Name: Author Spotlight: Assessing Intrathecal Gene Therapy Efficacy in Juvenile Rats
Uploaded: 2024-03-29T14:00:00
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Les auteurs tiennent à remercier Steven Gray, Matthew Rioux, Nanda Regmi et Lacey Stearman de UT Southwestern pour une discussion productive sur le défi posé par les rats juvéniles pour l’injection intrathécale. Ce travail a été en partie soutenu par un financement de Jaguar Gene Therapy (à JLFK).

Cette étude a été approuvée par le comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Université Emory (IACUC). Des rats Sprague-Dawley (âgés de 28 à 30 jours, masse d’environ 90 à 135 g, mâles et femelles) ont été utilisés dans la présente étude.
1. Préparation du vecteur
<ol><li>Décongeler le vecteur AAV9 (voir le tableau des matériaux) sur de la glace au début de l’intervention.</li>
	<li>Centrifugez brièvement le...

Lumbar Puncture Delivery of AAV9 in Juvenile Rats for CNS Gene Therapy

<ol>
	<li>Wurster, C., Petri, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Progress+in+spinal+muscular+atrophy+research.">Progress in spinal muscular atrophy research.</a> Curr Opin Neurol. 35 (5), 693-698 (2022).</li><li>Wu, K. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retinitis+pigmentosa:+Novel+therapeutic+targets+and+drug+development.">Retinitis pigmentosa: Novel therapeutic targets and drug development.</a> Pharmaceutics. 15 (2), 685 (2023).</li><li>Larkin, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=First+FDA-approved+gene+therapy+for+hemophilia.">First FDA-approved gene therapy for hemophilia.</a> JAMA. 329 (1), 14 (2023).</li><li>Lee, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nadofaragene+firadenovec:+First+approval.">Nadofaragene firadenovec: First approval.</a> Drugs. 83 (4), 353-357 (2023).</li><li>Taghian, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+safe+and+reliable+technique+for+CNS+delivery+of+AAV+vectors+in+the+cisterna+magna.">A safe and reliable technique for CNS delivery of AAV vectors in the cisterna magna.</a> Mol Ther. 28 (2), 411-421 (2020).</li><li>Donsante, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracerebroventricular+delivery+of+self-complementary+adeno-associated+virus+serotype+9+to+the+adult+rat+brain.">Intracerebroventricular delivery of self-complementary adeno-associated virus serotype 9 to the adult rat brain.</a> Gene Ther. 23 (5), 401-407 (2016).</li><li>Pellot, J. E., Jesus, O. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Suboccipital+puncture.+[Updated+2022+Jul+25].">Suboccipital puncture. [Updated 2022 Jul 25].</a> StatPearls [Internet]. , (2022).</li><li>Elliger, S. S., Elliger, C. A., Aguilar, C. P., Raju, N. R., Watson, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elimination+of+lysosomal+storage+in+brains+of+MPS+vii+mice+treated+by+intrathecal+administration+of+an+adeno-associated+virus+vector.">Elimination of lysosomal storage in brains of MPS vii mice treated by intrathecal administration of an adeno-associated virus vector.</a> Gene Ther. 6 (6), 1175-1178 (1999).</li><li>De La Calle, J. L., Paino, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+procedure+for+direct+lumbar+puncture+in+rats.">A procedure for direct lumbar puncture in rats.</a> Brain Res Bull. 59 (3), 245-250 (2002).</li><li>O'connor, D. M., Lutomski, C., Jarrold, M. F., Boulis, N. M., Donsante, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lot-to-lot+variation+in+adeno-associated+virus+serotype+9+(AAV9)+preparations.">Lot-to-lot variation in adeno-associated virus serotype 9 (AAV9) preparations.</a> Hum Gene Ther Methods. 30 (6), 214-225 (2019).</li><li>Manfredsson, F. P., Rising, A. C., Mandel, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=AAV9:+A+potential+blood-brain+barrier+buster.">AAV9: A potential blood-brain barrier buster.