Name: generating and imaging mouse and human epithelial organoids from normal and tumor mammary tissue without passaging
Uploaded: 2022-11-11T14:30:00
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Cette étude a été financée par METAvivor, le Peter Carlson Trust, la Theresa’s Research Foundation et le NCI / UTSW Simmons Cancer Center P30 CA142543. Nous remercions l’aide de la Southwestern Tissue Management Shared Resource de l’Université du Texas, une ressource partagée du Simmons Comprehensive Cancer Center, qui est soutenue en partie par le National Cancer Institute sous le numéro d’attribution P30 CA142543. Un merci spécial à tous les membres du Chan Lab.

Tous les tissus de souris utilisés dans ce manuscrit ont été prélevés de manière éthique conformément aux règlements et directives du Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux (IACUC) du Southwestern Medical Center de l’Université du Texas. De même, tous les patients ont consenti avant le don de tissus sous la supervision d’un comité d’examen institutionnel (CISR), et les échantillons ont été dépersonnalisés.
REMARQUE: Ce protocole décrit la généra...

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	<li>Ghandi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Next-generation+characterization+of+the+cancer+cell+line+encyclopedia.">Next-generation characterization of the cancer cell line encyclopedia.</a> Nature. 569 (7757), 503-508 (2019).</li><li>Roarty, K., Echeverria, G. 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D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+collective+metastasis+by+nanolumenal+signaling.">Regulation of collective metastasis by nanolumenal signaling.</a> Cell. 183 (2), 395-410 (2020).</li><li>Kopper, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+organoid+platform+for+ovarian+cancer+captures+intra-+and+interpatient+heterogeneity.">An organoid platform for ovarian cancer captures intra- and interpatient heterogeneity.</a> Nature Medicine. 25 (5), 838-849 (2019).</li><li>Vlachogiannis, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patient-derived+organoids+model+treatment+response+of+metastatic+gastrointestinal+cancers.">Patient-derived organoids model treatment response of metastatic gastrointestinal cancers.</a> Science. 359 (6378), 920-926 (2018).</li><li>Yao, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patient-derived+organoids+predict+chemoradiation+responses+of+locally+advanced+rectal+cancer.">Patient-derived organoids predict chemoradiation responses of locally advanced rectal cancer.</a> Cell Stem Cell. 26 (1), 17-26 (2020).</li><li>Yao, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+pancreas+tumor+derived+organoid+study:+from+drug+screen+to+precision+medicine.">A pancreas tumor derived organoid study: from drug screen to precision medicine.</a> Cancer Cell International. 21 (1), 398 (2021).</li><li>Vlachogiannis, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patient-derived+organoids+model+treatment+response+of+metastatic+gastrointestinal+cancers.">Patient-derived organoids model treatment response of metastatic gastrointestinal cancers.</a> Science. 359 (6378), 920-926 (2018).</li><li>Chan, I. 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J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+changing+role+of+natural+killer+cells+in+cancer+metastasis.">The changing role of natural killer cells in cancer metastasis.</a> The Journal of Clinical Investigation. 132 (6), 143762 (2022).</li><li>Guy, C. T., Cardiff, R. D., Muller, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+mammary+tumors+by+expression+of+polyomavirus+middle+T+oncogene:+a+transgenic+mouse+model+for+metastatic+disease.">Induction of mammary tumors by expression of polyomavirus middle T oncogene: a transgenic mouse model for metastatic disease.</a> Molecular and Cellular Biology. 12 (3), 954-961 (1992).</li><li>Feldman, A. T., Wolfe, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+processing+and+hematoxylin+and+eosin+staining.">Tissue processing and hematoxylin and eosin staining.</a> Methods in Molecular Biology. 1180, 31-43 (2014).</li><li>LeSavage, B. L., Suhar, R. A., Broguiere, N., Lutolf, M. P., Heilshorn, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Next-generation+cancer+organoids.">Next-generation cancer organoids.</a> Nature Materials. 21 (2), 143-159 (2022).</li><li>Nguyen-Ngoc, K. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=3D+culture+assays+of+murine+mammary+branching+morphogenesis+and+epithelial+invasion.">3D culture assays of murine mammary branching morphogenesis and epithelial invasion.</a> Methods in Molecular Biology. 1189, 135-162 (2015).</li><li>Padmanaban, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organotypic+culture+assays+for+murine+and+human+primary+and+metastatic-site+tumors.">Organotypic culture assays for murine and human primary and metastatic-site tumors.</a> Nature Protocols. 15 (8), 2413-2442 (2020).</li></ol>

Différentes méthodes ont été décrites dans la littérature pour générer des organoïdes tumoraux. Ce protocole met en évidence une méthode permettant de générer des organoïdes tumoraux directement à partir de la tumeur sans passer. En utilisant cette méthode, les organoïdes tumoraux sont productibles dans les heures suivant le début de la procédure et génèrent près de 100% d’organoïdes viables contre 70% rapportés dans la littérature31. En comparaison, d’autres méthodes...

