Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

لقد قمنا بتصميم إجراء الذي يستخدم الجثث بشرية فورمالدهايد ثابتة لمساعدة الجراحين في التدريب لغرس ميكروليكترودي صفائف في اللحاء الجديد الدماغ البشري.

Abstract

ويصف هذا البروتوكول إجراء لمساعدة الجراحين في التدريب لغرس ميكروليكترودي صفائف في اللحاء الجديد الدماغ البشري. ومكن التقدم التكنولوجي الأخيرة تلفيق صفائف ميكروليكترودي التي تسمح لتسجيل نشاط الخلايا العصبية الفردية متعددة في اللحاء الجديد الدماغ البشري. هذه المصفوفات لديها القدرة على تحقيق رؤية فريدة من نوعها على يرتبط الخلايا العصبية الدماغية وظيفة في الصحة والمرض. وعلاوة على ذلك، تحديد وفك مداركه نشاط الخلايا العصبية يفتح إمكانية إنشاء واجهات الكمبيوتر الدماغ، ومما قد يساعد على استعادة الوظائف العصبية المفقودة. غرس صفائف ميكروليكترودي نيوكورتيكال إجراء جائر يتطلب اوديما سينتيميتريك أعلاه والتعرض للسطح القشرية؛ وهكذا، يجب تنفيذ الإجراء قبل الأعصاب المدربين تدريبا كافياً. وبغية توفير فرصة للتدريب الجراحي، قمنا بتصميم إجراء يستند إلى نموذج الجثث بشرية. استخدام الجثث البشرية الثابتة فورمالدهايد يتجاوز الصعوبات العملية والأخلاقية والمالية لممارسة العمليات الجراحية على الحيوانات (غير البشرية لا سيما الرئيسات) مع الحفاظ على هيكل العيانية الرأس، الجمجمة، والسحايا والمخ السطح والسماح بواقعية، مثل غرفة العمليات لتحديد المواقع وأجهزة القياس. وعلاوة على ذلك، استخدام الجثث البشرية أقرب إلى الممارسة السريرية اليومية من أي نموذج غير البشرية. العوائق الرئيسية لمحاكاة المأخوذة هي عدم وجود نبض المخ والدورة الدموية والسائل الدماغي النخاعي. ونقترح أن نموذج ثابت فورمالدهايد الجثث بشرية نهج ملائمة وعملية وفعالة من حيث التكلفة لضمان التدريب الجراحي السليم قبل غرس صفائف ميكروليكترودي في اللحاء الجديد المعيشة البشرية.

Introduction

وقد شهدت السنوات الأخيرة تطوير الحلول التكنولوجية للتحدي من تسجيل نشاط الخلايا العصبية الفردية متعددة في المعيشة الدماغ1،،من23. صفائف المستندة إلى السليكون ميكروليكترودي تؤدي كذلك إلى ميكروليكتروديس الأسلاك التقليدية من حيث خصائص الإشارة، وأنها يمكن أن تسجل من عشرات إلى مئات من الخلايا العصبية في قطعة صغيرة من أنسجة المخ4،5، 6 , 7-يسمح صفائف ميكروليكترودي العلماء إثبات التطابق بين النشاط العصبي في القشرة الحركية الأولية من القرود والذراع حركات8، الذي قدم بدوره دفعة قوية لتنمية الدماغ-الكمبيوتر 9من الواجهات (التطبيق).

تم استخدام صفائف ميكروليكترودي في البشر في حالتين: يزرع المزمن لمراقبة التطبيق ويزرع شبه المزمن لدراسة نشاط الخلايا العصبية الفردية في المرضى الذين يعانون من الصرع. يزرع المزمنة، تستهدف تمثيل الوظيفية من الجهة في القشرة الحركية الأولية، قد يسمح للمرضى الذين يعانون من شلل للتحكم في الحركة الذراع الروبوتية أو الكمبيوتر المؤشرات10،11،12 ،13. يزرع شبه مزمنة، إدراج جنبا إلى جنب مع أقطاب اليكتروكورتيكوجرافي له (ECOG) في المرضى الذين يعانون من الصرع المقاوم الذين هم المرشحين ل جراحة الصرع14، تسمح تسجيلات وحدة واحدة قبل وأثناء وبعد المضبوطات، وقد بدأت لإلقاء الضوء على نشاط واحد من الخلايا العصبية أثناء وبين نوبات الصرع15،،من1617،،من1819. صفائف ميكروليكترودي تنطوي على إمكانات لتحسين فهمنا لكيفية وظائف الدماغ بإنشاء ارتباط بين نشاط الخلايا العصبية، من ناحية، والتصورات، وحركات وأفكار البشر، سواء في الصحة أو في شكل كبير المرض، في ال20،21.