</a> Mol Ther. 17 (3), 403-405 (2009).</li><li>Hudry, E., Vandenberghe, L. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Therapeutic+AAV+gene+transfer+to+the+nervous+system:+A+clinical+reality.">Therapeutic AAV gene transfer to the nervous system: A clinical reality.</a> Neuron. 101 (5), 839-862 (2019).</li><li>Georg-Fries, B., Biederlack, S., Wolf, J., Zur Hausen, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+proteins,+helper+dependence,+and+seroepidemiology+of+a+new+human+parvovirus.">Analysis of proteins, helper dependence, and seroepidemiology of a new human parvovirus.</a> Virology. 134 (1), 64-71 (1984).</li><li>Schulz, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Binding+and+neutralizing+anti-aav+antibodies:+Detection+and+implications+for+rAAV-mediated+gene+therapy.">Binding and neutralizing anti-aav antibodies: Detection and implications for rAAV-mediated gene therapy.</a> Mol Ther. 31 (3), 616-630 (2023).</li><li>Gray, S. J., Nagabhushan Kalburgi, S., Mccown, T. J., Samulski, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Global+CNS+gene+delivery+and+evasion+of+anti-aav-neutralizing+antibodies+by+intrathecal+aav+administration+in+non-human+primates.">Global CNS gene delivery and evasion of anti-aav-neutralizing antibodies by intrathecal aav administration in non-human primates.</a> Gene Ther. 20 (4), 450-459 (2013).</li><li>Meyer, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+single+injection+CSF+delivery+of+AAV9-mediated+gene+therapy+for+sma:+A+dose-response+study+in+mice+and+non-human+primates.">Improving single injection CSF delivery of AAV9-mediated gene therapy for sma: A dose-response study in mice and non-human primates.</a> Mol Ther. 23 (3), 477-487 (2015).</li><li>Hinderer, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+intrathecal+routes+of+administration+for+adeno-associated+viral+vectors+in+large+animals.">Evaluation of intrathecal routes of administration for adeno-associated viral vectors in large animals.</a> Hum Gene Ther. 29 (1), 15-24 (2018).</li><li>Wang, Y. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cerebrospinal+fluid+leakage+and+headache+after+lumbar+puncture:+A+prospective+non-invasive+imaging+study.">Cerebrospinal fluid leakage and headache after lumbar puncture: A prospective non-invasive imaging study.</a> Brain. 138, 1492-1498 (2015).</li><li>Hordeaux, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adeno-associated+virus-induced+dorsal+root+ganglion+pathology).">Adeno-associated virus-induced dorsal root ganglion pathology).</a> Hum Gene Ther. 31 (15-16), 808-818 (2020).</li><li>Semple, B. D., Blomgren, K., Gimlin, K., Ferriero, D. M., Noble-Haeusslein, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brain+development+in+rodents+and+humans:+Identifying+benchmarks+of+maturation+and+vulnerability+to+injury+across+species.">Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species.</a> Prog Neurobiol. 106-107, 1-16 (2013).</li><li>Fang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+adeno-associated+virus+serotypes+and+delivery+methods+for+cardiac+gene+transfer.">Comparison of adeno-associated virus serotypes and delivery methods for cardiac gene transfer.</a> Hum Gene Ther Methods. 23 (4), 234-241 (2012).</li></ol>

Une grande variété de maladies affectent le SNC. Fournir une copie fonctionnelle du gène pertinent via un vecteur viral est une stratégie de traitement attrayante pour ceux qui sont récessifs et monogéniques par nature, comme l’amyotrophie spinale. Cependant, la barrière hémato-encéphalique (BHE) exclut la plupart des vecteurs de thérapie génique administrés par voie intraveineuse11. Ceux qui peuvent traverser la BHE, comme l’AAV9, doivent être administrés à fortes doses pour su...

