Name: Autor destacado: Explorando los compuestos bioactivos de las algas marinas para innovaciones sostenibles en las industrias
Uploaded: 2023-11-21T14:20:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Exploring Seaweed's Bioactive Compounds for Sustainable Innovations in Industries at JoVE.com

Este trabajo contó con el apoyo de la Fundación Portuguesa para la Ciencia y la Tecnología (FCT) a través de los Proyectos Estratégicos concedidos al MARE-Centro de Ciencias Marinas y Ambientales (UIDP/04292/2020 y UIDB/04292/2020), y al Laboratorio Asociado ARNET (LA/P/0069/2020). La FCT también financió las becas individuales de doctorado otorgadas a Marta V. Freitas (UI/BD/150957/2021) y Tatiana Pereira (2021). 07791. BD). Este trabajo también contó con el apoyo financiero del proyecto HP4A - PASTA SALUDABLE PARA TODOS (copromoción nº 039952), cofinanciado por el FEDER - Fondo Europeo de Desarrollo Regional, en el marco del Programa Portugal 2020, a través del Programa Operativo COMPETE 2020 - Competitividad e Internacionalización.

1. Recolección y preparación de biomasa
<ol><li>Coseche los especímenes de G. gracilis durante la marea baja y transpórtelos rápidamente al laboratorio en cajas oscuras y refrigeradas para evitar el secado, la luz y la exposición al aire.</li>
	<li>En el laboratorio, lave cada talo con agua corriente de mar y limpie a fondo para eliminar los desechos, las partes necróticas, las epífitas y otros organismos de la superficie.</li>
	<li>Mantener la biomasa silvestre en agua de mar constantemente aireada (3...

Aprovechamiento de la Gracilaria gracilis: potencial bioactivo para la innovación sostenible

Las pruebas de actividad antimicrobiana en un medio líquido se utilizan para evaluar la eficacia de las sustancias antimicrobianas contra los microorganismos suspendidos en un medio líquido y generalmente se realizan para determinar la capacidad de una sustancia para inhibir el crecimiento o matar microorganismos35,36,37,38. Se utilizan para evaluar la sensibilidad de los microorganismos a lo...

