Name: تسليط الضوء على المؤلف: تكرير تقنيات وضع العلامات Xenopus laevis للدراسات الطبية الحيوية
Uploaded: 2024-06-28T15:00:00
Description: Animal models expand the scope of biomedical research, furthering our understanding of developmental, molecular, and cellular biology and enabling ...

نشكر مركز الطب المقارن والبحوث التابع لكلية دارتموث على توفير التربية اليومية للحيوانات المستخدمة في هذا البروتوكول. كما نشكر ليا جاكوب وأدويتا بوس على مساعدتهما في اختبار البروتوكول وتصوير. أخيرا ، نشكر مختبر آن ميلر على التدريب على ممارسة الوشم. تم دعم هذا العمل من خلال منحة المعاهد الوطنية للصحة R00 GM147826 إلى J.L.

تمت الموافقة على جميع الإجراءات الحيوانية الموصوفة من قبل لجنة رعاية واستخدام المؤسسية في كلية دارتموث.
1. إعداد المعدات
ملاحظة: يتم تضمين سير عمل للإجراء ومثال على إعداد مقاعد البدلاء (الشكل 1).
<ol><li>قم بتوصيل مسدس الوشم ودواسة القدم...

تحسين علامات البرمائيات: دليل لوشم Xenopus

<ol>
	<li>Hubrecht, R. C., Carter, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+3Rs+and+humane+experimental+technique:+Implementing+change.">The 3Rs and humane experimental technique: Implementing change.</a> Animals (Basel). 9 (10), 754 (2019).</li><li>Elkan, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Xenopus+pregnancy+test.">The Xenopus pregnancy test.</a> British Med J. 2, 1253-1256 (1938).</li><li>Vize, P. D., Zorn, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Xenopus+genomic+data+and+browser+resources.">Xenopus genomic data and browser resources.</a> Dev Biol. 426 (2), 194-199 (2017).</li><li>Sive, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Xenopus: A Laboratory Manual. , (2023).</li><li>Borodinsky, L. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Xenopus+laevis+as+a+model+organism+for+the+study+of+spinal+cord+formation,+development,+function+and+regeneration.">Xenopus laevis as a model organism for the study of spinal cord formation, development, function and regeneration.</a> Front Neural Circuits. 11, 90 (2017).</li><li>Hoppler, S., Conlon, F. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Xenopus:+Experimental+access+to+cardiovascular+development,+regeneration+discovery,+and+cardiovascular+heart-defect+modeling.">Xenopus: Experimental access to cardiovascular development, regeneration discovery, and cardiovascular heart-defect modeling.</a> Cold Spring Harb Perspect Biol. 12 (6), a037200 (2020).</li><li>Fisher, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Xenbase:+key+features+and+resources+of+the+Xenopus+model+organism+knowledgebase.">Xenbase: key features and resources of the Xenopus model organism knowledgebase.</a> Genetics. 224 (1), iyad018 (2023).</li><li>Slater, P. G., Hayrapetian, L., Lowery, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Xenopus+laevis+as+a+model+system+to+study+cytoskeletal+dynamics+during+axon+pathfinding.">Xenopus laevis as a model system to study cytoskeletal dynamics during axon pathfinding.</a> Genesis. 55 (1-2), (2017).</li><li>Bermudez, J. G., Chen, H., Einstein, L. C., Good, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Probing+the+biology+of+cell+boundary+conditions+through+confinement+of+Xenopus+cell-free+cytoplasmic+extracts.">Probing the biology of cell boundary conditions through confinement of Xenopus cell-free cytoplasmic extracts.</a> Genesis. 55 (1-2), (2017).</li><li>Stooke-Vaughan, G. A., Davidson, L. A., Woolner, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Xenopus+as+a+model+for+studies+in+mechanical+stress+and+cell+division.">Xenopus as a model for studies in mechanical stress and cell division.</a> Genesis. 55 (1-2), (2017).