La promesse des thérapies géniques à médiation virale s’est finalement concrétisée ces dernières années avec l’approbation par la FDA de traitements pour l’amyotrophie spinale, la dystrophie rétinienne, l’hémophilie par facteur IX, le cancer, etc. D’innombrables autres traitements sont actuellement en cours de développement. La thérapie génique vise à délivrer un gène thérapeutique aux cellules d’un patient. Les produits de ce nouveau gène peuvent remplacer l’activité manquante d’un gène endogène déficient, inhiber un gène toxique, tuer les cellules cancéreuses ou fournir une autre fonction bénéfique.
Pour les maladies affectant le système nerveux central (SNC), il est souvent souhaitable d’administrer le vecteur de thérapie génique directement au tissu cible. Les approches non systémiques offrent deux avantages : elles minimisent les effets secondaires hors cible qui peuvent être causés par la transduction périphérique, et elles réduisent considérablement la quantité de vecteur nécessaire pour atteindre des niveaux adéquats de transduction dans le tissu cible5.
Il existe une variété d’approches pour administrer des vecteurs de thérapie génique au SNC. L’injection intraparenchymateuse, c’est-à-dire l’injection d’un vecteur directement dans la moelle épinière ou le tissu cérébral, peut être utilisée pour l’administration dans une région définie. Cependant, pour de nombreuses maladies, une large transduction du SNC est souhaitée. Cela peut être accompli en délivrant un vecteur dans le liquide céphalo-rachidien (LCR)5, le liquide qui circule dans et autour du cerveau et de la moelle épinière. Il existe trois façons principales d’acheminer des vecteurs vers la PPC. L’approche la plus invasive est l’administration intra-ventriculaire, qui consiste à percer un trou de bavure à travers le crâne et à faire avancer une aiguille à travers le cerveau dans les ventricules latéraux. Cela produit une transduction dans tout le cerveau. Cependant, la procédure peut provoquer une hémorragie intracrânienne, et l’approche ne produit généralement qu’une transduction limitée de la moelle épinière6. L’injection dans la citerne magna à la base du crâne est moins invasive, mais comporte un risque de lésions du tronc cérébral. Bien qu’elle soit souvent utilisée dans la recherche animale5, l’injection dans la citerne magna n’est plus utilisée systématiquement en clinique7. La ponction lombaire est l’approche la moins invasive pour accéder au LCR. Il s’agit de placer une aiguille entre deux vertèbres lombaires et dans la citerne lombaire.
La ponction lombaire pour l’administration de vecteurs est couramment pratiquée chez les rats et les souris adultes et chez les souris néonatales 8,9. Les auteurs de cette étude ont récemment effectué des ponctions lombaires chez des rats juvéniles (âgés de 28 à 30 jours) pour administrer des vecteurs du virus adéno-associé de sérotype 9 (AAV9). Chez des rats adultes, une aiguille de ponction lombaire néonatale a été placée verticalement entre les vertèbres L3 et L49. Un bon placement entraîne un mouvement de la queue et un écoulement du LCR dans le réservoir de l’aiguille. Chez les rats juvéniles, cependant, aucune de ces lectures n’a pu être réalisée. Les auteurs ont ensuite tenté d’adapter une procédure sur une souris adulte à l’aide d’une seringue à insuline de 27 G insérée à un angle compris entre L5 et L610. Chez les souris adultes, qui sont généralement plus petites que les rats P28, cela ne produit pas de battement de queue, mais un mauvais placement de l’aiguille est évident par le reflux de l’injecté. Chez les rats juvéniles, cependant, cette approche a uniformément conduit à l’administration de l’injectat par voie épidurale, probablement en raison de l’élasticité différente entre les souris adultes et les rats juvéniles des couches tissulaires entourant la moelle épinière. Les approches par cathéter ont ensuite été évaluées. Plus précisément, un cathéter a été introduit par une incision dans la dure-mère de la citerne lombaire et jusqu’à la moelle épinière mi-thoracique ; Cependant, cette approche a entraîné un reflux important de l’injectat hors du site d’incision pendant l’accouchement. Les tentatives de placer le cathéter dans l’espace intrathécal par voie percutanée à l’aide d’une aiguille guide ont également été infructueuses. En raison de l’étroitesse de la largeur interlaminaire, le cathéter heurterait probablement la lame rostrale et ne progresserait pas.