Las algas marinas pueden considerarse como una materia prima natural interesante para ser aprovechada por los sectores farmacéutico, alimentario, de piensos y medioambiental. Biosintetizan una panoplia de moléculas, muchas de las cuales no se encuentran en los organismos terrestres, con propiedades biológicas relevantes 1,2. Sin embargo, es necesario implementar protocolos de cultivo optimizados para algas marinas para garantizar un gran stock de biomasa.
Los métodos de cultivo siempre deben tener en cuenta la naturaleza de las algas marinas, los talos y la morfología general. Gracilaria gracilis es un taxón clonal, lo que significa que el órgano de unión produce múltiples ejes vegetativos. De este modo, se consigue la propagación por fragmentación (reproducción vegetativa), ya que cada uno de estos ejes es plenamente capaz de adoptar una vida independiente del talo principal3. Los taxones clonales pueden integrarse con éxito con metodologías de cultivo sencillas y rápidas de un solo paso, ya que se obtienen grandes cantidades de biomasa dividiendo el talo en pequeños fragmentos que se regeneran rápidamente y crecen en nuevos individuos genéticamente idénticos. En este proceso se pueden utilizar tanto talos haplónicos como diplónicos. Aunque el género exhibe un ciclo de vida trifásico isomorfo haplo-diplónico complejo, la esporulación rara vez es necesaria, excepto cuando se requiere la renovación genética de las cepas para lograr cultivos mejorados. En este caso, tanto las tetrasporas (esporas haplónicas formadas por meiosis) como las carposporas (esporas diplónicas formadas por mitosis) dan lugar a talos macroscópicos que luego pueden crecer y propagarse por reproducción vegetativa4. Los ciclos de crecimiento están dictados por las condiciones ambientales y el estado fisiológico de los individuos, entre otros factores biológicos como la aparición de epífitas y la adhesión de otros organismos. Por lo tanto, optimizar las condiciones de cultivo es crucial para garantizar una alta productividad y producir biomasa de buena calidad5.
La extracción de compuestos bioactivos de algas marinas, incluyendo G. gracilis, puede lograrse a través de varios métodos 6,7. La elección del método de extracción depende de los compuestos específicos de interés, la aplicación objetivo y las características de las algas marinas. En este estudio, nos centramos en la extracción con disolventes, que implica el uso de disolventes verdes, como el agua o el etanol, para disolver y extraer compuestos bioactivos de la biomasa de algas. La extracción se puede realizar mediante maceración de forma versátil y eficaz y se puede utilizar para una amplia gama de compuestos. Es un método simple y ampliamente utilizado que consiste en remojar la biomasa en un solvente durante un período prolongado, generalmente a temperatura ambiente o ligeramente elevada. El disolvente se agita para mejorar el proceso de extracción. Después del tiempo de extracción deseado, el solvente se separa del material sólido por filtración o centrifugación.
El agua es un disolvente de uso común en aplicaciones alimentarias debido a su seguridad, disponibilidad y compatibilidad con una amplia gama de productos alimenticios. La extracción de agua es adecuada para compuestos polares como polisacáridos, péptidos y ciertos fenólicos. Sin embargo, es posible que no extraiga eficazmente compuestos no polares. El etanol también es un disolvente ampliamente utilizado en aplicaciones alimentarias y puede ser eficaz para extraer una variedad de moléculas bioactivas, incluidos compuestos fenólicos, flavonoides y ciertos pigmentos. El etanol es generalmente reconocido como seguro para su uso en alimentos y puede evaporarse fácilmente, dejando atrás los compuestos extraídos. Vale la pena señalar que la elección del método de extracción debe considerar factores como la eficiencia, la selectividad, la rentabilidad y el impacto ambiental. La optimización de los parámetros de extracción, como la concentración de disolventes, el tiempo de extracción, la temperatura y la presión, es crucial para lograr rendimientos óptimos de compuestos bioactivos de G. gracilis u otras algas marinas.
Se ha descubierto que las algas marinas exhiben actividad antimicrobiana contra una amplia gama de microorganismos, incluidas bacterias, hongos y virus8. Esta actividad se atribuye a componentes bioactivos, incluidos fenólicos, polisacáridos, péptidos y ácidos grasos. Diversos estudios han demostrado su eficacia frente a patógenos como Escherichia coli, Staphylococcus aureus, Salmonella sp. y Pseudomonas aeruginosa, entre otros9. La actividad antimicrobiana de las algas marinas se atribuye a la presencia de compuestos bioactivos que pueden interferir con las paredes celulares microbianas, las membranas, las enzimas y las vías de señalización10. Estos compuestos pueden interrumpir el crecimiento microbiano, inhibir la formación de biopelículas y modular las respuestas inmunitarias.
Las algas rojas, también conocidas como rodófitas, son un grupo de algas que pueden exhibir actividad antimicrobiana contra una variedad de microorganismos. Dentro de este grupo, G. gracilis contiene varios compuestos bioactivos que pueden contribuir a su actividad antimicrobiana reportada. Si bien las moléculas específicas pueden variar, las clases comunes que se han reportado en G. gracilis y que pueden poseer propiedades antimicrobianas son los polisacáridos, los fenólicos, los terpenoides y los pigmentos11. Sin embargo, es importante tener en cuenta que la presencia y las cantidades de estos componentes pueden variar dependiendo de factores como la ubicación de la recolección de algas, la estacionalidad, la condición fisiológica de los talos y las condiciones ambientales. Por lo tanto, la clase específica y la concentración de compuestos antimicrobianos en G. gracilis pueden variar en consecuencia.
También se ha descubierto que G. gracilis tiene propiedades antioxidantes, ya que contiene varios compuestos fenólicos, que se ha demostrado que eliminan los radicales libres y reducenel estrés oxidativo.Los antioxidantes ayudan a proteger las células del daño causado por las especies reactivas de oxígeno y tienen beneficios potenciales para la salud. La capacidad antioxidante puede ser evaluada directamente a través de diferentes métodos, incluyendo la actividad de eliminación de radicales libres de 2,2-difenil-1-picrilhidrazilo (DPPH) e, indirectamente, a través de la cuantificación del contenido polifenólico total (TPC)13.
A pesar de que se informa que un ingrediente tiene una bioactividad prominente, su evaluación de citotoxicidad es indispensable para evaluar sustancias naturales y sintéticas que se utilizarán en contacto con células o tejidos vivos. Existen varios métodos para medir la citotoxicidad, cada uno con ventajas y limitaciones. En general, ofrecen una gama de opciones para evaluar los efectos nocivos de muchas sustancias en las células y, al mismo tiempo, para investigar los mecanismos de daño y muerte celular14.
En este trabajo se utiliza el ensayo de bromuro de 3-(4,5-dimetiltiazol-2-il)-2,5-difeniltetrazolio (MTT), método colorimétrico introducido por Mosmann (1983)15. Este método mide la reducción de las sales de tetrazolio a un producto de formazano púrpura por parte de células metabólicamente activas. Cuanto mayor es la cantidad de cristales de formazano, mayor es el número de células viables, proporcionando así una medida indirecta de citotoxicidad14. Dado que en este trabajo, los extractos de agua y etanol de G. gracilis están destinados a ser incorporados en formulaciones dermocosméticas, la evaluación de citotoxicidad in vitro se realiza en una línea celular de queratinocitos (HaCaT).
En cuanto a la aplicación alimentaria, las algas marinas son generalmente bajas en calorías y nutricionalmente ricas en fibras dietéticas, elementos esenciales y aminoácidos, polisacáridos, ácidos grasos poliinsaturados, polifenoles y vitaminas 2,16. G. gracilis no es una excepción, ya que tiene un valor nutricional interesante. Freitas et al. (2021)4 encontraron que G. gracilis cultivada tenía niveles más altos de proteína y vitamina C y mantenía el nivel de lípidos totales en comparación con las algas silvestres. Esto puede representar una ventaja económica y ambiental, ya que nutricionalmente hablando, la producción es preferible a la explotación de recursos silvestres. Además, los consumidores están cada vez más preocupados por el tipo de alimentos que consumen, por lo que es importante introducir nuevos ingredientes para el enriquecimiento de los alimentos y utilizar nuevos recursos para obtener extractos que puedan agregar valor a un producto y reclamar una "etiqueta limpia". Además, el mercado actual es muy competitivo, lo que requiere el desarrollo de nuevos productos y estrategias innovadoras para diferenciar a los fabricantes de sus competidores17.