</li><li>Blackburn, A. T. M., Miller, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+congenital+kidney+diseases+in+Xenopus+laevis.">Modeling congenital kidney diseases in Xenopus laevis.</a> Dis Model Mech. 12 (4), dmm038604 (2019).</li><li>Tandon, P., Conlon, F., Furlow, J. D., Horb, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expanding+the+genetic+toolkit+in+Xenopus:+Approaches+and+opportunities+for+human+disease+modeling.">Expanding the genetic toolkit in Xenopus: Approaches and opportunities for human disease modeling.</a> Dev Biol. 426 (2), 325-335 (2017).</li><li>Wheeler, G. N., Br&#228;ndli, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simple+vertebrate+models+for+chemical+genetics+and+drug+discovery+screens:+Lessons+from+zebrafish+and+Xenopus.">Simple vertebrate models for chemical genetics and drug discovery screens: Lessons from zebrafish and Xenopus.</a> Dev Dyn. 236 (6), 1287-1308 (2009).</li><li>Carron, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolutionary+origin+of+Hox13-dependent+skin+appendages+in+amphibians.">Evolutionary origin of Hox13-dependent skin appendages in amphibians.</a> Nat Commun. 15 (1), 2328 (2024).</li><li>Schultz, T. W., Dawson, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Housing+and+husbandry+of+Xenopus+for+oocyte+production.">Housing and husbandry of Xenopus for oocyte production.</a> Lab Animal. 32 (2), 34-39 (2003).</li><li>Cadillac, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Animal identification systems used for mice. , (2006).</li><li>Donnelly, M. A., Guyer, C., Juterbock, J. E., Alford, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Techniques+for+marking+amphibians.">Techniques for marking amphibians.</a> Meas Monitor Biol Div: Std Meth Amphibians. , 277-284 (1994).</li><li>Hutchens, S. J., Deperno, C. S., Matthews, C. E., Pollock, K. H., Woodward, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visible+implant+fluorescent+marker:+A+reliable+marking+alternative+for+snakes.">Visible implant fluorescent marker: A reliable marking alternative for snakes.</a> Herpetol Rev. 39 (3), 301-303 (2008).</li><li>Hoogstraten-Miller, S., Dunham, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Practical+identification+methods+for+African+clawed+frogs+(Xenopus+laevis).">Practical identification methods for African clawed frogs (Xenopus laevis).</a> Lab Animal. 26 (7), 36-38 (1997).</li><li>Loopstra, J. A., Zwart, P., Verhoeff-de Fremery, R., Vervoordeldonk, F. J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Marking+of+African+clawed+toads+(Xenopus+laevis).+Improvement+of+a+skin+autograft+technique.">Marking of African clawed toads (Xenopus laevis). Improvement of a skin autograft technique.</a> New Dev Biosci: Their Implicat Lab Animal Sci. , 311-316 (1988).</li><li>R&#246;del, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Xenopus+tropicalis.">Xenopus tropicalis.</a> AmphibiaWeb. , (2001).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Worldwide+Tattoo+Supply.">Worldwide Tattoo Supply.</a> Stealth 2 Rotary Tattoo Machine Intro &amp; Maintenance. , (2015).</li><li>Khan, S. U., Mufti, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+hot+history+and+cold+future+of+brands.">The hot history and cold future of brands.</a> J Manager Sci. 1 (1), 75-84 (2007).</li><li>Catlett, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> All About Lip Tattoo: what to Expect, Cost, Risks, Touch-ups &amp; More. , (2019).</li></ol>

وشم البشر هو شكل من أشكال الفن يعود تاريخه إلى آلاف السنين ، وطالما أن البشر قد وشموا أنفسهم ، فقد قاموا أيضا بوشم أو وصفهم23. إن معدات وتقنيات وسم ، وخاصة الثدييات ، راسخة وموثقة جيدا ويمكن الوصول إليها على نطاق واسع. في حين أن تمييز كان في الأصل للتمييز بين الماشية وردع السرقة<s...