Ici, une méthode est décrite pour obtenir une administration réussie et reproductible de la solution par ponction lombaire chez le rat juvénile. Cette approche peut être utilisée pour les vecteurs viraux, et probablement aussi pour les cellules, les produits pharmaceutiques et d’autres traitements.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>200 &#181;L filtered pipette tips</td>
			<td>MidSci</td>
			<td>PR-200RK-FL</td>
			<td>Pipetting virus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AAV9-GFP</td>
			<td>Vector Builder</td>
			<td>P200624-1005ynr</td>
			<td>AAV9 vector expressing GFP</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absorbable Suture with Needle Coated Vicryl Polyglactin 910 FS-2 3/8 Circle Reverse Cutting Needle Size 4 - 0 Braided</td>
			<td>McKesson</td>
			<td>J422H</td>
			<td>Suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bench pad</td>
			<td>VWR</td>
			<td>56616-031</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Braintree Scientific Isothermal Pads, 8&#39;&#39; x 8&#39;&#39;</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>50-195-4664</td>
			<td>Maintains body temperature</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td>McKesson</td>
			<td>1013922</td>
			<td>Analgesic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine-ER (1 mg/mL)</td>
			<td>Zoopharma</td>
			<td></td>
			<td>Extended-release analgesic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton swabs</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>19-365-409</td>
			<td>Blood removal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drape, Mouse, Clear Plastic, 12&#34; x 12&#34;, with Adhesive Fenestration</td>
			<td>Steris</td>
			<td>1212CPSTF</td>
			<td>Surgical drape</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5 Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11251-20</td>
			<td>Forceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electric Blanket</td>
			<td>CVS Health</td>
			<td></td>
			<td>CVS Health Series 500 Extra Long Heating Pad</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eppendorf Research plus, 1-channel pipette, variable, 20&#8211;200 &#181;L</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>3123000055</td>
			<td>Pipetting virus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14059-11</td>
			<td>Curved surgical scissors</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Friedman-Pearson Rongeurs</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>16121-14</td>
			<td>Laminectomy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Halsey Needle Holders</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12001-13</td>
			<td>Needle driver</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin Syringes with Ultra-Fine Needle 12.7 mm x 30 G 3/10 mL/cc</td>
			<td>BD</td>
			<td>328431</td>
			<td>Syringe</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>McKesson</td>
			<td>803250</td>
			<td>Anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isopropanol wipes</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-031-350</td>
			<td>Skin disinfection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lidocaine, 1%</td>
			<td>McKesson</td>
			<td>239935</td>
			<td>Local anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microcentrifuge Tubes: 1.5mL</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>05-408-137</td>
			<td>Loading the syringe</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone-iodine</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>50-118-0481</td>
			<td>Skin disinfection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel Handle - #4</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10004-13</td>
			<td>Scalpel blade holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sure-Seal Induction Chamber</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>EZ-17</td>
			<td>Anesthesia box</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Blade Miltex Carbon Steel No. 11 Sterile Disposable Individually Wrapped</td>
			<td>McKesson</td>
			<td>4-111</td>
			<td>#11 Scalpel blade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SYSTANE NIGHTTIME Eye Ointment</td>
			<td>Alcon</td>
			<td></td>
			<td>Eye ointment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypan Blue</td>
			<td>VWR</td>
			<td>97063-702</td>
			<td>Injection</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

