui est ensuite analysé en comptant le nombre et en évaluant la taille des taches d’urine lorsque le papier filtre est placé sous une lumière ultraviolette (UV) (les taches d’urine deviennent fluorescentes dans ces conditions)20. Malgré ces nombreux avantages, le VSA traditionnel présente quelques limitations majeures. Étant donné que les souris urinent souvent dans les mêmes zones, les chercheurs doivent limiter la durée de l’essai à une période relativement courte (≤4 h)25. Même lorsque le VSA est effectué sur des périodes de temps plus courtes, il est presque impossible de résoudre les petites taches de vide (SVS) qui tombent sur de grandes taches de vide ou de distinguer les SVS du transfert d’urine adhérant à la queue ou aux pattes. Il est également très difficile de distinguer si les SVS sont la conséquence d’événements mictionnels fréquents mais individuels (un phénotype qui est souvent observé en réponse à la cystite 4,26), ou en raison de dribbles post-miction (un phénotype associé à l’obstruction de la vessie27). De plus, le désir de terminer le test pendant les heures de travail, associé aux difficultés d’accès aux logements lorsque les lumières sont éteintes, limite souvent ces tests à la période de lumière du cycle circadien de 24 heures. Ainsi, ces contraintes de temps empêchent l’évaluation du comportement de miction des souris pendant leur phase nocturne active, ce qui diminue la capacité d’analyser des gènes ou des traitements spécifiques régis par les rythmes circadiens.
Pour surmonter certaines de ces limitations, les chercheurs ont développé des méthodes alternatives pour évaluer le comportement de miction en temps réel 26,28,29,30,31,32. Certaines de ces approches impliquent l’utilisation d’équipements coûteux tels que des cages métaboliques26,28,29 ou l’utilisation de caméras thermiques30; Cependant, ceux-ci aussi ont des limites. Par exemple, dans les cages métaboliques, l’urine a tendance à adhérer aux fils du sol en mailles et aux parois de l’entonnoir, ce qui réduit la quantité d’urine recueillie et mesurée. Ainsi, il peut être difficile de collecter avec précision des données sur les petits vides. De plus, les cages métaboliques ne fournissent pas d’informations sur la distribution spatiale des événements de miction (c’est-à-dire la miction dans les coins par rapport au centre de la chambre). Étant donné que le rayonnement infrarouge à grande longueur d’onde utilisé par les caméras thermographiques ne pénètre pas dans les solides, l’activité de vidange évaluée par vidéothermographie doit être effectuée dans un système ouvert, ce qui peut être difficile avec les souris actives, car elles peuvent sauter plusieurs pouces dans les airs. Un autre système est l’approche automatisée de la coloration vide sur papier (aVSOP)33, qui consiste en du papier filtre roulé qui s’enroule à une vitesse constante sous le plancher en treillis métallique d’une cage à souris. Cette approche prévient les dommages au papier et le chevauchement des taches d’urine qui se produisent dans le VSA classique, et sa mise en œuvre permet à l’investigateur d’effectuer des expériences sur plusieurs jours. Cependant, il ne fournit pas à l’enquêteur un calendrier précis des événements de miction, et il n’est pas possible d’examiner le comportement et sa corrélation avec le repérage. Pour obtenir ces informations, les chercheurs ont intégré la vidéosurveillance aux tests de miction, une approche qui permet l’évaluation simultanée de l’activité de la souris et des événements de miction31,32. Une approche consiste à placer une diode électroluminescente bleue (LED) et une caméra vidéo avec un filtre à protéines de fluorescence verte placé sous la cage expérimentale pour visualiser les événements de vidange, et une LED infrarouge et une caméra vidéo au-dessus de la cage pour capturer la position de la souris32. Cette configuration a été utilisée pour surveiller le comportement de vidage tout en effectuant une photométrie à fibre ; Cependant, l’environnement très éclairé de ce système a obligé les chercheurs à traiter leurs souris avec un agent diurétique pour stimuler la miction. Dans une autre conception expérimentale, des caméras grand angle ont été placées au-dessus et au-dessous de la cage expérimentale pour visualiser l’activité motrice de la souris et les événements de miction, respectivement. Dans ce cas, des taches d’urine déposées sur un papier filtre tapissant le sol de la cage ont été révélées en éclairant le papier filtre avec des lampes UV placées sous la cage31. Cette configuration a été utilisée dans des essais courts, d’une durée de 4 minutes, pendant la phase de lumière de la journée pour étudier les neurones du tronc cérébral impliqués dans le comportement de miction volontaire31. L’aptitude de ce système à être utilisé pendant la phase sombre ou pendant des périodes de temps >4 min n’a pas été rapportée.
Dans cet article, une méthode est décrite qui améliore le VSA traditionnel en permettant une surveillance vidéo à long terme du comportement de vidage de la souris. Cette approche rentable fournit des informations temporelles, spatiales et volumétriques sur les événements de miction pendant de longues périodes pendant les phases d’éclairage et d’obscurité de la journée, ainsi que des détails liés au comportement de la souris 3,4,34. Des informations détaillées pour la construction des chambres de vidange, la mise en œuvre d’un VSA en temps réel (RT-VSA) et l’analyse des données sont fournies. Le RT-VSA est précieux pour les chercheurs qui cherchent à comprendre les mécanismes physiologiques qui contrôlent la fonction du système urinaire, à développer des approches pharmacologiques pour contrôler la miction et à définir la base moléculaire des processus pathologiques qui affectent les voies urinaires inférieures.