El enriquecimiento de productos con escaso valor nutricional, como la pasta, con recursos marinos, incluidas las algas marinas, es una estrategia para introducir este recurso como un nuevo alimento y una estrategia de diferenciación en el mercado a través de un producto con un valor nutricional diferenciado. Por otro lado, G. gracilis es una fuente de pigmentos rojos naturales como las ficobiliproteínas18, con un alto potencial de aplicaciones en la industria alimentaria. Esta alga ha mostrado un gran interés en varias zonas, y su aplicación se puede realizar utilizando las algas enteras, extractos y/o la biomasa restante. En este trabajo, mostramos algunos ejemplos de tales aplicaciones.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Absolute Ethanol</td>
			<td>Aga, Portugal</td>
			<td>64-17-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ammonium Chloride</td>
			<td>PanReac</td>
			<td>12125-02-9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amphotericin B</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>1397-89-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Analytical scale balance</td>
			<td>Sartorius, TE124S</td>
			<td>22105307</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bacillus subtilis subsp. spizizenii</td>
			<td>German Collection of Microorganisms and Cell Cultures (DSMZ)</td>
			<td>DSM 347</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biotin</td>
			<td>Panreac AppliChem</td>
			<td>58-85-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge</td>
			<td>Eppendorf, 5810R</td>
			<td>5811JH490481</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chloramphenicol</td>
			<td>PanReac</td>
			<td>56-75-7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CO2 Chamber</td>
			<td>Memmert</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cool White Fluorescent Lamps</td>
			<td>OSRAM Lumilux Skywhite</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Densitometer McFarland</td>
			<td>Grant Instruments</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM medium</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>D5796</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMSO</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>67-68-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DPPH</td>
			<td>Sigma, Steinheim, Germany</td>
			<td>1898-66-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Escherichia coli (DSM 5922)</td>
			<td>German Collection of Microorganisms and Cell Cultures (DSMZ)</td>
			<td>DSM5922</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol 96%</td>
			<td>AGA-Portugal</td>
			<td>64-17-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethylenediaminetetraacetic Acid Disodium Salt Dihydrate (Na2EDTA)</td>
			<td>J.T.Baker</td>
			<td>6381-92-6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum (FBS)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>F7524</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter Paper (Whatman No.1)</td>
			<td>Whatman</td>
			<td>WHA1001320</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flasks</td>
			<td>VWR International, Alcabideche, Portugal&#160;</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Folin-Ciocalteu</td>
			<td>VWR Chemicals</td>
			<td>31360.264</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gallic Acid&#160;</td>
			<td>Merck</td>
			<td>149-91-7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Germanium (IV) Oxide, 99.999%</td>
			<td>AlfaAesar</td>
			<td>1310-53-8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HaCaT cells &#8211; 300493</td>
			<td>CLS-Cell Lines Services, Germany&#160;</td>
			<td>300493</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hot Plate Magnetic Stirrer</td>
			<td>IKA, C-MAG HS7</td>
			<td>06.090564</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iron Sulfate</td>
			<td>VWR Chemicals</td>
			<td>10124-49-9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laminar flow hood</td>
			<td>TelStar, Portugal</td>
			<td>526013</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LB Medium&#160;</td>
			<td>VWR Chemicals</td>
			<td>J106</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Listonella anguillarum</td>
			<td>German Collection of Microorganisms and Cell Cultures (DSMZ)</td>
			<td>&#160;DSM 21597</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Manganese Chloride</td>
			<td>VWR Chemicals</td>
			<td>7773.01.5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropipettes&#160;</td>
			<td>Eppendorf, Portugal</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microplates</td>
			<td>VWR International, Alcabideche, Portugal&#160;</td>
			<td>10861-666</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microplates</td>
			<td>Greiner</td>
			<td>738-0168</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microplates (sterile)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>10022403</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microplate reader</td>
			<td>&#160;Epoch Microplate Spectrophotometer, BioTek, Vermont, USA</td>
			<td>1611151E</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MTT</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>289-93-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Muller-Hinton Broth (MHB)</td>
			<td>VWR Chemicals</td>
			<td>90004-658</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oven</td>
			<td>Binder, FD115</td>
			<td>12-04490</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oven</td>
			<td>Binder, BD115</td>
			<td>04-62615</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>1406-05-9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pH meter Inolab</td>
			<td>&#160;VWR International, Alcabideche, Portugal&#160;</td>
			<td>15212099</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pippete tips</td>
			<td>Eppendorf, Portugal</td>
			<td>5412307</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pyrex Bottles Media Storage</td>
			<td>&#160;VWR International, Alcabideche, Portugal&#160;</td>
			<td>16157-169</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rotary Evaporator</td>
			<td>Heidolph, Laborota 4000</td>
			<td>80409287</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rotavapor</td>
			<td>IKA HB10, VWR International, Alcabideche, Portugal</td>
			<td>07.524254</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Carbonate (Na2CO3)</td>
			<td>Chem-Lab</td>
			<td>497-19-8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Chloride (NaCl)&#160;</td>
			<td>Normax Chem</td>
			<td>7647-14-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Phosphate Dibasic</td>
			<td>Riedel-de Ha&#235;n</td>
			<td>7558-79-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SpectraMagic NX</td>
			<td>Konica Minolta, Japan</td>
			<td></td>
			<td>color data analysis software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spectrophotometer</td>
			<td>Evolution 201, Thermo Scientific, Madison, WI, USA</td>
			<td>5A4T092004</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Streptomycin</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>57-92-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thiamine</td>
			<td>Panreac AppliChem</td>
			<td>59-43-8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin-EDTA</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T4049</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tryptic Soy Agar (TSA)</td>
			<td>VWR Chemicals</td>
			<td>ICNA091010617</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tryptic Soy Broth (TSB)&#160;</td>
			<td>VWR Chemicals</td>
			<td>22091</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrapure water&#160;</td>
			<td>Advantage A10 Milli-Q lab, Merck, Darmstadt, Germany</td>
			<td>F5HA17360B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vacuum pump</td>
			<td>Buchi, Switzerland</td>
			<td>FIS05-402-103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vitamin B12</td>
			<td>Merck</td>
			<td>68-19-9</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

