Name: one-step crispr-based strategy for endogenous gene tagging in drosophila melanogaster
Uploaded: 2024-01-26T12:30:00
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Wir danken George Watase und Josie Clowney für die Diskussionen in der Anfangsphase der Protokollentwicklung. Die Arbeit wurde durch Mittel des NIH (Zuschuss Nr. R35GM133737 an S.Y.), Alfred P. Sloan Fellowship (an S. Y.) und McKnight Scholar Award (an S. Y.) unterstützt.

1. Design und Bau von Gen-Editing-Reagenzien
HINWEIS: Um eine endogene Markierung durchzuführen, ist es wichtig, die verschiedenen Isoformen des gewünschten Gens zu identifizieren. Abhängig von den spezifischen Zielen des Experiments kann ein Fluoreszenztag entweder intern oder an den N- oder C-Termini der ausgewählten Proteinisoform(en) eingebaut werden. Für eine optimale CRISPR-vermittelte Editierung ist es entscheidend, die beiden sgRNAs in geeigneter Nähe der vorgesehenen Knock-in-Stel...

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	<li>Chudakov, D. M., Matz, M. V., Lukyanov, S., Lukyanov, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescent+proteins+and+their+applications+in+imaging+living+cells+and+tissues.">Fluorescent proteins and their applications in imaging living cells and tissues.</a> Physiol Rev. 90 (3), 1103-1163 (2010).</li><li>Costantini, L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+palette+of+fluorescent+proteins+optimized+for+diverse+cellular+environments.">A palette of fluorescent proteins optimized for diverse cellular environments.</a> Nat Commun. 6, 7670 (2015).</li><li>Gibson, T. J., Seiler, M., Veitia, R. 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J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MiMIC:+a+highly+versatile+transposon+insertion+resource+for+engineering+Drosophila+melanogaster+genes.">MiMIC: a highly versatile transposon insertion resource for engineering Drosophila melanogaster genes.</a> Nat Methods. 8 (9), 737-743 (2011).</li><li>Quinones-Coello, A. 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J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tools+and+strategies+for+scarless+allele+replacement+in+Drosophila+using+CRISPR/Cas9.">Tools and strategies for scarless allele replacement in Drosophila using CRISPR/Cas9.</a> Fly (Austin). 11 (1), 53-64 (2017).</li><li>Xiao, Y., Yuan, Y., Jimenez, M., Soni, N., Yadlapalli, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clock+proteins+regulate+spatiotemporal+organization+of+clock+genes+to+control+circadian+rhythms.">Clock proteins regulate spatiotemporal organization of clock genes to control circadian rhythms.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 118 (28), e2019756118 (2021).</li><li>Costantini, L. M., Fossati, M., Francolini, M., Snapp, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessing+the+tendency+of+fluorescent+proteins+to+oligomerize+under+physiologic+conditions.">Assessing the tendency of fluorescent proteins to oligomerize under physiologic conditions.</a> Traffic. 13 (5), 643-649 (2012).</li><li>Snapp, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescent+proteins:+a+cell+biologist's+user+guide.">Fluorescent proteins: a cell biologist's user guide.</a> Trends Cell Biol. 19 (11), 649-655 (2009).</li><li>Kanca, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+expanded+toolkit+for+Drosophila+gene+tagging+using+synthesized+homology+donor+constructs+for+CRISPR-mediated+homologous+recombination.">An expanded toolkit for Drosophila gene tagging using synthesized homology donor constructs for CRISPR-mediated homologous recombination.</a> Elife. 11, e76077 (2022).</li><li>Nitabach, M. N., Taghert, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organization+of+the+Drosophila+circadian+control+circuit.">Organization of the Drosophila circadian control circuit.</a> Curr Biol. 18 (2), R84-R93 (2008).</li><li>Carvalho, G. B., Ja, W. W., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-lethal+PCR+genotyping+of+single+Drosophila.">Non-lethal PCR genotyping of single Drosophila.</a> Biotechniques. 46 (4), 312-314 (2009).</li><li>Gummadova, J. O., Coutts, G. A., Glossop, N. R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+the+Drosophila+Clock+promoter+reveals+heterogeneity+in+expression+between+subgroups+of+central+oscillator+cells+and+identifies+a+novel+enhancer+region.">Analysis of the Drosophila Clock promoter reveals heterogeneity in expression between subgroups of central oscillator cells and identifies a novel enhancer region.</a> J Biol Rhythms. 24 (5), 353-367 (2009).</li></ol>

Die Ergebnisse zeigen eine schlanke, einfache, einstufige CRISPR-basierte Strategie zur Markierung endogener Gene in Drosophila. In dem Protokoll verwenden wir zwei gRNAs, um DNA-Doppelstrangbruch und homologe Rekombination effizienter zu induzieren. Die gRNAs und das Spenderplasmid werden in Fruchtfliegenembryonen injiziert, die in ihrer Keimbahn das Cas9-Enzym exprimieren. Diese Embryonen werden anschließend unter Standardbedingungen bis zum Erwachsenenalter kultiviert, dann werden sie mit Balancierfliegen ge...