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		</tr>
		<tr>
			<td>1.00&#8221; X 1.00&#8221; T-Slotted Profile - Four Open T-Slots &#8211; cut to 14.75 inches</td>
			<td>80/20</td>
			<td>1010</td>
			<td>Amount: 12</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.00&#8221; X 1.00&#8221; T-Slotted Profile - Four Open T-Slots &#8211; cut to 32 inches</td>
			<td>80/20</td>
			<td>1010</td>
			<td>Amount: 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/4-20 Double Slide-in Economy T-Nut</td>
			<td>80/20</td>
			<td>3280</td>
			<td>Amount: 16</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/4-20 Triple Slide-in Economy T-Nut</td>
			<td>80/20</td>
			<td>3287</td>
			<td>Amount: 18</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 &#38; 25 Series 2 Hole - 18mm Slotted Inside Corner Bracket with Dual Support</td>
			<td>80/20</td>
			<td>14061</td>
			<td>Amount: 6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 Series 3 Hole - Straight Flat Plate</td>
			<td>80/20</td>
			<td>4118</td>
			<td>Amount: 8</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 Series 5 Hole - &#34;L&#34; Flat Plate</td>
			<td>80/20</td>
			<td>4081</td>
			<td>Amount: 8</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 Series 5 Hole - &#34;T&#34; Flat Plate</td>
			<td>80/20</td>
			<td>4080</td>
			<td>Amount: 8</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 Series 5 Hole - Tee Flat Plate</td>
			<td>80/20</td>
			<td>4140</td>
			<td>Amount: 2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 Series Standard Lift-Off Hinge - Right Hand Assembly</td>
			<td>80/20</td>
			<td>2064</td>
			<td>Amount: 2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 to 15 Series 2 Hole - Lite Transition Inside Corner Bracket</td>
			<td>80/20</td>
			<td>4509</td>
			<td>Amount: 6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24&#8221;-long UV tube lights</td>
			<td>ADJ Products LLC</td>
			<td>T8-F20BLB24</td>
			<td>Amount: 2 
			20W bulb &#8211; 24&#8221; Wavelength: 365nm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acrylic Mirror Sheet</td>
			<td>Profesional Plastics</td>
			<td></td>
			<td>Amount: 1 
			82.5 cm x 26.5 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acrylic Mirror Sheet</td>
			<td>Profesional Plastics</td>
			<td></td>
			<td>Amount: 2 
			26.5 cm X 30.5 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acrylic Mirror Sheet</td>
			<td>Profesional Plastics</td>
			<td></td>
			<td>Amount: 2 
			82.5 cm x 30.5 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AR polycarbonate (UV resistance)</td>
			<td>80/20</td>
			<td>65-2641</td>
			<td>Amount: 2 
			4.5mm Thick, Clear, 38.5 cm x 26.5 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AR polycarbonate (UV resistance)</td>
			<td>80/20</td>
			<td>65-2641</td>
			<td>Amount: 4 
			4.5mm Thick, Clear, 38.5 cm x 21.5 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AR polycarbonate (UV resistance)</td>
			<td>80/20</td>
			<td>65-2641</td>
			<td>Amount: 4 
			4.5mm Thick, Clear, 26.5 cm x 21.5 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AR polycarbonate (UV resistance)</td>
			<td>80/20</td>
			<td>65-2641</td>
			<td>Amount: 4 
			4.5mm Thick, Clear 37.5 cm x 23.9 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AR polycarbonate (UV resistance)</td>
			<td>80/20</td>
			<td>65-2641</td>
			<td>Amount: 4 
			4.5mm Thick, Clear , 24.4 cm x 23.9 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chromatography paper (thin paper)</td>
			<td>&#160;Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>57144</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cosmos blotting paper (thick paper)</td>
			<td>Blick Art Materials</td>
			<td>10422-1005</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Excel</td>
			<td>Microsoft Corporation</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GraphPad Prism</td>
			<td>GraphPad Software</td>
			<td>Version 9.4.0</td>
			<td>graphing and statistics software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ FIJI</td>
			<td>NIH</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Merck</td>
			<td></td>
			<td>transparent film</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Quick Time Player 10.5 software&#160;</td>
			<td>Apple</td>
			<td></td>
			<td>multimedia player</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Security spy</td>
			<td>Ben software</td>
			<td></td>
			<td>video surveillance software system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Standard End Fastener, 1/4-20</td>
			<td>80/20</td>
			<td>3381</td>
			<td>Amount: 80</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV transmitting acrylic</td>
			<td>Spartech</td>
			<td>Polycast Solacryl SUVT</td>
			<td>Amount: 2 
			38.5 cm x 26.5 cm&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Water gel: HydroGel</td>
			<td>ClearH2O&#160;</td>
			<td>&#160;70-01-5022</td>
			<td>(https://www.clearh2o.com/product/hydrogel/)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Webcam</td>
			<td>Logitech</td>
			<td>C930e</td>
			<td>Amount: 4</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