صفائف المستندة إلى السليكون ميكروليكترودي أصبحت الآن متاحة تجارياً، واستعمالها في البشر قد أقرها السلطات التنظيمية في الولايات المتحدة في بيان الصرع شبه مزمنة. ومع ذلك، هذه الأجهزة هي الغازية ويجب إدراجها في الدماغ. وتشمل الآثار السلبية لتقنية الإدراج غير لائق، وبعد فشل الجهاز لتسجيل نشاط الخلايا العصبية، نزيف في المخ، والإصابة، مع احتمال خلل العصبية طويلة الأمد أو دائمة. على الرغم من أن معدل مضاعفات زرع ميكروليكترودي صفيف غير معروف حاليا، أن معدل المضاعفات الخطيرة المحتملة أثناء غرس ماكروليكتروديس داخل الجمجمة المخ (EEG) هو 1-5%22، 23-ولذلك، غرس صفائف ميكروليكترودي السليم يتطلب مهارات الجراحة العصبية واسعة النطاق والتدريب الخاصة بالإجراء.

وتشمل النهج المتاحة للجراحين لشحذ مهاراتهم مع صفائف ميكرويليكترودي في بيئة آمنة الثدييات غير البشرية والجثث البشرية. أن إخلاص استنساخ نموذج التدريب المثالي بحجم وسمك الجمجمة البشرية؛ بالمتانة وتشعبت الأوعية الدموية دوراً؛ نمط جيريفيكيشن، والاتساق ونبض الدماغ البشري؛ وجود تعميم الدم والسائل النخاعي؛ وتحديد المواقع الشاملة لهذا الموضوع في غرفة العمليات (أو)--مثل البيئة. وهكذا، تحتاج نماذج حيوانية تكون بحجم كاف توفير تجربة ذات مغزى للجراحين. الرئيسيات غير البشرية الكبيرة تأتي الأقرب، ولكن استخدامها للتدريب الجراحي لا يمكن تحمله على حد سواء من منظور أخلاقي، ونظرا لأنها مكلفة. لا تقم بإدخال القوارض النظر بسبب صغر حجمها؛ استخدام حتى القطط أو أرانب يعني متباينة إلى حد كبير من بيئة أو شبيهة.

الجثامين البشرية تمثل بديلاً جذاباً. وتشمل مزاياها الحياة مثل حجم وشكل الرأس والدماغ وإمكانية إعداد التدريب الجراحي في بيئة مثل أو. أن الخروج الأكثر وضوحاً من حالة واقعية هي عدم وجود نبضات المخ والنزيف والتعديلات في الجانب ويبينون أنسجة الجسم التي محددة للطريقة المستخدمة ل الحفاظ على الجثث24. الجثامين مجمدة طازجة الحفاظ على الاتساق والمرونة للعديد من الأعضاء والأنسجة إلى حد ما، ولكن لها عدة عيوب: يبدأون اللاإنسانية بمجرد ذوبان الجليد يبدأ، حتى أن الدماغ يصبح المتردية جداً لإدراج ميكروليكترودي الصفيف المراد تنفيذها واقعيا، ومورد نادر نسبيا وباهظة الثمن. الجثامين فورمالدهايد ثابتة، من ناحية أخرى، أكثر بأسعار معقولة ومتاحة وأكثر دواما، على حساب الاتساق تصلب الأنسجة.