Fluoreszierende Proteine haben sich als leistungsfähige Werkzeuge zur Visualisierung von Proteinlokalisierung, Dynamik und Protein-Protein-Wechselwirkungen in Zellen in lebenden Organismen erwiesen 1,2. Die Markierung endogener Gene mit fluoreszierenden Proteinen ermöglicht die Langzeit-Live-Bildgebung zellulärer Prozesse mit subzellulärer Auflösung. Darüber hinaus haben diese endogenen Genmarkierungstechniken mehrere Vorteile gegenüber Überexpressions- und Immunfärbeansätzen. Beispielsweise kann eine Überexpression von Proteinen zu Proteinfehlfaltung, unspezifischen Protein-Protein-Wechselwirkungen und Fehllokalisierung führen3. Bisher konnten Forscher umfangreiche Bibliotheken endogener Gene erstellen, die mit fluoreszierenden Proteinen für einige Modellorganismen fusioniert sind, wie z. B. knospende Hefe, die eine effiziente homologe Rekombination durchlaufen können4. Im Fall von Drosophila melanogaster wurden verschiedene Werkzeuge wie MiMICs5, Transposon-basierte Enhancer-Fallen6 und Fosmide7 entwickelt, um Gene fluoreszierend zu markieren.
Die Entwicklung von CRISPR-Cas9-basierten Werkzeugen hat es ermöglicht, Genome Editing, einschließlich der Markierung endogener Proteine, in einer Vielzahl von Modellorganismen effizient durchzuführen 8,9. Cas9 ist ein RNA-gesteuertes Enzym, das doppelsträngige DNA auf hocheffiziente und spezifische Weise spaltet8, die dann durch einen nicht-homologen Endverbindungsweg (NHEJ) repariert werden kann, der zu Punktmutationen oder Deletionen führt. Alternativ ermöglicht der homologiegesteuerte Reparaturweg (HDR) die Integration heterologer DNA in das Chromosom.
Bisherige Methoden zur CRISPR-basierten Genmarkierung im Modellorganismus Drosophila melanogaster beruhten auf einem zweistufigen Prozess 10,11,12. Dazu wird ein erkennbarer Augenfarbenmarker, Dsred, verwendet, um erfolgreiche HDR-Ereignisse zu erkennen. Anschließend würde der Dsred-Marker mit dem Cre/loxP-Rekombinationssystem herausgeschnitten. Um diesen Prozess zu rationalisieren und zu beschleunigen, stellen wir Ihnen hier eine einfachere und effizientere Methode vor. Dieser Ansatz umgeht die Notwendigkeit einer tödlichen Genotypisierung und ermöglicht das direkte Screening einzelner Fliegen. Insbesondere verwenden wir einen PCR-basierten Ansatz, um DNA aus einem kleinen Segment des Mittelbeins der Fliege zu extrahieren, was es uns ermöglicht, einzelne Fliegen zu genotypisieren. Bemerkenswert ist, dass dieses Verfahren die Vitalität, Bewegung oder Fortpflanzungsfähigkeit der beprobten Fliege nicht beeinträchtigt. Nur die geeigneten Individuen, die durch diese Methode identifiziert werden, werden zu stabilen Beständen weiterentwickelt.
Hier stellen wir ein detailliertes Protokoll zur Erzeugung von fluoreszierenden Protein-markierten Fliegen vor, in denen endogene Gene mit fluoreszierenden Reportern markiert sind. Diese Technik verwendet CRISPR-Cas9-Genom-Editierung, um jede gewünschte Fluorophormarkierung mit dem N- oder C-Terminus eines endogenen Gens zu fusionieren. Im Folgenden beschreiben wir das Design und die Konstruktion von gRNA-Plasmiden und eines Spenderplasmids, die einstufige Screening-Strategie zur Auswahl von CRISPR-positiven Fliegen und die Schritte zur Etablierung stabiler Linien. Insbesondere beschreiben wir Strategien, um ein endogenes Drosophila-Gen mit einem Fluorophor am C-Terminal zu markieren. Wir beschreiben auch kurz die Kontrollexperimente, die durchgeführt werden müssen, um zu bestätigen, dass das markierte Protein funktionsfähig ist, und Live-Imaging-Techniken zur Visualisierung des Periodenproteins in lebenden Uhrenneuronen in intakten Drosophila-Gehirnen 13. Das hier beschriebene Protokoll ist auch allgemein anwendbar, um Kandidaten auf Deletionen und Insertionen bestimmter DNA-Bits durch CRISPR-Cas9-Genom-Editierung zu untersuchen.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.5M EDTA pH8.0</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>AM9260G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5-alpha Competent&#160;E. coli&#160;(High Efficiency)</td>
			<td>NEB</td>
			<td>C2987H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>96-well deep well plate</td>
			<td>BRAND</td>
			<td>701354</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agar</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP1423-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BbsI-HF</td>
			<td>NEB</td>
			<td>R3539S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DreamTaq Green PCR Master Mix (2X)</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>K1081</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-Sucrose</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP220-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EcoRI-HF</td>
			<td>NEB</td>
			<td>R3101S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrochloric Acid</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>A142-212</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prolong Glass Antifade Mounting Medium</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>P36982</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Proteinase K</td>
			<td>QIAGEN</td>
			<td>19131</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Schneider&#39;s Drosophila Medium</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>21720001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Chloride</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>S271-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T4 DNA ligase</td>
			<td>NEB</td>
			<td>M0202S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris Base</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP152-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>XbaI</td>
			<td>NEB</td>
			<td>R0145S</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