intrathecal vector delivery in juvenile rats via lumbar cistern injection

La thérapie génique est une technologie puissante pour fournir de nouveaux gènes à un patient pour le traitement d’une maladie, qu’il s’agisse d’introduire un gène fonctionnel, d’inactiver un gène toxique ou de fournir un gène dont le produit peut moduler la biologie de la maladie. La méthode d’administration du vecteur thérapeutique peut prendre de nombreuses formes, allant de la perfusion intraveineuse pour une administration systémique à l’injection directe dans le tissu cible. Pour les troubles neurodégénératifs, il est souvent souhaitable d’incliner la transduction vers le cerveau et/ou la moelle épinière. L’approche la moins invasive pour cibler l’ensemble du système nerveux central consiste à injecter dans le liquide céphalo-rachidien (LCR), ce qui permet au traitement d’atteindre une grande partie du système nerveux central. L’approche la plus sûre pour administrer un vecteur dans le LCR est l’injection intrathécale lombaire, où une aiguille est introduite dans la citerne lombaire de la moelle épinière. Cette technique, également connue sous le nom de ponction lombaire, a été largement utilisée chez les rongeurs néonatals et adultes et dans les modèles de grands animaux. Bien que la technique soit similaire entre les espèces et les stades de développement, des différences subtiles de taille, de structure et d’élasticité des tissus entourant l’espace intrathécal nécessitent des adaptations dans l’approche. Cet article décrit une méthode permettant d’effectuer une ponction lombaire chez des rats juvéniles afin d’administrer un vecteur de sérotype 9 adéno-associé. Ici, 25 à 35 μL de vecteur ont été injectés dans la citerne lombaire, et un rapporteur de protéine fluorescente verte (GFP) a été utilisé pour évaluer le profil de transduction résultant de chaque injection. Les avantages et les défis de cette approche sont discutés.

The promise of viral-mediated gene therapies has finally been realized in recent years with the FDA approval of treatments for spinal muscular atrophy, retinal dystrophy, factor IX hemophilia, cancer, and more1,2,3,4. Countless other therapeutics are currently in development. Gene therapy aims to deliver a therapeutic gene to a patient&#39;s cells. The products of this new gene can replace the missing activity from a deficient endogenous gene, inhibit a toxic gene, kill cancerous cells, or provide some other beneficial function.
For diseases affecting the central nervous system (CNS), delivering the gene therapy vector directly to the target tissue is often desirable. Non-systemic approaches provide two benefits: they minimize off-target side effects that may be caused by peripheral transduction, and they greatly reduce the amount of vector needed to achieve adequate levels of transduction in the target tissue5.
There are a variety of approaches to delivering gene therapy vectors to the CNS. Intraparenchymal injection, the injection of a vector directly into the spinal cord or brain tissue, can be used for delivery to a defined region. However, for many diseases, broad transduction of the CNS is desired. This can be accomplished by delivering a vector to the cerebrospinal fluid (CSF)5, the fluid that flows in and around the brain and spinal cord. There are three primary ways to deliver vectors to the CSF. The most invasive approach is intracerebroventricular delivery, which involves drilling a burr hole through the skull and advancing a needle through the brain into the lateral ventricles. This yields transduction throughout the brain. However, the procedure may cause intracranial hemorrhage, and the approach generally produces only limited transduction of the spinal cord6. Injection into the cisterna magna at the base of the skull is less invasive, but carries the risk of damage to the brainstem. While often used in animal research5, injection into the cisterna magna is no longer used routinely in the clinic7. Lumbar puncture is the least invasive approach to access the CSF. This involves placing a needle between two lumbar vertebrae and into the lumbar cistern.
Lumbar puncture for vector delivery is routinely performed in adult rats and mice and in neonatal mice8,9. The authors of this study recently performed lumbar punctures in juvenile rats (28-30 days of age) to deliver adeno-associated virus serotype 9 (AAV9) vectors. In adult rats, a neonatal lumbar puncture needle was placed vertically between the L3 and L4 vertebrae9. Proper placement results in a tail flick and CSF flowing up into the needle reservoir. In juvenile rats, though, neither of these read-outs could be achieved. The authors then attempted to adapt an adult mouse procedure using a 27 G insulin syringe inserted at an angle between L5 and L610. In adult mice, which are typically smaller than P28 rats, this does not produce a tail flick, but incorrect needle placement is evident by the backflow of the injectate. In juvenile rats, however, this approach uniformly led to the injectate being delivered epidurally, likely resulting from different elasticity between adult mice and juvenile rats of the tissue layers surrounding the spinal cord. Catheter approaches were evaluated next. Specifically, a catheter was introduced through an incision in the dura of the lumbar cistern and up to the mid-thoracic spinal cord; however, this approach led to substantial reflux of the injectate back out of the incision site during delivery. Attempts to place the catheter into the intrathecal space percutaneously using a guide needle were also unsuccessful. Due to the narrowness of the interlaminar width, the catheter would likely hit the rostral lamina and fail to advance.
Here, a method is described to achieve successful and reproducible solution delivery via a lumbar puncture in the juvenile rat. This approach can be used for viral vectors, and likely also for cells, pharmaceuticals, and other therapeutics.