النماذج الحيوانية هي أدوات مفيدة للتحقيق في الأسئلة المتعلقة بصحة الإنسان. في الممارسة العملية ، تتطلب البحوث الطبية الحيوية باستخدام النماذج الحيوانية تنظيما دقيقا وصيانة مستعمرة حيوانية صحية. تهدف أفضل الممارسات للتعامل الأخلاقي مع وتربيتها إلى تقليل عدد اللازمة للتجارب وتحسين الممارسات لضمان رعاية1. جنس الضفدع المخالب ، بما في ذلك Xenopus laevis (X. laevis; الضفدع الأفريقي ذو المخالب) و Xenopus tropicalis (X. tropicalis; الضفدع الغربي المخالب) ، وقد استخدمت في البحوث الطبية الحيوية منذ ثلاثينيات القرن العشرين عندما تم استخدام X. laevis من قبل أطباء جنوب أفريقيا لإجراء اختبارات الحمل الأولى2. في حين أن اختبارات الحمل الحديثة لم تعد تتطلب الضفادع ، إلا أن دور أبحاث Xenopus لا يزال قائما. تشمل مزايا استخدام Xenopus للبحوث الطبية الحيوية الجينومات المشروحةجيدا 3 ، والإباضة المستحثة على مدار العام لبراثن كبيرة من البيض4 ، والبيض الموضوعة خارجيا القابلة للتخصيب في المختبر . هذه الميزات تجعلها رصيدا مفيدا لعلم أجنة الفقاريات وتطورها5،6،7 ، والبيولوجيا الجزيئية والخلوية الأساسية7،8،9،10 ، ونمذجة الأمراض البشرية7،11،12،13.
تعد الطرق الموثوقة لتتبع Xenopus الفردية ضرورية لتسجيل النسخ البيولوجية وتحسين الدقة والتكاثر في البحث. نظرا لأن Xenopus غالبا ما يتم إيواؤه في مجموعات ، فإن وضع العلامات على يسمح للباحثين بتتبع الفردية بسهولة4. يمكن أن يؤدي الاحتفاظ بسجل دقيق للحيوانات إلى توفير الوقت والموارد وتحسين القدرة على تتبع صحة. على سبيل المثال ، يمكن أن يؤدي التعرف الفردي على إلى تحسين سير عمل المنظمة لتوليد خطوط Xenopus المعدلة وراثيا ، حيث يتطلب ذلك أجيالا متعددة من الضفادع ذات الأنماط الجينية المحددة التي تم التحقق منها عن طريق التسلسل14 ، الأمر الذي يتطلب التنظيم والتعرف الفردي على. هذا صحيح بشكل خاص عندما تفتقر هذه الطفرات إلى الأنماط الظاهرية للبالغين التي يمكن تمييزها بسهولة. وبالمثل ، فإن استخدام بويضات Xenopus والأجنة لدراسة البيولوجيا الخلوية والتنموية الأساسية يستفيد من تتبع الفردية. بعد تحفيز الإباضة ، تحتاج إلى الراحة لمدة لا تقل عن 3 أشهر لمنع المضاعفات الصحية مثل متلازمة فرط الإباضة15. تضمن طرق تحديد الهوية الفردية عدم حث على الإباضة بشكل متكرر.
كما يمكن وضع العلامات على وتتبعها موظفي المختبر من تتبع المخاوف الصحية للحيوانات. يمكن أن تشير من نفس النمط الوراثي التي تصاب بالمرض إلى زواج الأقارب المفرط أو المخاوف الصحية غير المتوقعة المرتبطة بجين التحوير. وبالمثل ، يمكن أن تشير إصابة بالمرض بعد الإباضة الأخيرة إلى مشاكل في الكواشف أو المواد أو التقنيات. يمكن تتبع وصحتها موظفي المختبرات والأطباء البيطريين من المتابعة عند ظهور المخاوف واتخاذ تدابير وقائية لمنع المرض في المستقبل. في الثدييات ، هناك العديد من طرق تحديد الهوية. تشمل الطرق الدائمة للفئران تثقيب الأذن ، وعلامات الأذن ، والوشم ، والرقائق الدقيقة تحت الجلد16. يمكن أن تميز هذه بشكل واضح وموثوق داخل مستعمرة أو قفص ويمكن إدارتها بسهولة من قبل موظفي المختبر. طرق مثل تثقيب الأذن طفيفة التوغل ، وتتطلب قطعة واحدة فقط من المعدات المتخصصة ، وتعمل مع من معظم الأعمار. في حين أن هذه الأنظمة واضحة ومفيدة للفئران ، فإن استخدامها في الضفادع يمثل مجموعة فريدة من التحديات. تفتقر الضفادع والبرمائيات الأخرى إلى صيوان الأذن (بنية الأذن الخارجية). قام بعض الباحثين بإرفاق علامات على فك أو إصبع قدمه أو أطرافه الخلفية17,18. أدى هذا النهج إلى مشاكل مختلفة: تسببت علامات الفك في تهيج ، وحاولت الضفادع المهتاجة سحب العلامات بأطرافها الأمامية17. اخترقت علامات أصابع القدم الحزام بين أصابع القدم ، مما أضعف الحركة وتحمل خطر الضياع. على هذا النحو ، تتطلب البرمائيات طرقها الخاصة لتحديد الهوية. تاريخيا ، تم استخدام قص أصابع القدم أيضا لتمييز البرمائيات17,19. يتم قص إصبع القدم بمقص حاد ، ويمكن التعرف على من خلال طول أصابع القدم على القدمين الأماميتين والقدمين الخلفيتين أو من خلال الزاوية التي نما بها إصبع القدم مرة أخرى (في السمندل). ومع ذلك ، فإن هذه الطريقة تشكل قلقا أخلاقيا من أن قص إصبع القدم قد يضعف حركة17. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن أن يسبب هذا النزيف وإدخال خطر العدوى. نظام آخر راسخ لوضع العلامات هو الطعوم الذاتية للجلد ، حيث يتم أخذ الجلد من جزء من الضفدع وربطه جراحيا بجزء آخر. على سبيل المثال ، يتم وصف طريقة لتمييز ظهر الضفدع أو كتفه باستخدام طعم جلدي فاتح اللون من صدره20. تأتي ترقيع الجلد أيضا مع قيود ومخاطر: الإجراء غازي ويعرض خطر الإصابة بعدوى Aeromonas hydrophila ، أو الساق الحمراء ، وهي إصابة قاتلة. يستغرق الشفاء التام للطعم الذاتي ما يصل إلى 6 أسابيع ؛ ومع الطرق الموصوفة ، يمكن إيواء 6 ضفادع فقط معا بسبب الأماكن المحدودة لوضع الطعم الذاتي20.
تشمل طرق وضع العلامات الأقل توغلا الخرز الزجاجي ورقائق جهاز الإرسال والاستقبال17,19. في طريقة الخرزة الزجاجية ، يتم ربط الخرز الزجاجي على خياطة صغيرة وخياطتها في جلد الضفدع. يوفر هذا تنوعا أكبر من الطعوم الذاتية للجلد ، مع ما لا يقل عن 60 مجموعة ألوان مميزة. ومع ذلك ، هناك خطر من أن الخيط يمكن أن يخرج ويؤدي إلى فقدان الخرز. بدلا من ذلك ، يمكن زرع جهاز إرسال واستقبال رقاقة تحت الجلد في الكيس الليمفاوي الظهري للضفدع. تعتبر هذه الطريقة الأكثر ديمومة لوضع العلامات وتمكن من تحديد عدد لا حصر له من وفهرستها بشكل فردي. ومع ذلك ، فهذه أيضا أغلى طريقة ، حيث أن الرقائق الفردية باهظة الثمن ، وسيكون وضع علامة على مستعمرة كبيرة مكلفا. تتطلب الرقائق الدقيقة أيضا ماسحا ضوئيا خاصا لقراءة19. أحد الأساليب الشائعة لتحديد Xenopus هو الإشارة إلى التلوين والزخرفة الطبيعية للحيوانات. هذا يعمل بشكل جيد بشكل خاص مع الضفادع مثل X. laevis ، والتي لها أنماط مميزة تبقى طوال مرحلة البلوغ. ومع ذلك ، يمكن أن تتغير هذه الأنماط بمرور الوقت مع الإجهاد ، ويمكن أن يظهر التلوين مختلفا عند نقل الضفادع بين الحاويات الشفافة والملونة15. بالإضافة إلى ذلك ، فإن طريقة التعريف هذه أقل فائدة ل X. tropicalis ، التي لها أنماط تمييز أقل تميزا مقارنة ب X. laevis ، أو للحيوانات البيضاء ، التي ليس لها علامات ملونة21. حتى بالنسبة للأنواع ذات العلامات المميزة ، يمكن لموظفي المختبر تفسير موضع العلامات وحجمها بشكل مختلف ، مما قد يتسبب في حدوث أخطاء في تحديد الهوية. لهذا السبب ، يكون تصوير أكثر موثوقية بالاقتران مع طريقة تحديد إضافية. لذلك ، نسعى إلى تمييز وتحديد Xenopus باستخدام تقنية يسهل تمييزها ودائمة وطفيفة التوغل.
هناك موارد منشورة محدودة تصف طرق وشم البرمائيات. تم وصف الوشم جنبا إلى جنب مع تقنيات العلامات التجارية الأخرى ، بما في ذلك العلامات التجارية الحرارية وماركات نترات الفضة والعلامات التجاريةللتجميد 17. في نفس المورد ، تم إجراء الوشم عن طريق رسم الأرقام بإبرة تحت الجلد 27G ، ولوحظ أن العملية لا تسبب العدوى ، على عكس تقنيات العلامات التجارية الأخرى ، التي استخدمت سلكا على شكل رقم أو علامة أخرى. في مصدر آخر ، تم استخدام آلة الوشم الكهربائية (الموصوفة بأنها إبرة تهتز) لتمييز الضفادع ، ولكن تم تقديم القليل من التفاصيل حول التقنية 17,19. يحذر المؤلفون من أنه من خلال إزعاج طبقة الوحل الواقية للضفدع ، فإن هذا الإجراء يزيد من خطر احمرار الساق. على الرغم من عدم وجود طريقة لوضع العلامات أو تحديد الهوية تكون غير جراحية تماما (مثل الصور الفوتوغرافية) ودائمة (مثل الرقائق الدقيقة) ، فإن الوشم يوفر حلا وسطا فعالا. الوشم بسيط نسبيا مقارنة بالتقنيات الأخرى ، مثل الطعوم الذاتية للجلد. تشمل المزايا الإضافية منحنى تعليمي أصغر ومعدات غير مكلفة نسبيا. يأتي وشم البرمائيات المائية مع بعض التحديات التي يمكن أن تخيف الباحثين وتضعف العلامات الحيوانية الناجحة. تهدف هذه الورقة إلى تزويد الباحثين بطرق موثقة جيدا لوشم Xenopus البالغ باستخدام آلة الوشم الدوارة.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>3 needle round liners</td>