one-step crispr-based strategy for endogenous gene tagging in drosophila melanogaster

Die Untersuchung der subzellulären Lokalisierung, Dynamik und Regulation von Proteinen in lebenden Zellen hat sich durch das Aufkommen von Techniken, die die Markierung endogener Gene zur Herstellung fluoreszierender Fusionsproteine ermöglichen, grundlegend verändert. Diese Methoden ermöglichen es Forschern, das Verhalten von Proteinen in Echtzeit zu visualisieren und wertvolle Einblicke in ihre Funktionen und Wechselwirkungen in der zellulären Umgebung zu erhalten. Viele aktuelle Genmarkierungsstudien verwenden einen zweistufigen Prozess, bei dem sichtbare Marker, wie z. B. Veränderungen der Augenfarbe, verwendet werden, um genetisch veränderte Organismen im ersten Schritt zu identifizieren, und der sichtbare Marker im zweiten Schritt herausgeschnitten wird. Hier stellen wir ein einstufiges Protokoll zur präzisen und schnellen endogenen Genmarkierung in Drosophila melanogaster vor, das ein Screening auf manipulierte Linien ohne sichtbaren Augenmarker ermöglicht und einen erheblichen Vorteil gegenüber früheren Methoden bietet. Um nach erfolgreichen Gen-Tagging-Ereignissen zu suchen, verwenden wir eine PCR-basierte Technik, um einzelne Fliegen zu genotypisieren, indem wir ein kleines Segment ihres Mittelbeins analysieren. Fliegen, die die Screening-Kriterien bestehen, werden dann verwendet, um stabile Bestände zu produzieren. Hier beschreiben wir das Design und den Bau von CRISPR-Editing-Plasmiden und Methoden zum Screening und zur Bestätigung von technischen Linien. Zusammen verbessert dieses Protokoll die Effizienz der endogenen Genmarkierung in Drosophila erheblich und ermöglicht die Untersuchung zellulärer Prozesse in vivo.

In unseren Experimenten fanden wir typischerweise eine Erfolgsrate von ~20%-30% beim Screening auf verschiedene endogene markierte Gene auf allen Chromosomen (X, II, III). Die Effizienz dieses Prozesses kann von mehreren Faktoren abhängen, wie z. B. der gRNA-Auswahl, der Art des Gens und der Injektionsqualität. Hier veranschaulichen wir die Ergebnisse unserer Strategie, das endogene Periodengen mit dem mNeonGreen Fluorophor13 zu markieren. Das Period...

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One-step CRISPR-based Strategy for Endogenous Gene Tagging in Drosophila melanogaster

Hier stellen wir ein vereinfachtes endogenes Gen-Tagging-Protokoll für Drosophila vor, das eine PCR-basierte Technik zur markerfreien Identifizierung erfolgreicher genetischer Veränderungen verwendet und die Entwicklung stabiler Knock-in-Linien erleichtert.

Einstufige CRISPR-basierte Strategie zur endogenen Genmarkierung in Drosophila melanogaster

The study of protein subcellular localization, dynamics, and regulation in live cells has been profoundly transformed by the advent of techniques that ...