هنا، يمكننا إنشاء إجراء باستخدام نموذج ثابت فورمالدهايد الجثث بشرية لتوفير تدريب الجراحة العصبية لغرس مجموعة ميكروليكترودي نيوكورتيكال. نهجنا يسمح واقعية، أو مثل تحديد المواقع وأجهزة القياس؛ أداء اوديما ودوروتومي وتعريض سطح نيوكورتيكال؛ إرفاق قاعدة التمثال القطب بعظم الجمجمة المجاورة اوديما؛ وإدراج مجموعة ميكروليكترودي اللحاء الجديد مع المسبار هوائي25. حاسمة، وهي تمكن الجراحين الممارسة محاذاة دقيقة لمجموعة ميكروليكترودي (وهو متصل بقاعدة التمثال القطب بحزمة من الأسلاك ذهبية فردي معزول) موازيا ل السطح نيوكورتيكال26. لدينا بروتوكول يتطابق إخلاص الإشارة بغرس الصفيف ميكروليكترودي جنبا إلى جنب مع غرس اكوج في المرضى الذين هم المرشحين لجراحة الصرع. تفاصيل جراحة زرع تتأثر إلى حد كبير بالضبط نوع الصفيف ميكرويليكترودي؛ هنا، نحن تصف الإجراء الخاص بأحد الصفائف التي تلقت مؤخرا موافقة الجهات التنظيمية للاستخدام في البشر في الولايات المتحدة الأمريكية. الصفيف يوتا ما يسمى تتألف من 4 x 4 مم، وشبكة ميكرويليكترودي 100؛ قاعدة التمثال transcutaneous المرتبط بالجدول الخارجي للجمجمة؛ وحزمة أسلاك توصيل الاثنين.

Protocol

وقدم الجثث البشرية المستخدمة في هذا العمل إطار هيئة هبات للتعليم الطبي. تم الحصول على الموافقة المستنيرة للتبرع بالجسم في الكتابة أثناء حياة المتبرع. وفقا للقوانين الاتحادية والمقاطعات، من الضروري أي مراجعة لجنة أخلاقيات.

ملاحظة: هذا البروتوكول يفترض أن الأشخاص الذين يقومون بممارسة الجراحة السياميتين مع التدريب والخبرة في مجال إجراءات الجراحة العصبية القياسية، بما في ذلك المريض لتحديد المواقع وتثبيت الرأس، اوديما، ودوروتومي، وخياطة. بالإضافة إلى الأدوات والمعدات الخاصة بالمصفوفة ميكروليكترودي، تستخدم أدوات الجراحة العصبية القياسية والمعدات.

1-اختيار من الجثث والإعداد لغرفة العمليات

  1. حدد عينة مع لا تاريخ لمرض أو إصابة في الرأس والجمجمة والدماغ.
    1. اختيارياً، قم بإجراء تفحص التصوير المقطعي (CT) من الرأس الجثث التأكد من أنه لا يوجد أي كبيرة داخل الجمجمة الآفة (الشكل 1A)، مثل ورم دموي له المزمن أو آفة توسعية محوري داخل. استخدام المقطعية، تحديد منطقة مستهدفة القشرية لغرس الصفيف ميكرويليكترودي (مثل منطقة "مقبض اليد" المغزلي بريسينترال، المقابلة لتمثيل اليد في القشرة الحركية الأولية27، وفي حالة التدريب لغرس BCI).
  2. وضع الجثث في استلقاء جانبية على جدول تشغيل. استخدام جدول تشغيل بدلاً من الجدول لكي تضيف إلى الواقعية للبيئة أو الشبيهة تشريح ويسهل تثبيت المشبك الجمجمة والمسبار هوائي. ضع الجثث في استلقاء جانبية بغية السماح بالنهج فرونتو الزمانية في جثة فورمالدهايد ثابتة، ويقتصر في منهم دوران الرقبة.
  3. إصلاح الرأس في الجمجمة المشبك (الشكل 1B). تغطية مع الستائر الجراحية (الشكل 1).
    ملاحظة: في حالتنا، دبابيس المشبك الجمجمة الخلفي غير عادي متوضعة في الطائرة السهمي من الرأس (انظر الشكل 1B)، نظراً لأن اعتدنا المشبك جمجمة قد تم تعديلها لأغراض التدريب الجراحي لعقد رأس الجثة مفصولة عن بقية من الجسم.
    1. عند استخدام المشبك جمجمة قياسية في جدول تشغيل، ضع دبابيس الخلفي تأمين الرأس عمودي على الطائرة السهمي.