			<td>Worldwide Tattoo Supply</td>
			<td>1203RLB</td>
			<td>Packaged sterile</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 Needle Round Disposable ULTRA</td>
			<td>Worldwide Tattoo Supply</td>
			<td>HTIPRS5-U</td>
			<td>Packaged sterile</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 needle round liners</td>
			<td>Worldwide Tattoo Supply</td>
			<td>1205RLB</td>
			<td>Packaged sterile</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7 needle round liners</td>
			<td>Worldwide Tattoo Supply</td>
			<td>1207RLB</td>
			<td>Packaged sterile</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clip Cord</td>
			<td>Worldwide Tattoo Supply</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Foot pedal</td>
			<td>Worldwide Tattoo Supply</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inkpots</td>
			<td>Worldwide Tattoo Supply</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kimwipes, delicate task wipes</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>06-666A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RCA Connection</td>
			<td>Worldwide Tattoo Supply</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scream Ink Pitch Black, 1oz</td>
			<td>Worldwide Tattoo Supply</td>
			<td>SI101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium bicarbonate (NaHCO3)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S5761</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless steel grips</td>
			<td>Worldwide Tattoo Supply</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stealth 2.0 Rotary Tattoo Machine</td>
			<td>Worldwide Tattoo Supply</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stealth 2.0 Rotary Tattoo Machine Box Set</td>
			<td>Worldwide Tattoo Supply</td>
			<td>STEALTH2-SET</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Styrofoam island</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This is the lid of a styrofoam cold shipping container</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tricaine (ethyl 3-aminobenzonate methanesulfate)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>E10521</td>
			<td>CAUTION: IRRITANT</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Unbleached paper towels</td>
			<td>Grainger</td>
			<td>2U229</td>
			<td>Paper towels MUST be unbleached, bleach is toxic to amphibians</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Voltage Supply</td>
			<td>Worldwide Tattoo Supply</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wash bottle (with frog-safe water)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>FB0340923T</td>
			<td>Frog safe water is dechlorinated, pH 7.0-8.5, conductivity 1200-1800 uS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>X. laevis adult female</td>
			<td>Xenopus1</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zip-top plastic bag</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This bag should be large enough to hold the styrofoam island</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