Der Zweck dieses Protokolls besteht darin, eine endogene editierte Fliegenschnur zu erzeugen. Wir zeigen ein fluoreszierendes Protein-Knock-in als Beispiel, aber es könnte auch auf andere Knock-in-, Knockout- sowie Mutationsgenerierung angewendet werden. Unser Protokoll ist eine CRISPR-homologe Rekombinationsmethode, so dass es fast keine Einschränkung der Mutationsstellen gibt.Darüber hinaus reduzierte unser Protokoll den Zeit- und Arbeitsaufwand für Genotypisierungsschritte erheblich. Öffnen Sie zunächst die fly CRISPR-Website, um sgRNAs für Drosophila zu entwerfen, und geben Sie etwa 100 Basenpaarsequenzen ein, die die gewünschte Knock-in-Stelle umgeben. Wählen Sie CRISPR-Ziele mit der Fünf-Prime-Guanin-Option.Klicken Sie auf die Schaltfläche CRISPR-Ziele suchen, um eine Liste möglicher sgRNA-Sequenzen zu erstellen. Klicken Sie dann für jede Sequenz auf die Schaltfläche "Bewerten" und wählen Sie zwei sgRNAs aus, die keine Off-Targets haben. Da die natürlichen Proteinexpressionsniveaus in der Regel viel niedriger sind, wählen Sie fluoreszierende Markierungen, die hell und photostabil sind und zum Versuchsaufbau passen.Entwerfen Sie als Nächstes einen Linker, um Epitop-Tags für die biochemische Analyse mit dem Fluoreszenzmarker zu verknüpfen. Verwenden Sie ein Linkerpeptid mit zwei bis 20 Aminosäuren, das Aminosäuren wie Glycin und Serin enthält. Um den Donorvektor für Drosophila zu entwerfen, organisieren Sie die DNA-Sequenz des Linkerpeptids und der Fluoreszenzmarkierung und stellen Sie sicher, dass homologe Sequenzen beide Enden flankieren.Modifizieren Sie alle PAM-Sequenzen innerhalb des Spenderplasmids, um die resultierende Proteinaminosäuresequenz beizubehalten. Positionieren Sie als Nächstes die Start- und Stopp-Codons je nach Position des Tags. Stellen Sie für die interne Markierung sicher, dass sich die Fluoreszenzmarkierung im Rahmen der kodierenden Sequenz des Zielgens befindet.Positionieren Sie für die N-Terminus-Markierung die Fluoreszenzmarkierung nach dem endogenen Startcodon. Positionieren Sie für die C-Terminus-Kennzeichnung die fluoreszierende Markierung vor dem natürlichen Stoppcodon. Stellen Sie sicher, dass Sie nur ein einziges Startcodon beibehalten, um potenzielle Übersetzungsprobleme zu vermeiden.Verwenden Sie den alternativen Restriktionsenzym-basierten Klonierungsansatz, um die sgRNA-Sequenz in das Plasmid U6 Bbs1-chiRNA-Plasmid einzufügen. Transformieren Sie das Plasmid nach der Erstellung des sgRNA-Plasmids gemäß den Anweisungen des Herstellers in DH5-Alpha-Escherichia coli. Überprüfen Sie die resultierenden Klone durch Sanger-Sequenzierung mit T3- oder T7-Standard-Sequenzierungsprimern.Um das Spenderplasmid herzustellen, verwenden Sie doppelsträngige DNA mit der gewünschten Sequenz und integrieren Sie sie in die Plasmid-Bluesript 2SK-negative Mehrfachklonierungsstelle. Sequenzieren Sie das Spenderplasmid, um sicherzustellen, dass sgRNA- oder PAM-Sequenzen korrekt modifiziert sind und keine SNPs im Plasmid vorhanden sind. Nehmen Sie als Nächstes Cas9-Fliegen, denen die konstruierte gRNA und Spenderplasmide injiziert wurden.Betäuben Sie die Fliegen mit Kohlendioxid und trennen Sie männliche Fliegen und jungfräuliche Weibchen. Um Fliegenkreuzungen zu etablieren, paaren Sie jedes G-Null-Männchen mit mindestens zwei jungfräulichen FM7L-Weibchen in einzelnen schmalen CT-Lebensmittelfläschchen. Stellen Sie die gekreuzten Fläschchen in einen belüfteten Inkubator, der bei 25 Grad Celsius und 60 % Luftfeuchtigkeit gehalten wird, bis sich die F1-Fliegen schließen.Dann betäuben und sammeln Sie mindestens 10 jungfräuliche weibliche Nachkommen aus männlichen und weiblichen G-Null-Kreuzungen. Stellen Sie sicher, dass jede F1-Fliege mit den Details ihrer Abstammung gekennzeichnet und separat aufbewahrt wird. Um Fliegen für die PCR zu screenen, entwerfen Sie Primer mit einer Schmelztemperatur von etwa 55 Grad Celsius, die die Bearbeitungsstelle des Zielgens umfassen.Bereiten Sie einen Lysepuffer für jede Fliegenprobe vor und geben Sie 10 Mikroliter in jede Vertiefung einer 96-Well-PCR-Platte. Halten Sie den Puffer während des Beindissektionsprozesses auf einer kalten Temperatur. Bereiten Sie als nächstes Glaskapillarröhrchen vor und füllen Sie ein Ende mit Saccharose-Agar-Nahrung.Legen Sie diese Röhrchen in eine 96-Well-Deep-Well-Platte, die als Fly-Hotel bezeichnet wird. Positionieren Sie für die Beindissektion das Kohlendioxid-Anästhesiekissen unter einem Stereomikroskop. Betäuben Sie eine Kandidatenfliege und trennen Sie eines ihrer Mittelbeine ab.Tauchen Sie danach das Bein in den Lysepuffer. Halten Sie den Flügel mit einer feinen Metallzange fest. Bringen Sie die Fliege zum Fliegenhotel und verschließen Sie den Schlauch sofort mit Garn.Beherbergen Sie das Fliegenhotel in einem belüfteten Inkubator, der bei 25 Grad Celsius und 60 % Luftfeuchtigkeit gehalten wird. Tauchen Sie die abgetrennten Beine in die Lysepufferlösung in einem Thermocycler. Organisieren Sie die PCR-Reaktion gemäß den Anweisungen des Herstellers und verwenden Sie 1,5 Mikroliter des Fliegenschenkellysats als DNA-Quelle.Die PCR-Produkte einer Agarose-Gelelektrophorese zu unterziehen und die Ergebnisse anhand der Bandengröße zu interpretieren. Wählen Sie anhand der Gelergebnisse die positiven Fliegen aus dem Fliegenhotel aus und kreuzen Sie sie einzeln mit Balancerfliegen, um die F2-Generation zu erzeugen. Verwenden Sie homozygote Bestände für die Sanger-Sequenzierung der Bearbeitungsstelle, um die Genauigkeit zu gewährleisten.Rückkreuzung validierter Fliegenlinien mit Wildtyp-Fliegen, um Hintergrundmutationen zu entfernen. Screenen Sie jede Generation mit dem einbeinigen PCR-Protokoll. Konfokale Mikroskopbilder von erwachsenen Drosophila-Gehirnen zeigten Periodenproteine, die während der späten Nacht und des frühen Morgens in diskreten Kernherden organisiert waren.Insgesamt ist dieses Protokoll robust, wenn Ihre Genotypisierungs-PCR-Primer spezifisch sind.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