2-التعرض للسطح نيوكورتيكال

  1. جداً فروة الرأس باستخدام مشرط، عقب شق الاستفهام لفضح الزمانية وعظام أمامي. تشريح العضلات تيمبوراليس على طول الحافة الخلفية من الشق. اتكأ في عضلة فروة الرأس وتيمبوراليس بتشريح كليلة (الشكل 1).
  2. أداء اوديما فرونتو-الزمانية ساحة كبيرة، مثلاً 5 × 5 سم (الشكل 2A). ولهذا الغرض، حفر ثقوب لدغ الأربعة في زوايا اوديما المقصود. ثم استخدم في كرانيوتومي للاتصال الثقوب لدغ. إزالة رفرف العظام باستخدام ملعقة، تعريض الأم الجافية. تخزين رفرف العظام في المحلول الملحي.
  3. فتح الجافية ثلاثة جوانب من اوديما استخدام مقص دوراً (الشكل 2). اتكأ عليه وكشف الغشاء العنكبوتي وسطح اللحاء الجديد الدماغية (الشكل 2).

3-تثبيت قاعدة التمثال القطب

  1. حدد المغزلي القشرية حيث سوف يكون مزروع الصفيف ميكروليكترودي. حدد جيرال سطح مسطح تقريبا حيث أن الصفيف ميكروليكترودي ستقع دافق بأنه عند إدراج. تأكد من أنه لا يوجد أي التعقيب الأوعية الدموية مرئية على سطح القشرية حيث سيتم إدخال الصفيف ميكروليكترودي.
  2. قم بتحديد موقع لتثبيت قاعدة التمثال القطب على حافة متفوقة اوديما، قريبة من شق الجلد، والسماح فترة سماح كافية لحزمة الأسلاك بحيث يمكن الوصول إلى الصفيف ميكروليكترودي المغزلي الهدف. المسمار رمي إلى الجدول الخارجي لعظم الجمجمة بجوار اوديما (الشكل 2D). استخدام 6 إلى 8 التنصت على مسامير العظام القشرية (طولها 6 مم وقطرها 2 مم) لضمان تثبيت المناسبة.
    1. عند التعامل مع قاعدة التمثال، تأكد دائماً أن الصفيف ميكروليكترودي ولا تلمس أي شيء (قد يكون معطوباً أو قد لاسيراتي على سطح نيوكورتيكال) بعقد حزمة أسلاك قريبة من الصفيف ميكروليكترودي مع ملاقط مع البلاستيك-أو نصائح مغلفة بالمطاط (الشكل 2E).

4-تحديد المواقع والإدراج في الصفيف ميكروليكترودي

  1. ضع الصفيف ميكرويليكترودي بالتوازي مع سطح المغزلي المستهدفة. ثني حزمة الأسلاك اللازمة لهذا الغرض (الشكل 3A).
    ملاحظة: حزمة أسلاك قاسية لا بسهولة يتوافق مع رغبات الجراح. الرعاية والصبر مطلوبة للحصول على محاذاة جيد طائفة ميكروليكترودي والقشرية السطحية.
    1. بشكل اختياري، استخدام الأشرطة التيتانيوم "الكلب والعظام" لتأمين حزمة الأسلاك للجمجمة والتحكم في مسارها نحو المغزلي المستهدفة. لا المسمار حزام مسرف لتجنب إتلاف حزمة الأسلاك.
  2. جلب المسبار هوائي في المحاذاة تقريبية مع الجزء الخلفي الصفيف ميكروليكترودي (الشكل 3B). التحكم في اتصالات المسبار هوائي لمربع عنصر التحكم به، ثم قم بتشغيل في مربع عنصر التحكم.
    ملاحظة: تأكد من أن المسبار هوائي على الأقل 5 ملم بعيداً عن الصفيف قبل تشغيل مربع عنصر التحكم، كما يمكن أن تسبب المسبار هوائي عند أول تشغيل.
  3. استخدام مسامير الملليمتري صاحب المسبار هوائي لصقل المحاذاة المسبار مع الجزء الخلفي الصفيف ميكروليكترودي (الشكل 3B، اقحم). استخدام المسبار، تنطبق رحلة تسيطر على نصف القطر وضغط برنامج المشورة التقنية إلى الجزء الخلفي الصفيف ميكروليكترودي وأدخله في السطح القشرية، ودفعها من خلال الغشاء العنكبوتي.
    ملاحظة: تحقق من أن الصفيف ميكروليكترودي دافق مع السطح القشرية.

5-تحديد المواقع في شبكة اكوج له

ملاحظة: هذه الخطوة اختيارية.