methods for tattooing xenopus laevis with a rotary tattoo machine

تعمل النماذج الحيوانية على توسيع نطاق البحوث الطبية الحيوية ، مما يعزز فهمنا للبيولوجيا التنموية والجزيئية والخلوية وتمكين الباحثين من نمذجة الأمراض البشرية. يسمح تسجيل وتتبع الفردية للباحثين بتقليل عدد المطلوبة للدراسة وتحسين الممارسات لتحسين رفاهية. توجد العديد من الطرق الموثقة جيدا لوضع علامات على الثدييات وتتبعها ، بما في ذلك تثقيب الأذن وعلامات الأذن. ومع ذلك ، فإن طرق تمييز أنواع البرمائيات المائية محدودة ، حيث أن الموارد الحالية قديمة أو غير فعالة أو باهظة التكلفة. في هذه المخطوطة ، نوضح الطرق وأفضل الممارسات لتمييز Xenopus laevis بآلة وشم دوارة. ينتج عن الوشم المناسب وشم عالي الجودة ، مما يجعل الأفراد قابلين للتمييز بسهولة للباحثين ويشكل الحد الأدنى من المخاطر على صحة. نسلط الضوء أيضا على أسباب الوشم ذي الجودة الرديئة ، والتي يمكن أن تؤدي إلى ظهور وشم يتلاشى بسرعة ويسبب ضررا غير ضروري للحيوانات. يسمح هذا النهج للباحثين والأطباء البيطريين بوضع علامات على البرمائيات ، مما يمكنهم من تتبع النسخ البيولوجية والخطوط المعدلة وراثيا والاحتفاظ بسجلات دقيقة لصحة.