real-time void spot assay

Le comportement normal de miction est le résultat de la fonction coordonnée de la vessie, de l’urètre et des sphincters urétraux sous le contrôle approprié du système nerveux. Pour étudier le comportement de miction volontaire dans des modèles murins, les chercheurs ont mis au point le test de la tache vide (VSA), une méthode qui mesure le nombre et la surface des taches d’urine déposées sur un papier filtre tapissant le sol de la cage d’un animal. Bien que techniquement simple et peu coûteux, ce test présente des limites lorsqu’il est utilisé comme test final, notamment un manque de résolution temporelle des événements de miction et des difficultés à quantifier les taches d’urine qui se chevauchent. Pour surmonter ces limitations, nous avons développé un VSA vidéo-surveillé, que nous appelons VSA en temps réel (RT-VSA), et qui nous permet de déterminer la fréquence de vidage, d’évaluer le volume vidé et les modèles de vidage, et d’effectuer des mesures sur des fenêtres temporelles de 6 heures pendant les phases sombres et claires de la journée. La méthode décrite dans ce rapport peut être appliquée à une grande variété d’études sur souris qui explorent les aspects physiologiques et neurocomportementaux de la miction volontaire dans les états de santé et de maladie.

Comportement mictionnel des souris urothéliales Piezo1/2 knockout
Pendant la phase de stockage du cycle miction, on suppose que l’urothélium détecte la tension exercée par l’urine accumulée dans la vessie et qu’il transduit ce stimulus mécanique en réponses cellulaires telles que la libération d’ATPsérosale 1,3. Nous avons précédemment montré que les canaux PIEZO1 et PIEZO2 activés mécani...