La capacité de modéliser les cellules épithéliales in vitro a été le fondement de la recherche biomédicale moderne, car elle capture des caractéristiques cellulaires qui ne sont pas accessibles in vivo. Par exemple, la croissance de lignées cellulaires épithéliales dans un plan bidimensionnel peut fournir une évaluation des changements moléculaires qui se produisent dans une cellule épithéliale pendant la prolifération1. De plus, la mesure de la régulation dynamique entre la signalisation et l’expression génique est limitée dans les systèmes in vivo 2. Dans la recherche sur le cancer, la modélisation des lignées cellulaires épithéliales cancéreuses a permis d’identifier les facteurs moléculaires de progression de la maladie et les cibles médicamenteuses potentielles3. Cependant, la croissance de lignées cellulaires épithéliales cancéreuses sur un plan bidimensionnel a des limites, car la plupart sont génétiquement immortalisées et modifiées, souvent de nature clonale, sélectionnées pour leur capacité à se développer dans des conditions non physiologiques, limitées dans leur évaluation de l’architecture tridimensionnelle (3D) des tissus tumoraux, et ne modélisent pas adéquatement les interactions du microenvironnement dans un environnement tissulaire réaliste4. Ces contraintes sont particulièrement évidentes dans la modélisation des métastases, qui comprend in vivo plusieurs étapes biologiques distinctes, y compris l’invasion, la dissémination, la circulation et la colonisation sur le site d’organes éloigné5.
Des organoïdes épithéliaux cancéreux ont été développés pour mieux récapituler l’environnement 3D et le comportement des tumeurs 6,7,8. Les organoïdes ont d’abord été développés à partir de cellules cryptiques intestinales LRG5+ uniques et différenciés pour représenter la structure 3D des unités cryptes-villosités qui maintenaient la structure hiérarchique de l’intestin grêle in vitro9. Cette approche a permis de visualiser et de caractériser en temps réel l’architecture tissulaire auto-organisatrice dans des conditions homéostatiques et de stress. En tant qu’extension naturelle, les organoïdes épithéliaux du cancer ont été développés pour modéliser de nombreux types de cancer différents, y compris colorectal 10, pancréatique11, sein 12, foie13, poumon 14, cerveau 15 et gastrique 16. Les organoïdes épithéliaux du cancer ont été exploités pour caractériser l’évolution du cancer17,18 et les comportements spatio-temporels métastatiques19,20 et interroger l’hétérogénéité tumorale21, et tester les chimiothérapies 22. Des organoïdes épithéliaux cancéreux ont également été isolés et collectés au cours d’essais cliniques en cours pour prédire la réponse des patients aux agents anticancéreux et à la radiothérapie ex vivo 8,23,24,25. En outre, les systèmes incorporant des organoïdes épithéliaux cancéreux peuvent être combinés avec d’autres cellules non cancéreuses, telles que les cellules immunitaires, pour former un modèle plus complet du microenvironnement tumoral afin de visualiser les interactions en temps réel, de découvrir comment les cellules épithéliales cancéreuses modifient la nature fondamentale des cellules immunitaires effectrices cytotoxiques telles que les cellules tueuses naturelles, et de tester les immunothérapies potentielles et l’activité cytotoxique dépendante des anticorps26, 27,28. Cet article démontre une méthode de génération d’organoïdes épithéliaux sans passer et incorporer dans le collagène et la matrice extracellulaire basale (ECM). En outre, des techniques d’imagerie en aval d’organoïdes isolés sont également partagées.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>10 mM HEPES Buffer</td>
			<td>Gibco&#160;</td>
			<td>15630080</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100x Antibiotic-Antimycotic&#160;</td>
			<td>Gibco&#160;</td>
			<td>15240-096</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100x Glutamax</td>
			<td>Life Technologies&#160;</td>
			<td>35050-061</td>
			<td>Glutamine supplement</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100x Insulin-Transferrin-Selenium (ITS)&#160;</td>
			<td>Life Technologies&#160;</td>
			<td>51500-056</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100x Penicillin/Streptomycin (Pen/Strep)</td>
			<td>Sigma&#160;</td>
			<td>P4333</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10x DMEM</td>
			<td>Sigma&#160;</td>
			<td>D2429</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mL/0.2 &#181;m filter flask</td>
			<td>Fisher&#160;</td>
			<td>#564-0020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amphotericin B</td>
			<td>Life Technologies&#160;</td>
			<td>15290-018</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>bFGF</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>F0291</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BSA Solution (32%)</td>
			<td>Sigma&#160;</td>
			<td>#A9576</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cholera Toxin&#160;</td>
			<td>Sigma&#160;</td>
			<td>C8052</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CO2-Independent Medium&#160;</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>18045-088</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagenase A&#160;</td>
			<td>Sigma&#160;</td>
			<td>C2139</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Deoxyribonuclease I from bovine pancreas (DNase)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D4263</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM with 4500 mg/L glucose, sodium pyruvate, and sodium bicarbonate, without L-glutamine, liquid, sterile-filtered, suitable for cell culture</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D6546</td>
			<td>Common basal medium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-MEM/F12&#160;</td>
			<td>Life Technologies&#160;</td>
			<td>#10565-018</td>
			<td>Basal cell medium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#39;s Phosphate Buffered Saline (D-PBS)&#160;</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>#D8662</td>
			<td>PBS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal bovine serum (FBS)</td>
			<td>Sigma&#160;</td>
			<td>#F0926</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gentamicin&#160;</td>
			<td>Life Technologies&#160;</td>
			<td>#15750-060</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human epidermal growth factor (EGF)</td>
			<td>Sigma&#160;</td>
			<td>E9644</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrocortisone&#160;</td>
			<td>Sigma&#160;</td>
			<td>H0396</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin&#160;</td>
			<td>Sigma&#160;</td>
			<td>#I9278</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Matrigel&#160;</td>
			<td>Corning&#160;</td>
			<td>#354230</td>
			<td>Basement Extracellular Matrix (BECM)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaOH (1 N)</td>
			<td>Sigma&#160;</td>
			<td>S2770</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rat Tail Collagen I</td>
			<td>Corning&#160;</td>
			<td>354236</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RPMI-1640 media</td>
			<td>Fisher&#160;</td>
			<td>SH3002701</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin&#160;</td>
			<td>Life Technologies&#160;</td>
			<td>27250-018</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

generating and imaging mouse and human epithelial organoids from normal and tumor mammary tissue without passaging

Les organoïdes sont une méthode fiable pour modéliser les tissus organiques en raison de leurs propriétés auto-organisatrices et de la conservation de la fonction et de l’architecture après la propagation à partir de tissus primaires ou de cellules souches. Cette méthode de génération d’organoïdes renonce à la différenciation unicellulaire par plusieurs passages et utilise plutôt la centrifugation différentielle pour isoler les organoïdes épithéliaux mammaires des tissus dissociés mécaniquement et enzymatiquement. Ce protocole fournit une technique simplifiée pour produire rapidement de petits et grands organoïdes épithéliaux à partir de tissus mammaires de souris et humains, en plus de techniques d’incorporation organoïde dans le collagène et la matrice extracellulaire basale. De plus, des instructions pour la fixation dans le gel et la coloration immunofluorescente sont fournies dans le but de visualiser la morphologie et la densité organoïdes. Ces méthodologies conviennent à une myriade d’analyses en aval, telles que la co-culture avec des cellules immunitaires et la modélisation ex vivo des métastases via un test d’invasion de collagène. Ces analyses servent à mieux élucider le comportement cellule-cellule et à créer une compréhension plus complète des interactions au sein du microenvironnement tumoral.

Les images présentées à la figure 1 fournissent un exemple d’organoïdes épithéliaux mammaires de type sauvage et tumoral provenant de tissus humains et murins. Une illustration en un coup d’œil de la méthode d’isolement des organoïdes épithéliaux par centrifugation différentielle est fournie dans le flux de travail de la bande dessinée de la figure 1A, montrant que les tissus primaires de différentes espèces peuvent être traités de manièr...

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Generating and Imaging Mouse and Human Epithelial Organoids from Normal and Tumor Mammary Tissue Without Passaging

Ce protocole traite d’une approche pour générer des organoïdes épithéliaux à partir de tissu mammaire primaire normal et tumoral par centrifugation différentielle. En outre, des instructions sont incluses pour la culture tridimensionnelle ainsi que l’imagerie immunofluorescente des organoïdes intégrés.

Génération et imagerie d’organoïdes épithéliaux de souris et humains à partir de tissus mammaires normaux et tumoraux sans passage

Organoids are a reliable method for modeling organ tissue due to their self-organizing properties and retention of function and architecture after ...

Ce protocole est important pour la production d’organoïdes épithéliaux mémoire qui sont générés sans passage. Le principal avantage de cette technique est que les organoïdes peuvent être isolés des tissus mammaires et mémoire humains et murins après digestion enzymatique. Nous effectuons une série d’étapes de centrifugation différentielle qui isolent les organoïdes épithéliaux sans avoir à passer par les cellules.Une personne effectuant cette technique peut faire face à des défis lors de l’incorporation des tissus dans le collagène ou la matrice et de leur placage dans une plaque de 96 puits. De plus, l’utilisation de collagène correctement polymérisé et le placage de dômes stables sont la clé pour voir l’invasion. Pour commencer, prélevez le tissu mammaire d’une souris euthanasiée en écartant les membres de la souris et, à l’aide de quatre aiguilles de calibre 19, épinglez la souris par les pattes à une planche recouverte d’un tampon absorbant avec la face ventrale tournée vers le haut.Vaporiser avec de l’éthanol à 70% pour lisser la fourrure et désinfecter la peau et essuyer les matières fécales avec un tampon de gaze ou un mouchoir. En commençant juste au-dessus de la région anogénitale, couper vers le haut à partir de la ligne médiane à l’aide de ciseaux chirurgicaux en prenant soin de ne pas percer le péritoine. En atteignant le menton, faites des coupes latérales le long des deux clavicules et le long des pattes postérieures et épinglez la peau de la souris tendue à la planche pour exposer les coussinets graisseux mammaires.Après avoir localisé les coussinets graisseux mammaires inguinaux et thoraciques sur des souris de type sauvage, utilisez des forceps pour élever le coussinet graisseux mammaire. À l’aide de l’extrémité émoussée des ciseaux émoussés tranchants, créez une poche sous le coussinet graisseux mammaire loin de la peau et coupez le coussinet graisseux mammaire en un seul morceau complet. Une fois que les coussinets graisseux mammaires ont été retirés, rincer dans le PBS avant de les placer dans un plat de culture tissulaire stérile, puis transférer rapidement dans une hotte de culture tissulaire.Hachez les tumeurs mammaires avec un scalpel numéro 10 ou numéro 11 pour desserrer les tissus jusqu’à ce qu’ils atteignent une consistance pâteuse. Transférer le tissu haché dans un tube conique contenant 10 à 30 millilitres de solution de collagénase à l’aide d’un scalpel. Pour vous assurer que tous les tissus sont recueillis, pipeter un millilitre de solution de collagénase sur la plaque de culture tissulaire et revenir dans le tube conique.Placez le tube conique dans un incubateur à secouer de paillasse jusqu’à ce que le tissu devienne filandreux et que la solution de collagénase devienne trouble. Faites tourner 50 millilitres de solution pendant cinq à 10 minutes à 1 500 tr / min. Aspirer le surnageant, et ajouter 12 millilitres du milieu basal et mélanger en pipitant de haut en bas trois à quatre fois ou en tournant doucement le poignet tout en tenant le tube 15 fois.Encore une fois, faire tourner vers le bas le surnageant d’aspiration, ajouter le milieu basal et mélanger par pipetage ou rotation du tube comme démontré précédemment. Une fois que les fragments de tissu les plus lourds se déposent au fond, prélevez le surnageant avec une pipette sérologique et transférez-le dans un tube conique de 15 millilitres. Après chaque centrifugation, assurez-vous que la pastille devient de plus en plus opaque.Suspension appropriée aliquote des organoïdes dans des tubes microcentrifugés en fonction de la densité organoïde par rapport à la quantité de BECM par puits. Centrifuger les tubes microcentrifugeuses pendant 10 minutes à 300 G à température ambiante et éliminer le surnageant des tubes. Déplacer les tubes contenant des pastilles organoïdes dans de la glace et ajouter le volume approprié de BECM à chaque tube microcentrifugeux.Pipeter doucement de haut en bas pour remettre en suspension les organoïdes dans BECM, en prenant soin de ne pas produire de bulles. Pipeter lentement et soigneusement les organoïdes suspendus BECM sur la surface de placage et remplir tous les puits vides avec du PBS pour maintenir l’humidité. Placez la plaque dans un incubateur à 37 degrés Celsius pendant une heure pour permettre à BECM de se solidifier, puis recouvrez avec le volume approprié de média.Pour préparer la solution de collagène, combinez 375 microlitres de 10 fois la concentration de DMEM, 100 microlitres d’un hydroxyde de sodium normal et trois millilitres de solution de collagène I de queue de rat dans un tube conique de 15 millilitres. Mélanger à pipette en prenant soin de ne pas faire de bulles, et titrer la solution à un pH de 7,2 à 7,4 avec une petite quantité d’hydroxyde de sodium ou 10 fois la concentration de DMEM selon les besoins. Enduisez le fond des puits avec la quantité minimale de collagène nécessaire pour couvrir complètement le fond du puits en plaçant une petite quantité de collagène et secouez la plaque d’un côté à l’autre.Laissez les sous-couches de collagène se fixer à 37 degrés Celsius pendant 30 minutes à deux heures. Aliquote la suspension appropriée des organoïdes dans des tubes de microcentrifugation en fonction de la densité organoïde par rapport à la quantité de collagène par puits. Conservez la solution de collagène à quatre degrés Celsius et surveillez la polymérisation en vérifiant la formation de fibres au microscope toutes les 10 minutes.Centrifuger les tubes de microcentrifugation à 300 G pendant 10 minutes à température ambiante et éliminer le surnageant des tubes. Déplacez les pastilles organoïdes dans la glace et ajoutez le volume approprié de collagène à chaque tube de microcentrifugeuse. Pipeter doucement de haut en bas pour remettre en suspension les organoïdes dans le collagène, en prenant soin de ne pas produire de bulles.Pipeter lentement et soigneusement les organoïdes en suspension de collagène sur la surface de placage. Les images immunofluorescentes d’organoïdes intégrés dans la matrice extracellulaire basale ou le collagène ont été obtenues pour étudier les similitudes de composition tissulaire inter-espèces. Les organoïdes intégrés dans la matrice de collagène peuvent être utilisés pour un test d’invasion et analysés en suivant l’expansion des vrilles se ramifiant à partir de l’organoïde lui-même, soit par marquage de la tomate membranaire, soit par coloration de la phalloïdine de l’actine.Enfin, la coloration à l’hématoxyline et à l’éosine des organoïdes incorporés à la paraffine montre que les organoïdes maintiennent la même histologie du cancer du sein. Il est crucial de garder le BECM et le collagène froids tout en pipetant des dômes gélifiés pour éviter une polymérisation prématurée. De plus, une fixation prolongée des dômes en PFA conduira à une solution gélifiée si elle effectue une coloration immunofluorescente.Les organoïdes peuvent également être utilisés dans des procédures in vitro et in vivo telles que les criblages de médicaments et les modèles murins de métastases. Ces méthodes peuvent fournir des informations sur la sensibilité thérapeutique du tissu tumoral, les propriétés métastatiques et les interactions immunitaires.

Research

JoVE Journal

Cancer Research

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Recherche

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Measuring Real-time Drug Response in Organotypic Tumor Tissue Slices

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Culture and Imaging of Ex Vivo Organotypic Pseudomyxoma Peritonei Tumor Slices from Resected Human Tumor Specimens

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In Vivo Gene Delivery into Mouse Mammary Epithelial Cells Through Mammary Intraductal Injection

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Organoïdes tumoraux et fibroblastes dérivés du cancer du pancréas à partir de tissus frais

Establishment of Pancreatic Cancer-Derived Tumor Organoids and Fibroblasts From Fresh Tissue

Pleins feux sur l’auteur : Établissement d’organoïdes tumoraux et de fibroblastes dérivés du cancer du pancréas à partir de tissus frais  

Mise en place d’organoïdes tumoraux et de fibroblastes dérivés du cancer du pancréas à partir de tissus frais

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