  1. ضع شبكة اكوج له فوق سطح مكشوف القشرية (3D الشكل). إذا لزم الأمر، قم بإزالة أقطاب بقطع من خلال الشبكة حيث يناسب الشكل العام للشبكة اكوج في اوديما.
  2. توجيه الشبكة اكوج حيث أنه سيتم إنهاء الأسلاك بآلام الجافية والجمجمة ﻷسلحته أو الخلف.
  3. ري الشبكة اكوج مع المالحة قبل وضعه مع السطح القشرية.
  4. تأمين الشبكة اكوج بخياطة إلى الجافية عند حواف دوروتومي.

6-إعادة تموضع وإغلاق الجافية ورفرف العظام، ورفرف الجلد

  1. تعكس الأم الجافية مرة أخرى على السطح القشرية المكشوفة وخياطة إلى حواف دوروتومي.
  2. برغي "الكلب والعظام" التيتانيوم الأشرطة على حواف رفرف العظام باستخدام التنصت على مسامير العظام القشرية. تغيير موضع رفرف العظام داخل اوديما. تأمين رفرف العظام المجاورة لعظام الجمجمة مع الأشرطة التيتانيوم "الكلب والعظام" والتنصت على مسامير العظام القشرية. الحرص على عدم سحق حزمة أسلاك الصفيف ميكروليكترودي (وتلك الشبكة اكوج اختياري) بين حواف العظام.
  3. وتعكس وخياطة رفرف الجلد. إغلاق شق الجلد حول العنق من رمي قطب كهربائي (الشكل 3E).
    1. بدلاً من ذلك، تسمح قاعدة التمثال خروج فروة الرأس من خلال شق طعنه منفصلة إلى رفرف فروة الرأس.

النتائج

لدينا بروتوكول يستخدم نموذج الجثث بشرية تركز اهتمامها فورمالدهايد للسماح للجراحين الممارسة العملية الجراحية لغرس مجموعة ميكروليكترودي في اللحاء الجديد الدماغي في بيئة واقعية، مثل أو. خيار أداء neuroimaging الجثة، مثل الرأس CT، سوف تؤكد عدم وجود أي الآفة داخل الجمجمة كبيرة (الشكل 1A

Discussion

نموذج ثابت فورمالدهايد الجثث البشرية والبروتوكول الجراحية الموصوفة هنا تكرار العملية الجراحية لزرع صفائف ميكروليكترودي إلى البشرية اللحاء الدماغي الجديد. كل خطوة من الإجراءات، بما في ذلك الموضع من الصفيف ميكروليكترودي وفي الإدراج مع الواضع هوائي، المضي قدما تقريبا بنفس الطريقة كما هو ...

Disclosures

الكتاب ليس لها علاقة بالكشف عن.

Acknowledgements

الكتاب ممتنون للدكتور روب فرانكلين (بلاك روك Microsystems)، الأستاذ مارجيتا سيك (شعبة طب الأعصاب، مستشفى جامعة جنيف، جنيف، سويسرا)، الدكتور أندريا بارتولي والأستاذ كارل شالر (شعبة جراحة الأعصاب، جامعة جنيف المستشفيات، جنيف، سويسرا)، والسيد فلوران بوردين والبروفسور جون دونوهيو ص (ويس مركز بيو ونيورونجينيرينج، جنيف، سويسرا) لدعمها في إعداد هذا العمل.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Mayfield skull clampIntegra LifeSciences, Cincinnati, OHA1059
Midas Rex MR7 system for craniotomyMedtronic, Minneapolis, MNEC300
Dura scissorsSklar Surgical Instruments, West Chester, PA22-2742
Self-tapping bone screwsOrthoMed Inc., Tigard, OROM SYN211806
Microelectrode array and pedestalBlackrock Microsystems, Salt Lake City, UTLB-0612Mock-up arrays are available from the manufacturer upon request
Pneumatic impacterBlackrock Microsystems, Salt Lake City, UTLB-0088
64-channel electrocorticography gridAd-Tech Medical Instrument Corporation, Racine, WIFG64C-SP10X-0C6Optional