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Real-Time Void Spot Assay

Cet article décrit une nouvelle méthode pour étudier le comportement de vidange de la souris en incorporant la surveillance vidéo dans le test conventionnel de la tache vide. Cette approche fournit des informations temporelles, spatiales et volumétriques sur les événements de miction et les détails du comportement de la souris pendant les phases claires et sombres de la journée.

Essai de vide en temps réel

Normal voiding behavior is the result of the coordinated function of the bladder, the urethra, and the urethral sphincters under the proper control of the ...

La méthode décrite dans ce rapport peut être utilisée pour comprendre les aspects physiologiques et neuro-comportementaux de la miction volontaire dans les états de santé et de maladie. Cette technique nous permet de surveiller le comportement du volume de la souris dans les phases claires et sombres de la journée et fournit des informations temporelles, spatiales et volumétriques sur les événements de miction. Pour préparer un test de taches vides en temps réel ou une chambre d’enregistrement RT-VSA, placez un papier filtre mince ou épais, selon l’heure de la journée, au fond de la cage d’enregistrement RT-VSA.Sur le papier filtre, placez un igloo en plastique pour l’espace de couchage; un tube microcentrifuge stérile de 1,5 ml à des fins d’enrichissement; et un plat en plastique de 60 mm x 15 mm contenant deux ou trois morceaux de chow sec de souris; et 14 à 16 grammes d’eau sous forme de sachet de gel. Une fois la chambre d’enregistrement prête, placez délicatement la souris sur le papier filtre. Assurez-vous que le transfert de la souris de la cage de logement à la cage d’enregistrement se produit avec un minimum de stress.Une fois que la souris est à l’intérieur de la cage d’enregistrement, placez le couvercle et couvrez le haut du couvercle avec un tampon bleu de banc absorbant pour minimiser les réflexions directes de la lumière ambiante sur la surface du couvercle en plexiglas. Allumez les lumières ultraviolettes dans la chambre inférieure. Pour enregistrer des vidéos RT-VSA à partir des caméras supérieures et inférieures, utilisez un logiciel d’enregistrement de vidéosurveillance configuré pour enregistrer simultanément à partir de plusieurs webcams ou caméras en réseau.Lancez l’enregistrement en appuyant sur Cmd R dans la fenêtre du programme. Effectuez des enregistrements vidéo à raison d’une image par seconde. Immédiatement après le début des enregistrements, quittez la pièce et fermez doucement la porte.Assurez-vous que la pièce reste silencieuse pendant toute la durée de l’expérience. Arrêtez les enregistrements en appuyant sur Cmd T.Éteignez les lumières ultraviolettes. Après avoir arrêté l’enregistrement, le logiciel génère automatiquement un fichier vidéo au format m4v pour chaque caméra et l’enregistre sous le nom de la caméra dans un dossier de destination précédemment sélectionné.Vérifiez que dans le dossier de chaque caméra, les expériences sont organisées en dossiers par date. Dans chaque dossier de date ou d’expérience, vérifiez qu’il existe un fichier m4v et tous les fichiers jpeg individuels qui correspondent à chaque image vidéo. Créez un dossier sur le bureau avec le nom et la date de l’expérience et transférez les fichiers m4v dans ce dossier.Copiez le dossier du film dans un lecteur flash pour analyse sur un ordinateur externe. Ouvrez un fichier vidéo collecté par la caméra inférieure pendant la phase d’éclairage ou par la caméra supérieure pendant la phase sombre pour analyse. Après avoir évalué la qualité du film, analysez les expériences en passant à la fenêtre temporelle appropriée à l’aide de la commande d’avance rapide ou du curseur de barre de temps.L’activité de vidange pendant la phase lumineuse est enregistrée entre 11h00 et 17h00, et pendant la phase sombre, entre minuit et 6h00. Lisez le film en mode avance rapide en cliquant sur l’icône d’avance rapide ou faites défiler manuellement le film, à la recherche de preuves que la souris est en train de s’annuler. Recherchez l’apparition soudaine de taches d’urine brillantes sur le papier filtre ou les changements de comportement, y compris le mouvement vers les coins de la cage et une brève période d’inactivité lorsque la souris urine. Enregistrez l’heure à laquelle chaque vide se produit.Par convention, le temps du vide est enregistré au premier signe de détection de l’urine. Pour prendre des mesures du vide, utilisez d’abord la barre de défilement pour avancer ou reculer dans le temps, en recherchant le moment où la diffusion maximale de la tache d’urine s’est produite. Mettez le film en pause à ce stade et placez la flèche de la souris de l’ordinateur à l’endroit analysé pour marquer le point d’intérêt dans la capture d’écran.Nommez le fichier de capture d’écran en utilisant des numéros corrélatifs pour tenir compte de l’ordre d’apparition dans le film. Une fois que toutes les taches de vide ont été analysées, mesurez la surface totale du papier filtre en capturant une capture d’écran et en délimitant la bordure du papier filtre. Calculez le pourcentage de surface de chacune des taches d’urine.Transformez les valeurs de la zone en pourcentage en volume d’urine pour chaque point vide à l’aide des courbes d’étalonnage et de la fonction d’interpolation du logiciel graphique. Le comportement mictionnel des souris femelles et mâles Piezo1, 2, knockout et témoins a été enregistré pendant la phase sombre et claire de la journée. Au cours de leur phase lumineuse inactive, aucune différence significative n’a été observée dans les paramètres analysés pour les souris knockout femelles ou mâles par rapport au témoin.Cependant, dans la phase sombre active, les souris knockout femelles et mâles ont montré un phénotype de miction altéré, caractérisé par une augmentation significative du nombre et du volume total de petites taches vides. Il n’y avait pas de différences significatives dans les taches de vides primaires ou le nombre de PVS, le volume moyen par PVS ou le volume PVS total chez les souris knockout femelles ou mâles par rapport aux souris témoins. Le comportement mictionnel des souris femelles a été testé dans des conditions basales et après un traitement au cyclophosphamide.Par rapport aux conditions basales, la quantité d’urine libérée par vide est plus faible après le traitement par cyclophosphamide et les événements de miction sont beaucoup plus fréquents. Un aspect clé de la reproductibilité des essais est de manipuler les animaux aussi doucement que possible et de les maintenir sous un stress minimal pendant toute la période d’essai. Comme il s’agit d’un test non invasif, des procédures supplémentaires peuvent être effectuées par la suite, y compris la cytométrie et l’électromyographie pour évaluer respectivement les fonctions du sphincter urinaire et urinaire externe.La mise en œuvre de cette technique permettra aux chercheurs de définir la contribution de voies spécifiques au comportement de miction dans les états de santé et de maladie.