Animal models are useful tools for investigating questions pertaining to human health. In practice, biomedical research using animal models requires careful organization and maintenance of a healthy animal colony. Best practices for ethical animal handling and husbandry aim to reduce the number of animals needed for experimentation and refine practices to ensure animal welfare1. The clawed frog genus, including Xenopus laevis (X. laevis; African clawed frog) and Xenopus tropicalis (X. tropicalis; Western clawed frog), have been used in biomedical research since the 1930s when X. laevis were used by South African doctors to conduct the first pregnancy tests2. While modern pregnancy tests no longer require frogs, the role of Xenopus research persists. Advantages of using Xenopus for biomedical research include their well-annotated genomes3, year-round inducible ovulation of large clutches of eggs4, and externally laid eggs amenable to in vitro fertilization. These features make them a useful asset for vertebrate embryology and development5,6,7, basic molecular and cellular biology7,8,9,10, and for modeling human disease7,11,12,13.
Reliable methods for tracking individual Xenopus animals are essential for recording biological replicates and improving rigor and reproducibility in research. As Xenopus are frequently housed in groups, animal marking allows researchers to easily track individual animals4. Maintaining an accurate record of animals can save time and resources and improve the ability to track animals&#39; health. For example, individual identification of animals can improve organization workflows for generating transgenic Xenopus lines, as this requires multiple generations of frogs with specific genotypes verified by sequencing14, which requires organization and individual identification of animals. This is particularly true when these mutations lack easily discernible adult phenotypes. Similarly, the use of Xenopus oocytes and embryos to study basic cellular and developmental biology benefits from tracking individual animals. After inducing ovulation, animals need to rest for a minimum of 3 months to prevent health complications such as hyper-ovulation syndrome15. Individual identification methods ensure that animals are not induced to ovulate too frequently.
Marking and tracking animals also enables lab personnel to track animals&#39; health concerns. Animals of the same genotype falling ill can indicate excessive inbreeding or unanticipated health concerns associated with the transgene. Similarly, animals falling ill after recent ovulation can indicate issues with reagents, materials, or techniques. Tracking animals and their health enables lab personnel and veterinarians to follow up when concerns resurface and take preventative measures to prevent future illness. In mammals, there are numerous identification methods. Permanent methods for mice include ear punching, ear tags, tattooing, and subcutaneous microchips16. These can clearly and reliably differentiate animals within a colony or cage and can be easily administered by laboratory personnel. Methods such as ear punching are minimally invasive, require only one piece of specialized equipment, and work for animals of most ages. While these systems are straightforward and useful for mice, their use in frogs presents a unique set of challenges. Frogs and other amphibians lack a pinna (external ear structure). Some researchers have attached tags to the animal&#39;s jaw, toe, or hind limb17,18. This approach resulted in various problems: jaw tags caused irritation, and agitated frogs attempted to pull off tags with their forelimbs17. Toe tags pierced the webbing between toes, impairing movement and carrying the risk of becoming lost. As such, amphibians require their own methods for identification. Historically, toe-clipping has also been used to mark amphibians17,19. The toe is clipped with a sharp pair of scissors, and the animal can be identified by the length of toes on the forefeet and hind feet or by the angle at which the toe has grown back (in salamanders). However, this method poses the ethical concern that toe clipping may impair the animal&#39;s movement17. In addition, this can cause bleeding and introduce a risk of infection. Another established marking system is skin autografts, in which skin is taken from one part of the frog and surgically attached to another part. For example, a method is described for marking a frog&#39;s back or shoulder using a light-colored skin graft from its chest20. Skin grafts also come with limitations and risks: the procedure is invasive and introduces the risk of Aeromonas hydrophila infection, or red leg, a potentially fatal affliction; complete healing of the autograft takes up to 6 weeks; and with the methods described, only 6 frogs can be housed together because of limited places to put an autograft20.
Less invasive marking approaches include glass beads and transponder chips17,19. In the glass bead method, glass beads are threaded onto a small suture and sewn into the frog&#39;s skin. This provides greater variability than skin autografts, with at least 60 distinctive color combinations. There is, however, a risk that the suture can come out and result in the beads being lost. Alternatively, a microchip transponder can be implanted under the skin in the frog&#39;s dorsal lymph sac. This is considered the most permanent marking method and enables a potentially infinite number of animals to be individually identified and cataloged. However, this is also the most expensive method, as individual microchips are expensive, and a large colony would be costly to mark. Microchips also require a special scanner to read19. One common approach for Xenopus identification is referring to animals&#39; natural coloring and patterning. This works especially well for frogs such as X. laevis, which have distinct patterns that remain throughout adulthood. However, these patterns can change over time with stress, and coloring can appear different when frogs are moved between transparent and tinted containers15. Additionally, this identification method is less useful for X. tropicalis, which has less distinct marking patterns compared to X. laevis, or for albino animals, which have no color markings21. Even for species with distinct markings, lab personnel can interpret the placement and size of markings differently, which can cause errors in identification. Because of this, photographing animals is most reliable in conjunction with an additional identification method. Therefore, we seek to mark and identify Xenopus animals using a technique that is easily discernable, permanent, and minimally invasive.
There are limited published resources describing methods for tattooing amphibians. Tattooing has been described alongside other branding techniques, including heat brands, silver nitrate brands, and freeze brands17. In the same resource, tattooing was done by drawing numerals with a 27G hypodermic needle, and the process was noted not to cause infection, in contrast to the other branding techniques, which used a wire shaped into a numeral or other mark. In another source, an electric tattooing machine (described as a vibrating needle) was used to mark frogs, but little detail was provided on the technique17,19. The authors warn that by disturbing the frog&#39;s protective slime layer, this procedure increases the risk of red leg. While there is no marking or identification method that is both completely noninvasive (such as photographs) and permanent (such as microchips), tattooing provides an effective compromise. Tattooing is relatively straightforward compared to other techniques, such as skin autografts. Additional benefits include a smaller learning curve and relatively inexpensive equipment. Tattooing aquatic amphibians comes with certain challenges, which can intimidate researchers and impair successful animal marking. This paper aims to provide researchers with well-documented methods for tattooing adult Xenopus with a rotary tattoo machine.

تسليط الضوء على المؤلف: تكرير تقنيات وضع العلامات Xenopus laevis للدراسات الطبية الحيوية

طرق وشم Xenopus laevis باستخدام آلة الوشم الدوارة

Our research is focused on investigating the organization of the cell cortex using Xenopus egg extracts and supported lipid bilayers. We are trying to understand how dynamic cytoskeletal patterns are regulated within the cortex and how these patterns support basic cell functions like cell division. This protocol outlines an effective and safe method for marking Xenopus laevis.This approach enables researchers to track genetic lines and experimental replicates and to monitor animal health. Tattooing is a cost-effective permanent marking technique for amphibians. It's much less invasive than other permanent methods, such as skin graft or tags, it's also more reliable than qualitative methods, like photos or pattern recognition.

سيكون للوشم عالي الجودة ضربات داكنة ومقروءة على صدر الضفدع ويمكن تمييزه بوضوح من على بعد عدة أقدام (الشكل 5 أ). بشكل عام ، تعد الأرقام والعلامات الأكبر أفضل لسهولة القراءة ، ولكن يمكن تصغير الأسماء والأرقام الأطول لتناسب بشكل مريح صدر الضفدع. يصعب الحكم على طول عمر الوشم ، و?...

هنا ، نصف طرق وشم Xenopus laevis البالغ (ضفدع أفريقي مخلبي) باستخدام آلة وشم دوارة. ينتج عن الوشم المناسب أرقام داكنة يسهل قراءتها تدوم لعدة أشهر وتجعل قابلة للتمييز بسهولة لأغراض البحث وحفظ السجلات.

Animal models expand the scope of biomedical research, furthering our understanding of developmental, molecular, and cellular biology and enabling ...

methods-for-tattooing-xenopus-laevis-with-a-rotary-tattoo-machine

Research

JoVE Journal

Biology

Methods for Tattooing Xenopus laevis with a Rotary Tattoo Machine

Animal models expand the scope of biomedical research, furthering our understanding of developmental, molecular, and cellular biology and enabling researchers to model human disease. Recording and tracking individual animals allows researchers to reduce the number of animals required for study and refine practices to improve animal wellbeing. Several well-documented methods exist for marking and tracking mammals, including ear punching and ear tags. However, methods for marking aquatic amphibian species are limited, with the existing resources being outdated, ineffective, or prohibitively costly. In this manuscript, we outline methods and best practices for marking Xenopus laevis with a rotary tattoo machine. Proper tattooing results in high-quality tattoos, making individuals easily distinguishable for researchers and posing minimal risk to animals' health. We also highlight the causes of poor-quality tattoos, which can result in tattoos that fade quickly and cause unnecessary harm to animals. This approach allows researchers and veterinarians to mark amphibians, enabling them to track biological replicates and transgenic lines and to keep accurate records of animal health.

Here, we describe methods for tattooing adult Xenopus laevis (African clawed frog) with a rotary tattoo machine. Proper tattooing results in dark, easily legible numerals that last for several months and make animals easily distinguishable for research and recordkeeping purposes.

Preparation of the Tattoo Gun to Mark Frogs for Research Purposes

To begin, connect the tattoo gun and foot pedal to the power supply. Position the foot pedal underneath the working surface. For assembling the tattoo gun, loosen the screws in the grip with an Allen wrench.Insert the plastic tip all the way into the grip and tighten the screw to hold it in place. Then insert the metal tube in the back of the grip to half of its length and tighten the screw while adjusting the length. Insert a tattoo needle through the back of the grip to secure it in the plastic tip at the front of the grip.Slide the back of the needle and metal tube through the tube clamp. After adjusting the metal tube, hand tighten the tube clamp until it cannot move. Remove the black O-ring, hook the needle onto the rotor arm, and replace the O-ring.Next, set the required voltage on the power supply. Once the power supply is plugged in, press the foot pedal to check if the machine works. Fill the plastic ink pot with black tattoo ink to about three quarters full before tattooing.

تحضير مسدس الوشم لتمييز الضفادع لأغراض البحث

Rotary Tattoo Method for Long-Term Marking of Xenopus in Research Environments

To begin, set up the equipment for tattooing. Place the anesthetized frog on its back on a dry, unbleached paper towel. Using a dry, lint-free wipe, clear the water and mucus from the frog's chest.Then find the sternum in the center of the frog's chest with fingers, and using the non-dominant hand, hold the skin taught. Position the assembled tattoo gun vertically relative to the working surface and dip the needle into the ink. Keeping the gun vertical, press the needle tip onto the frog's skin, followed by the foot pedal.Draw lines onto the frog's skin while applying even pressure. If the needle gets stuck, clear excess ink or skin from the needle with a wipe. If necessary, clear excess ink on the frog's chest with frog-safe water and a wipe, and then wick away moisture with a dry wipe.Continue to ink the same area until dark, legible numbers persist after wiping away excess ink. Fill a tank with 10 to 15 liters of fresh frog-safe water and add a styrofoam island to provide a surface for the frog to wake up without drowning. Wet a paper towel with frog-safe water and place it flat on the styrofoam island.Next, lay the frog belly down on the towel facing the water. Fold half of the paper towel over the back half of the frog, and using cupped hands, wet its top portion. After 24 hours, when the tattoo is healed, return the frog to its long-term housing unit.Of the frogs tattooed, 100%had visible tattoos immediately after tattooing, 100%had them 24 hours after tattooing, and 91%had them four months after tattooing.