Author Spotlight: Assessing Intrathecal Gene Therapy Efficacy in Juvenile Rats

Administration intrathécale de vecteurs chez des rats juvéniles par injection dans une citerne lombaire

Pour déterminer la précision de la technique d’injection, un colorant, le bleu de trypan, a été utilisé comme substitut du traitement. Ce colorant se lie facilement aux protéines, de sorte qu’il reste généralement dans la structure dans laquelle il a été injecté. Cela signifie que le colorant peut ne pas prédire avec précision la distribution post-injection du produit thérapeutique ; Il est simplement utilisé pour révéler la précision de l’injection. Lorsqu’il est introduit avec succès dans la ...

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Une intervention chirurgicale est décrite pour effectuer des injections dans la citerne lombaire du rat juvénile. Cette approche a été utilisée pour l’administration intrathécale de vecteurs de thérapie génique, mais on s’attend à ce qu’elle puisse être utilisée pour une variété de traitements, y compris les cellules et les médicaments.

Gene therapy is a powerful technology to deliver new genes to a patient for the treatment of disease, be it to introduce a functional gene, inactivate a ...

Nos recherches portent sur le développement de thérapies géniques pour les maladies qui affectent le système nerveux central. En décembre 2023, la FDA a approuvé les thérapies géniques à base d’AAV pour une poignée de réserves génétiques, notamment l’amyotrophie spinale, l’amaurose congénitale de Leber, la dystrophie musculaire de Duchenne et l’hémophilie A et B.De nombreux autres traitements sont actuellement à l’étude dans le cadre d’essais précliniques et cliniques. La mise au point d’interventions sûres et efficaces pour les maladies génétiques nécessite de tirer parti d’une gamme d’approches allant d’études minutieuses de l’histoire naturelle chez les patients à des travaux précliniques en culture de tissus et sur des modèles animaux, et la thérapie génique n’est vraiment qu’une des nombreuses technologies utilisées à cette fin.De nombreuses expériences de thérapie génique utilisent des animaux néonatals ou adultes. Peu d’entre eux évaluent les traitements chez les mineurs, alors qu’il s’agit d’une population importante de patients atteints de maladies génétiques. Ainsi, pour les enfants plus âgés, la taille du corps et le système immunitaire constituent des obstacles importants à l’administration intraveineuse de thérapies géniques.L’administration intrathécale peut surmonter ce phénomène, mais nous avons besoin de modèles appropriés pour tester cette hypothèse. Cette procédure que nous avons développée nous permettra d’évaluer l’efficacité de cette approche chez les rats juvéniles.