Research

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Asymmetric Walkway: A Novel Behavioral Assay for Studying Asymmetric Locomotion

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Using the FishSim Animation Toolchain to Investigate Fish Behavior: A Case Study on Mate-Choice Copying In Sailfin Mollies

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À l’aide d’un système de localisation en temps réel à mesure marche activité associée à des comportements chez les personnes âgées institutionnalisées errants

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Stimulation cérébrale dépendante de l'état du cerveau avec stimulation magnétique transcrânienne déclenchée par électroencéphalographie en temps réel

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A Cross-Disciplinary and Multi-Modal Experimental Design for Studying Near-Real-Time Authentic Examination Experiences

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Mise en œuvre d’un système de détection et d’alerte des risques de psychose en temps réel basé sur les dossiers de santé électroniques à l’aide de CogStack

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Two Different Real-Time Place Preference Paradigms Using Optogenetics within the Ventral Tegmental Area of the Mouse

Deux paradigmes différents de préférence de lieu en temps réel utilisant l’optogénétique dans la zone tegmental ventrale de la souris

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Real-Time Proxy-Control of Re-Parameterized Peripheral Signals using a Close-Loop Interface

Contrôle proxy en temps réel des signaux périphériques re-paramétrisés à l’aide d’une interface en boucle étroite

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Large-Scale Gravitaxis Assay of Caenorhabditis Dauer Larvae

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Essai gravitaire à grande échelle des larves de Caenorhabditis dauer

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