References

  1. Campbell, P. K., Jones, K. E., Huber, R. J., Horch, K. W., Normann, R. A. A silicon-based, 3-dimensional neural interface - manufacturing processes for an intracortical electrode array. IEEE Trans. Biomed. Eng. 38 (8), 758-768 (1991).
  2. Jones, K. E., Campbell, P. K., Normann, R. A. A glass/silicon composite intracortical electrode array. Ann. Biomed. Eng. 20 (4), 423-427 (1992).
  3. Maynard, E. M., Nordhausen, C. T., Normann, R. A. The Utah Intracortical Electrode Array: A recording structure for potential brain-computer interfaces. Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol. 102 (3), 228-239 (1997).
  4. Csicsvari, J., et al. Massively parallel recording of unit and local field potentials with silicon-based electrodes. J. Neurophysiol. 90 (2), 1314-1314 (2003).
  5. Kelly, R. C., et al. Comparison of recordings from microelectrode arrays and single electrodes in the visual cortex. J. Neurosci. 27 (2), 261-264 (2007).
  6. Nordhausen, C. T., Maynard, E. M., Normann, R. A. Single unit recording capabilities of a 100 microelectrode array. Brain Res. 726 (1-2), 129-140 (1996).
  7. Nordhausen, C. T., Rousche, P. J., Normann, R. A. Optimizing recording capabilities of the Utah Intracortical Electrode Array. Brain Res. 637 (1-2), 27-36 (1994).
  8. Maynard, E. M., et al. Neuronal interactions improve cortical population coding of movement direction. J. Neurosci. 19 (18), 8083-8093 (1999).
  9. Serruya, M. D., Hatsopoulos, N. G., Paninski, L., Fellows, M. R., Donoghue, J. P. Instant neural control of a movement signal. Nature. 416 (6877), 141-142 (2002).
  10. Hochberg, L. R., et al. Neuronal ensemble control of prosthetic devices by a human with tetraplegia. Nature. 442 (7099), 164-171 (2006).
  11. Hochberg, L. R., et al. Reach and grasp by people with tetraplegia using a neurally controlled robotic arm. Nature. 485 (7398), 372 (2012).
  12. Simeral, J. D., Kim, S. P., Black, M. J., Donoghue, J. P., Hochberg, L. R. Neural control of cursor trajectory and click by a human with tetraplegia 1000 days after implant of an intracortical microelectrode array. J. Neural Eng. 8 (2), 25027 (2011).
  13. Jarosiewicz, B., et al. Virtual typing by people with tetraplegia using a self-calibrating intracortical brain-computer interface. Sci. Transl. Med. 7 (313), 313ra179 (2015).
  14. Seeck, M., Schomer, D. L., Niedermeyer, E. Intracranial Monitoring: Depth, Subdural, and Foramen Ovale Electrodes. Niedermeyer’s Electroencephalogr. , 677-714 (2011).
  15. Truccolo, W., et al. Single-neuron dynamics in human focal epilepsy. Nat. Neurosci. 14 (5), 635-641 (2011).
  16. Truccolo, W., et al. Neuronal ensemble synchrony during human focal seizures. J. Neurosci. 34 (30), 9927 (2014).
  17. Keller, C. J., et al. Heterogeneous neuronal firing patterns during interictal epileptiform discharges in the human cortex. Brain. 133 (Pt 6), 1668-1681 (2010).
  18. Schevon, C. A., et al. Evidence of an inhibitory restraint of seizure activity in humans. Nat. Commun. 3, 1060 (2012).
  19. Weiss, S. A., et al. Ictal high frequency oscillations distinguish two types of seizure territories in humans. Brain. 136 (Pt 12), 3796-3808 (2013).
  20. Cash, S. S., Hochberg, L. R. The Emergence of Single Neurons in Clinical Neurology. Neuron. 86 (1), 79-91 (2015).
  21. Donoghue, J. P. Bridging the brain to the world: a perspective on neural interface systems. Neuron. 60 (3), 511-521 (2008).
  22. Hader, W. J., et al. Complications of epilepsy surgery - A systematic review of focal surgical resections and invasive EEG monitoring. Epilepsia. 54 (5), 840-847 (2013).
  23. Arya, R., Mangano, F. T., Horn, P. S., Holland, K. D., Rose, D. F., Glauser, T. A. Adverse events related to extraoperative invasive EEG monitoring with subdural grid electrodes: A systematic review and meta-analysis. Epilepsia. 54 (5), 828-839 (2013).
  24. Hayashi, S., et al. History and future of human cadaver preservation for surgical training: from formalin to saturated salt solution method. Anat. Sci. Int. 91 (1), 1-7 (2016).