valorization of the red seaweed gracilaria gracilis through a biorefinery approach

El interés por las algas marinas como materia prima abundante para obtener ingredientes bioactivos valiosos y multiobjetivo está en continuo crecimiento. En este trabajo, exploramos el potencial de Gracilaria gracilis, un alga roja comestible cultivada en todo el mundo por su interés comercial como fuente de agar y otros ingredientes para aplicaciones cosméticas, farmacológicas, alimentarias y de piensos.
Las condiciones de crecimiento de G. gracilis se optimizaron a través de la propagación vegetativa y la esporulación, mientras se manipulaban las condiciones fisicoquímicas para lograr un gran stock de biomasa. Se realizaron metodologías de extracción verde con etanol y agua sobre la biomasa de algas. El potencial bioactivo de los extractos se evaluó a través de un conjunto de ensayos in vitro sobre sus propiedades citotóxicas, antioxidantes y antimicrobianas. Además, se incorporó biomasa seca de algas marinas en las formulaciones de pasta para aumentar el valor nutricional de los alimentos. Los pigmentos extraídos de G. gracilis también se han incorporado al yogur como colorante natural, y se evaluó su estabilidad. Ambos productos fueron sometidos a la apreciación de un panel sensorial semi-entrenado con el objetivo de lograr la mejor formulación final antes de llegar al mercado.
Los resultados respaldan la versatilidad de G. gracilis ya sea que se aplique como biomasa completa, extractos y/o pigmentos. A través de la implementación de varios protocolos optimizados, este trabajo permite el desarrollo de productos con potencial para beneficiar a los mercados de alimentos, cosméticos y acuicultura, promoviendo la sostenibilidad ambiental y una economía circular azul.
Además, y en línea con un enfoque de biorrefinería, la biomasa residual de algas marinas se utilizará como bioestimulante para el crecimiento de las plantas o se convertirá en materiales de carbono que se utilizarán en la purificación del agua de los sistemas acuícolas internos del MARE-Polytechnic de Leiria, Portugal.

&#160;Seaweeds can be regarded as an interesting natural raw material to be profited by the pharmaceutical, food, feed, and environmental sectors. They biosynthesize a panoply of molecules, many not found in terrestrial organisms, with relevant biological properties1,2. However, seaweed-optimized cultivation protocols need to be implemented to ensure a large biomass stock.
Cultivation methods must always consider the nature of the seaweed thalli and overall morphology. Gracilaria gracilis is a clonal taxon, meaning the attachment organ produces multiple vegetative axes. Propagation by fragmentation (vegetative reproduction) is thus achieved, as each of these axes is fully able to adopt an independent life from the main thallus3. Clonal taxa can be successfully integrated with simple and fast one-step cultivation methodologies, as large amounts of biomass are obtained by splitting the thallus into small fragments that quickly regenerate and grow into new, genetically identical individuals. Both haplontic and diplontic thalli may be used in this process. Although the genus exhibits a complex haplo-diplontic isomorphic triphasic life cycle, sporulation is rarely necessary except when genetic renewal of the stocks is required to achieve improved crops. In this case, both tetraspores (haplontic spores formed by meiosis) and carpospores (diplontic spores formed by mitosis) give rise to macroscopic thalli that can then be grown and propagated by vegetative reproduction4. Growth cycles are dictated by environmental conditions and the physiological state of the individuals, among other biological factors such as the emergence of epiphytes and the adhesion of other organisms. Therefore, optimizing growing conditions is crucial to ensure high productivity and produce good quality biomass5.
The extraction of bioactive compounds from seaweed, including G. gracilis, can be achieved through various methods6,7. The choice of the extraction method depends on the specific compounds of interest, the target application, and the characteristics of the seaweed. In this study, we focused on solvent extraction, which involves using green solvents, such as water or ethanol, to dissolve and extract bioactive compounds from the seaweed biomass. The extraction can be carried out through maceration in a versatile and effective way and can be used for a wide range of compounds. It is a simple and widely used method involving soaking biomass in a solvent for an extended period, typically at room or slightly elevated temperatures. The solvent is stirred to enhance the extraction process. After the desired extraction time, the solvent is separated from the solid material by filtration or centrifugation.
Water is a commonly used solvent in food applications due to its safety, availability, and compatibility with a wide range of food products. Water extraction is suitable for polar compounds such as polysaccharides, peptides, and certain phenolics. However, it may not effectively extract non-polar compounds. Ethanol is also a widely used solvent in food applications and can be effective for extracting a variety of bioactive molecules, including phenolic compounds, flavonoids, and certain pigments. Ethanol is generally recognized as safe for use in food and can be easily evaporated, leaving behind the extracted compounds. It is worth noting that the choice of extraction method should consider factors such as efficiency, selectivity, cost-effectiveness, and environmental impact. The optimization of extraction parameters, such as solvent concentration, extraction time, temperature, and pressure, is crucial to achieving optimal yields of bioactive compounds from G. gracilis or other seaweeds.
Seaweeds have been found to exhibit antimicrobial activity against a wide range of microorganisms, including bacteria, fungi, and viruses8. This activity is attributed to bioactive components, including phenolics, polysaccharides, peptides, and fatty acids. Several studies have demonstrated their efficacy against pathogens such as Escherichia coli, Staphylococcus aureus, Salmonella sp., and Pseudomonas aeruginosa, among others9. The antimicrobial activity of seaweeds is attributed to the presence of bioactive compounds that can interfere with microbial cell walls, membranes, enzymes, and signaling pathways10. These compounds may disrupt microbial growth, inhibit biofilm formation, and modulate immune responses.
Red seaweeds, also known as rhodophytes, are a group of algae that can exhibit antimicrobial activity against a variety of microorganisms. Within this group, G. gracilis contains various bioactive compounds that may contribute to its reported antimicrobial activity. While the specific molecules can vary, the common classes that have been reported in G. gracilis and may possess antimicrobial properties are polysaccharides, phenolics, terpenoids, and pigments11. However, it is important to note that the presence and amounts of these components can vary depending on factors such as the location of seaweed collection, seasonality, physiological condition of the thalli, and environmental conditions. Therefore, the specific class and concentration of antimicrobial compounds in G. gracilis may vary accordingly.
G. gracilis has also been found to hold antioxidant properties, containing various phenolic compounds, which have been shown to scavenge free radicals and reduce oxidative stress12. Antioxidants help to protect cells from damage caused by reactive oxygen species and have potential health benefits. Antioxidant capacity can be evaluated directly through different methods, including the 2,2-diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH) free radical scavenging activity and, indirectly, through the quantification of total polyphenolic content (TPC)13.
Even though an ingredient is reported to have a prominent bioactivity, its cytotoxicity assessment is indispensable in evaluating natural and synthetic substances to be used in contact with living cells or tissues. There are several methods for measuring cytotoxicity, each one with advantages and limitations. Overall, they offer a range of options to evaluate the harmful effects of many substances on cells and, at the same time, to investigate the mechanisms of cell damage and death14.
In this work, we use the 3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyltetrazolium bromide (MTT) assay, a colorimetric method introduced by Mosmann (1983)15. This method measures the reduction of tetrazolium salts to a purple formazan product by metabolically active cells. The higher the amount of formazan crystals, the higher the number of viable cells, thus providing an indirect measure of cytotoxicity14. Since in this work, G. gracilis water and ethanol extracts are intended to be incorporated into dermo-cosmetic formulations, the in vitro cytotoxicity evaluation is performed in a keratinocyte (HaCaT) cell line.
Concerning the food application, seaweeds are generally low in calories and nutritionally rich in dietary fibers, essential elements and amino acids, polysaccharides, polyunsaturated fatty acids, polyphenols, and vitamins2,16. G. gracilis is no exception, having an interesting nutritional value. Freitas et al. (2021)4 found that cultivated G. gracilis had higher levels of protein and vitamin C and maintained the level of total lipids compared to wild seaweed. This may represent an economic and environmental advantage, as nutritionally speaking, production is preferable to the exploitation of wild resources. In addition, consumers are increasingly concerned about the type of food they eat, so it is important to introduce new ingredients for food enrichment and use new resources to obtain extracts that can add value to a product and claim a &#34;clean label.&#34; Besides, the current market is very competitive, requiring the development of new products and innovative strategies to differentiate manufacturers from their competitors17.
The enrichment of products with poor nutritional value, such as pasta, with marine resources, including seaweed, is a strategy to introduce this resource as a new food and a market differentiation strategy through a product with distinct nutritional value. On the other hand, G. gracilis is a source of natural red pigments such as phycobiliproteins18, having high potential for applications in the food industry. This seaweed has shown high interest in several areas, and its application can be made using the whole seaweed, extracts and/or the remaining biomass. In this work, we demonstrate some examples of such applications.

Autor destacado: Explorando los compuestos bioactivos de las algas marinas para innovaciones sostenibles en las industrias 

Valorización del alga roja Gracilaria gracilis a través de un enfoque de biorrefinería

Our research is focused on the prospection of new bioactive compounds from seaweed that can be useful in different sectors such as food, cosmetic, and pharmaceutical industries. There is a growing awareness in society about the potential of marine organisms to deliver bioactive compounds. These compounds can be used to produce sustainable and safer functional cosmetics to improve the quality of food products and serve as source of new chemical structures for the development of new pharmaceutical drugs.One of the challenges of using seaweed in the development of new food products is to avoid using high amounts that could lead to unpleasant sensory properties in food. Using seaweed extracts is a way to get around this problem. With this protocol, we were able to develop pasta, wheat, add nutritional value by incorporating whole algae.Usually, the addition of these ingredients provides less common sensory properties. However, with the developed formulation, a consumer acceptance was still achieved.

Actividad antimicrobiana
A la hora de interpretar los resultados obtenidos, hay que tener en cuenta que cuanto mayor sea el porcentaje de inhibición, mayor será la eficacia del extracto para inhibir el crecimiento de esa cepa concreta y, en consecuencia, más interesante será el extracto como antimicrobiano. A través de esta metodología, podemos identificar rápidamente qué extractos tienen mayor actividad...

Watch this Scientific Journal Video about Exploring Seaweed's Bioactive Compounds for Sustainable Innovations in Industries at JoVE.com

Aquí, describimos varios protocolos que apuntan a una valorización integrada de Gracilaria gracilis: recolección de especies silvestres, crecimiento interno y extracción de ingredientes bioactivos. Se evalúan los efectos antioxidantes, antimicrobianos y citotóxicos de los extractos, junto con la evaluación nutricional y de estabilidad de los alimentos enriquecidos con biomasa y pigmentos de algas marinas enteras.

The interest in seaweeds as an abundant feedstock to obtain valuable and multitarget bioactive ingredients is continuously growing. In this work, we ...

Nuestra investigación se centra en la prospección de nuevos compuestos bioactivos a partir de algas marinas que puedan ser útiles en diferentes sectores como la alimentación, la cosmética y la industria farmacéutica. Existe una creciente conciencia en la sociedad sobre el potencial de los organismos marinos para liberar compuestos bioactivos. Estos compuestos se pueden utilizar para producir cosméticos funcionales sostenibles y más seguros para mejorar la calidad de los productos alimenticios y servir como fuente de nuevas estructuras químicas para el desarrollo de nuevos fármacos.Uno de los retos del uso de algas marinas en el desarrollo de nuevos productos alimenticios es evitar el uso de grandes cantidades que podrían dar lugar a propiedades sensoriales desagradables en los alimentos. El uso de extractos de algas marinas es una forma de evitar este problema. Con este protocolo, pudimos desarrollar pastas, trigo, agregar valor nutricional al incorporar algas enteras.Por lo general, la adición de estos ingredientes proporciona propiedades sensoriales menos comunes. Sin embargo, con la formulación desarrollada, se logró la aceptación de los consumidores.

valorization-red-seaweed-gracilaria-gracilis-through-biorefinery

Research

JoVE Journal

Biology

Valorization of the Red Seaweed Gracilaria gracilis Through a Biorefinery Approach

The interest in seaweeds as an abundant feedstock to obtain valuable and multitarget bioactive ingredients is continuously growing. In this work, we explore the potential of Gracilaria gracilis, an edible red seaweed cultivated worldwide for its commercial interest as a source of agar and other ingredients for cosmetic, pharmacological, food, and feed applications.
G. gracilis growth conditions were optimized through vegetative propagation and sporulation while manipulating the physicochemical conditions to achieve a large biomass stock. Green extraction methodologies with ethanol and water were performed over the seaweed biomass. The bioactive potential of extracts was assessed through a set of in vitro assays concerning their cytotoxicity, antioxidant, and antimicrobial properties. Additionally, dried seaweed biomass was incorporated into pasta formulations to increase food&#39;s nutritional value. Pigments extracted from G. gracilis have also been incorporated into yogurt as a natural colorant, and their stability was evaluated. Both products were submitted to the appreciation of a semi-trained sensorial panel aiming to achieve the best final formulation before reaching the market.
Results support the versatility of G. gracilis whether it is applied as a whole biomass, extracts and/or pigments. Through implementing several optimized protocols, this work allows the development of products with the potential to profit the food, cosmetic, and aquaculture markets, promoting environmental sustainability and a blue circular economy.
Moreover, and in line with a biorefinery approach, the residual seaweed biomass will be used as biostimulant for plant growth or converted to carbon materials to be used in water purification of the in-house aquaculture systems of MARE-Polytechnic of Leiria, Portugal.

Here, we describe several protocols aiming at an integrated valorization of Gracilaria gracilis: wild species harvesting, in-house growth, and extraction of bioactive ingredients. The extracts&#39; antioxidant, antimicrobial, and cytotoxic effects are evaluated, along with the nutritional and stability assessment of food enriched with whole seaweed biomass and pigments.

Investigación

Biología

Extraction of the Bioactive Ingredients from Gracilaria gracilis

Extraction of the Bioactive Ingredients from Gracilaria gracilis  

To begin, grow Gracilaria gracilis in 250 milliliters of flat bottom flasks in a climatic room. Once the biomass has been scaled up, dried, and ground, weigh the resulting dried biomass. Dissolve it in 100 milliliters of solvent and mix by stirring in a vessel protected from light for 30 minutes.Perform extractions with ethanol and water separately at room temperature. Filter the liquid extracts through filter paper to separate them from the remaining biomass. Centrifuge the extracts at 8, 000 G for 10 minutes, at room temperature.Freeze dry the aqueous extracts and use a rotary evaporator at 40 degrees Celsius to evaporate the ethanol extracts.

Extracción de los ingredientes bioactivos de Gracilaria gracilis

Evaluation of the Antioxidant and Cytotoxic Effects of Gracilaria gracilis Extracts

Evaluation of the Antioxidant and Cytotoxic Effects of Gracilaria gracilis Extracts  

To begin, take the aqueous and ethanol extracts obtained from the dried Gracilaria gracilis. In a 96 well microplate, dispense two microliters of each sample and 198 microliters of DPPH dissolved in absolute ethanol. Then, using a microplate spectrophotometer, measure the absorbance at 517 nanometers.Take the human keratinocytes grown in 96 well plates overnight. Add two microliters of the DMSO dissolved extracts to 198 microliters of the medium in microplate wells. Remove the culture medium.Add 100 microliters of MTT to the cells and incubate in the dark for 30 minutes. To solubilize the intracellular formazan crystals, add 100 microliters of DMSO. Using a microplate reader, measure the absorbance at 570 nanometers.The DPPH test demonstrated that the temperature of 40 degrees Celsius showed higher inhibition values of oxidant activity compared to extracts obtained at room temperature or 70 degrees Celsius. No cytotoxic effects were observed on human keratinocytes, suggesting that at the maximum assay concentration, both aqueous and ethanol extracts are safe for cutaneous use.

Evaluación de los efectos antioxidantes y citotóxicos de los extractos de Gracilaria gracilis

Pasta Production Using Gracilaria gracilis, Nutritional Evaluation, and Sensory Evaluation

Pasta Production Using Gracilaria gracilis, Nutritional Evaluation, and Sensory Evaluation  

To begin, combine predefined portions of rice flour, gracilaria gracilis, and chlorella vulgaris in the equipment, and add approximately 30%water to the mixture. After a few minutes of mixing, followed by extruding the pasta, using the equipment, cut it manually. To produce chifferi, dry the pasta at 68 degrees Celsius for 42 minutes, followed by an additional five hours and 30 minutes at 76 degrees Celsius, simulating an industrial process.Finally, vacuum seal the samples and store them in a dark place at room temperature. Take one gram sample in a glass crucible with a filter bottom and position it in the fiber analyzer. Add 150 milliliters of preheated 1.25%sulfuric acid, and two milliliters of anti-foaming agent to the column of each crucible.Remove the solvent and rinse the crucible three times with deionized water to prepare the sample for the basic hydrolysis. After washing the crucibles three times with 150 milliliters of acetone, carefully transfer those to an oven set at 150 degrees Celsius for one hour. Record the final weight.Transfer the crucibles to a muffle furnace, set at 500 degrees Celsius for three hours, and then record the final weight. To determine the fatty acids profile, add two milliliters of 2%sulfuric acid solution in methanol to a 50 milligram sample. Heat the mixture at 80 degrees Celsius for two hours.Then, cool the mixture to room temperature and add one milliliter of ultrapure water and two milliliters of N-heptane to each sample. After vortexing the mixture for one minute, centrifuge it for five minutes. Later, recover the upper N-heptane phase containing the fatty acid methyl esters and transfer it to gas chromatography vials.Analyze the samples in a gas chromatograph equipped with a TR-FAME capillary column, an auto sampler, and a flame ionization detector. Determine the fatty acid profile by comparing the resulting retention times with a standard. Incubate porcelain crucibles for three hours at 105 degrees Celsius.Allow them to cool in a desiccator, and then record their weights. After incubating 10 grams of the sample, as demonstrated previously, calculate its moisture content using the displayed equation. Then, transfer the crucibles with the dried samples to an incinerator heated to 525 degrees Celsius for four hours.After cooling the samples, record their weight. To assess consumer acceptance, use chifferi pasta samples cooked in distilled water for eight minutes. Conduct sensory tests in individual sensory booths located in a sensory analysis laboratory.Evaluate the visual appearance, color, texture, odor, sea taste, overall taste, overall evaluation, and purchase intent of the samples. The pasta received ratings of five and six on a hedonic scale of one to nine for sea taste and visual appearance, respectively. The pasta had a purchase intention score of five and an overall appreciation score of six.

Producción de pasta con Gracilaria gracilis, evaluación nutricional y evaluación sensorial

Incorporation of Seaweed Extract in Yogurt and Color Stability Evaluation 

To begin, add 50 milliliters of sodium phosphate buffer to one gram of Gracilaria gracilis. After homogenizing the mixture, use a mortar and pestle to macerate the sample for 10 minutes. Transfer the solution to a tube and centrifuge it for 20 minutes at 12298g.After combining the supernatant, slowly add 65%ammonium sulfate, then pellet the precipitate by centrifugation and dissolve it in distilled water. Perform dialysis of the extract using a tubing membrane against water for 24 hours, followed by freeze drying. To incorporate the extract, mix it in yogurt at a concentration of 0.21%Store the samples in individual glass flasks at 4 degrees Celsius until analysis.To check the color stability of the extract in yogurt, calibrate the colorimeter using a white ceramic plate. Fill a cell with approximately 28 grams of the sample and analyze its color. The color stability of the yogurts with pigment was evaluated for 12 days at 4 degrees celsius.The incorporation of the extracts in yogurts showed good color attention with a color difference of 7.01 plus or minus 2.36 after 12 days of storage.