One-step CRISPR-based Strategy for Endogenous Gene Tagging in Drosophila melanogaster

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Optogenetische Stimulation von Escape Verhalten in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Forschung

Neurowissenschaften

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Bestimmung der spontanen lokomotorischen Aktivität in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Einfache Assay zur Quantifizierung von Sozialvermeidung in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

Bedingungen, die sozialen Raum, in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

Hochaufgelöste Quantifizierung der Geruchsgelenkten Verhalten in<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Verwenden der<em&gt; Flywalk</em&gt; Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Ein Verhaltenstest für Mechanosensation der MARCM-basierte Klonen in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

Futter suchen Pfad-Länge-Protokoll für<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

Die kapillare feeder Assay misst die Nahrungsaufnahme in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

A Simple One-step Dissection Protocol for Whole-mount Preparation of Adult Drosophila Brains

A Simple One-step Dissection Protocol for Whole-mount Preparation of Adult Drosophila Brains

Eine einfache Ein-Schritt-Dissection-Protokoll für Whole-mount Vorbereitung von Adult<em&gt; Drosophila</em&gt; Brains

There is an increasing interest in using Drosophila to model human brain degenerative diseases, map neuronal circuitries in adult brains, and study the ...

Analyzing Synaptic Modulation of Drosophila melanogaster Photoreceptors after Exposure to Prolonged Light

Analyzing Synaptic Modulation of Drosophila melanogaster Photoreceptors after Exposure to Prolonged Light

Analyse Synaptische Modulation von<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Photorezeptoren nach der Einwirkung von Längerer Licht

The nervous system has the remarkable ability to adapt and respond to various stimuli. This neural adjustment is largely achieved through plasticity at ...