  25. Rousche, P. J., Normann, R. A. A method for pneumatically inserting an array of penetrating electrodes into cortical tissue. Ann. Biomed. Eng. 20 (4), 413-422 (1992).
  26. Waziri, A., Schevon, C. A., Cappell, J., Emerson, R. G., McKhann, G. M., Goodman, R. R. Initial surgical experience with a dense cortical microarray in epileptic patients undergoing craniotomy for subdural electrode implantation. Neurosurgery. 64 (3), 540-545 (2009).
  27. Yousry, T. A., et al. Localization of the motor hand area to a knob on the precentral gyrus. A new landmark. Brain. 120 (1), 141-157 (1997).
  28. Tóth, E., Fabó, D., Entz, L., Ulbert, I., Erőss, L. Intracranial neuronal ensemble recordings and analysis in epilepsy. J. Neurosci. Methods. 260, 261-269 (2016).
  29. Cash, S. S., et al. The human K-complex represents an isolated cortical down-state. Science. 324 (5930), 1084-1087 (2009).
  30. Olabe, J., Olabe, J., Sancho, V. Human cadaver brain infusion model for neurosurgical training. Surg. Neurol. 72 (6), 700-702 (2009).
  31. Winer, J. L., et al. Cerebrospinal fluid reconstitution via a perfusion-based cadaveric model: feasibility study demonstrating surgical simulation of neuroendoscopic procedures. J. Neurosurg. 123 (5), 1316-1321 (2015).
  32. Cardali, S., et al. Microsurgical Anatomic Features of the Olfactory Nerve: Relevance to Olfaction Preservation in the Pterional Approach. Oper. Neurosurg. 57, 17-21 (2005).
  33. Alvernia, J. E., Pradilla, G., Mertens, P., Lanzino, G., Tamargo, R. J. Latex injection of cadaver heads: technical note. Neurosurgery. 67 (2 Suppl Operative), 362-367 (2010).
  34. Chowdhury, F. H., et al. Endoscopic endonasal transsphenoidal exposure of circle of Willis (CW); can it be applied in vascular neurosurgery in the near future? A cadaveric study of 26 cases. Turk. Neurosurg. 22 (1), 68-76 (2012).
  35. Benet, A., Rincon-Torroella, J., Lawton, M. T., González Sánchez, J. J. Novel embalming solution for neurosurgical simulation in cadavers. J. Neurosurg. 120 (5), 1229-1237 (2014).
  36. Tomlinson, J. E., Yiasemidou, M., Watts, A. L., Roberts, D. J. H., Timothy, J. Cadaveric Spinal Surgery Simulation: A Comparison of Cadaver Types. Glob. spine J. 6 (4), 357-361 (2016).
  37. Krishnamurthy, S., Powers, S. K. The use of fabric softener in neurosurgical prosections. Neurosurgery. 36 (2), 420-3-4at (1995).
  38. Hamlyn, P. J. Neurovascular relationships in the posterior cranial fossa, with special reference to trigeminal neuralgia. 1. Review of the literature and development of a new method of vascular injection-filling in cadaveric controls. Clin. Anat. 10 (6), 371-379 (1997).
  39. Tubbs, R. S., Loukas, M., Shoja, M. M., Wellons, J. C., Cohen-Gadol, A. A. Feasibility of ventricular expansion postmortem: a novel laboratory model for neurosurgical training that simulates intraventricular endoscopic surgery. J. Neurosurg. 111 (6), 1165-1167 (2009).
  40. Aktas, U., Yilmazlar, S., Ugras, N. Anatomical restrictions in the transsphenoidal, transclival approach to the upper clival region: a cadaveric, anatomic study. J. Craniomaxillofac. Surg. 41 (6), 457-467 (2013).
  41. Yiasemidou, M., Roberts, D., Glassman, D., Tomlinson, J., Biyani, S., Miskovic, D. A Multispecialty Evaluation of Thiel Cadavers for Surgical Training. World J. Surg. , (2017).
  42. Ploch, C. C., Mansi, C. S. S. A., Jayamohan, J., Kuhl, E. Using 3D Printing to Create Personalized Brain Models for Neurosurgical Training and Preoperative Planning. World Neurosurg. 90, 668-674 (2016).
  43. Del Castillo-Calcáneo, J., Donoghue, J. A. A Novel Method for 3-Dimensional Printing a Brain That Feels and Looks Like One: The Next Step in the Search of the Perfect Neurosurgical Simulator. World Neurosurg. 91, 620-622 (2016).
  44. Martin, S., Millán, J. D. R., Knight, R. T., Pasley, B. N. The use of intracranial recordings to decode human language: Challenges and opportunities. Brain Lang. , (2016).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

129

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved