JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يتم تقديم إجراء لتصور أنشطة البروتين كيناز A في الفئران الثابتة الرأس، وتتصرف. يتم التعبير عن مراسل نشاط A-kinase محسنة، tAKARα، في الخلايا العصبية القشرية وجعلها في متناول للتصوير من خلال نافذة الجمجمة. يتم استخدام اثنين من الفوتون الفلورة التصوير مدى الحياة المجهرية لتصور أنشطة PKA في الجسم الحي أثناء الحركة القسرية.

Abstract

التشكيل العصبي يمارس سيطرة قوية على وظيفة الدماغ. يؤدي خلل في النظم العصبية إلى اضطرابات عصبية ونفسياً. على الرغم من أهميتها، بدأت تقنيات تتبع الأحداث العصبية مع القرار الخلوي في الظهور. Neuromodulators, مثل الدوبامين, إفراز, أستيل, والسيروتونين, تؤدي الأحداث الإشارات داخل الخلايا عن طريق مستقبلات البروتين G الخاصة بهم إلى تحوير الإثارة العصبية, الاتصالات متشابك, وغيرها من الخلايا العصبية وظائف، وبالتالي تنظيم معالجة المعلومات في شبكة الخلايا العصبية. تتلاقى المعوّقات العصبية المذكورة أعلاه على مسار كيناز/بروتين cAMP/protein (PKA). لذلك، في التصوير PKA في الجسم الحي مع قرار خلية واحدة وضعت كقراءة للأحداث neuromodulatory بطريقة مماثلة لتصوير الكالسيوم للأنشطة الكهربائية العصبية. هنا، يتم تقديم طريقة لتصور نشاط PKA على مستوى الخلايا العصبية الفردية في قشرة الفئران التي تتصرف في الرأس ثابتة. للقيام بذلك، يتم استخدام مراسل نشاط A-kinase محسنة (AKAR)، ودعا tAKARα، الذي يقوم على Förster نقل الطاقة الرنين (FRET). يتم إدخال هذا الاستشعار PKA ترميز وراثيا في القشرة الحركية عن طريق في الكهربائي الرحم (IUE) من بلازميدات الحمض النووي، أو حقن مجسمة من الفيروس المرتبط بأدينو (AAV). يتم تصوير التغييرات FRET باستخدام اثنين من الفوتون الفلورة التصوير المجهري مدى الحياة (2pFLIM)، والذي يقدم مزايا على قياسات FRET ratiometric لتحديد كمية إشارة افري في أنسجة الدماغ مبعثرة الضوء. لدراسة أنشطة PKA أثناء الحركة القسرية، يتم تصوير tAKARα من خلال نافذة الجمجمة المزمنة فوق قشرة الفئران اليقظة، وثابتة الرأس، والتي تعمل أو تقع على جهاز المشي الآلية التي تسيطر عليها السرعة. وسوف ينطبق هذا النهج التصويري على العديد من مناطق الدماغ الأخرى لدراسة أنشطة PKA المقابلة الناجمة عن السلوك وعلى أجهزة الاستشعار الأخرى القائمة على FLIM في التصوير الحي.

Introduction

التشكيل العصبي، والمعروف أيضا باسم انتقال متشابك بطيء، يفرض سيطرة قوية على وظيفة الدماغ خلال الحالات السلوكية المختلفة، مثل الإجهاد، والإثارة، والاهتمام، والحركة1،2،3، 4.على الرغم من أهميتها، ودراسة متى وأين تجري الأحداث neuromodulatory لا تزال في مهدها. Neuromodulators, بما في ذلك أستيل, الدوبامين, نورادرينالين, السيروتونين, والعديد من الببتيدات العصبية, تنشيط مستقبلات G البروتين المقترنة (GPCRs), التي بدورها تؤدي داخل الخلايا مسارات رسول الثاني مع نافذة واسعة من الجداول الزمنية تتراوح من ثانية إلى ساعات. في حين أن كل neuromodulator مشغلات مجموعة متميزة من الأحداث إشارة، وcAMP / البروتين كيناز A (PKA) المسار هو مسار المصب المشتركة لكثير من neuromodulators1،5. مسار CAMP / PKA ينظم الإثارة العصبية، انتقال متشابك،واللدونة 6،7،8،9،وبالتالي، الإيقاعات ديناميات شبكة الخلايا العصبية. لأن الخلايا العصبية المختلفة أو أنواع الخلايا العصبية التعبير عن أنواع مختلفة أو مستويات مستقبلات neuromodulator10، قد تكون الآثار داخل الخلايا من نفس neuromodulator خارج الخلية غير متجانسة عبر الخلايا العصبية المختلفة ، وبالتالي ، يجب أن يكون درس مع القرار الخلوية. حتى الآن, لا يزال من الصعب رصد الأحداث neuromodulatory في الخلايا العصبية الفردية في الجسم الحي أثناء السلوك.

لدراسة الديناميات الصدغية للتشكيل العصبي، يلزم إجراء تسجيل مناسب. يتم استخدام غسيل الكلى الدقيق والقياس الفولتامتري الدوري يُفحص بسرعة لدراسة إطلاق النيونوموتورات، ولكنها تفتقر إلى الدقة المكانية لرصد الأحداث الخلوية11،12. مماثلة لديناميات الكالسيوم المستخدمة كوكيل للنشاط الكهربائي العصبي في التصوير السكاني13، يمكن استخدام التصوير PKA لقراءة الأحداث neuromodulatory عبر السكان الخلايا في القرار الخلوي. يصف هذا البروتوكول استخدام مراسل نشاط A-kinase محسن (AKAR) لرصد أنشطة PKA في الجسم الحي أثناء السلوك الحيواني. الطريقة الموصوفة هنا يسمح للتصوير المتزامن للسكان الخلايا العصبية في القرار دون الخلوي مع قرار زمني الذي يتتبع الأحداث العصبية الفسيولوجية.

وتتكون AKARs من متبرع وبروتينات فلورية مقبولة مرتبطة ببتيد الركيزة الفسفور PKA والمجال المرتبط بشوكة الرأس (FHA) الذي يربط serine الفوسفوري أو ثروينين الركيزة14،15. عند تفعيل مسار PKA، يتم الفوسفورية الببتيد الركيزة من AKAR. ونتيجة لذلك، يرتبط مجال FHA بببتيد الركيزة الفوسفوري، وبالتالي جلب الفلوروفورين اثنين على مقربة من بعضها البعض، ويشار إليها باسم حالة AKAR المغلقة. ينتج ال ينفضّ دولة من [سكر] [فوسفوريلت] في يزاد [فرستر] رنة طاقة إنتقال ([فريت]) بين المانحة ومقبولة [فلوروفورس]. وبما أن نسبة الأكور الفوسفورية ترتبط بمستوى نشاط PKA16،يمكن استخدام كمية قوات الاتحاد الثوري في عينة بيولوجية لتحديد مستوى نشاط PKA16،17،18، 19،20.

تم تصميم الإصدارات المبكرة من AKARs في المقام الأول للتصوير قياس اللونين14. عند التصوير أعمق في أنسجة الدماغ، وطريقة قياس النسب يعاني من تشويه الإشارة بسبب تشتت الضوء تعتمد على الطول الموجي17،18،21. كما هو موضح أدناه، الفلورة التصوير المجهري مدى الحياة (FLIM) يزيل هذه المشكلة لأن FLIM يقيس فقط الفوتونات المنبعثة من الفلوروفور المانح18،21. ونتيجة لذلك، لا يتأثر التحديد الكمي للFLIM من FRET بعمق الأنسجة17. وبالإضافة إلى ذلك، يمكن استخدام متغير "داكن" (أي انخفاض غلة الكم [QY]) من الفلوروفور المقبول. هذا يحرر قناة ملونة لتسهيل القياس المتعدد من خصائص الخلايا العصبية المتعامدة عن طريق التصوير المتزامن للمستشعر الثاني أو علامة مورفولوجية17،19،20.

التصوير FLIM يحدد الوقت الذي يقضيه الفلوروفور في حالة متحمس، أي عمر الفلورة18. عودة فلوروفور إلى حالة الأرض، وبالتالي نهاية الدولة متحمس، وغالبا ما تصاحب انبعاث فوتون. على الرغم من أن انبعاث الفوتون لجزيء متحمس الفردية هو الاستوكاستك، في السكان متوسط عمر الفلورة هو سمة من سمات ذلك الفلوروفور خاصة. عندما يكون السكان النقيمن الفلوروفور متحمسون في وقت واحد، فإن الفلورة الناتجة سوف تتبع تسوس أسي واحد. ثابت الوقت من هذا الاضمحلال الأسي يتوافق مع متوسط عمر الفلورة، والتي تتراوح عادة من واحد إلى أربعة نانو ثانية للبروتينات الفلورية. كما يمكن أن تحدث عودة الفلوروفور المتحمس للمانحين إلى الحالة الأرضية من قبل الاتحاد من أجل إعادة التأثر. في وجود فريت، يتم تقليل عمر الفلوروفور المانح. وAAKARs غير الفوسفورية تظهر عمر الفلورة المانحة أطول نسبيا. وعند الفسفور من قبل PKA، يعرض جهاز الاستشعار عمراً أقصر لأن المتبرع والمانح الفلوروفوريس يقتربان من بعضهما البعض وتزداد الـ FRET. وبالتالي فإن التحديد الكمي لعمر الفلورة في عدد السكان من الـ AKARs يمثل مستوى نشاط مرافق الحماية من الكلمنها.

لم يتم استخدام الإصدارات المبكرة من AKARs بنجاح في التصوير في الجسم الحي بدقة خلية واحدة. ويرجع ذلك أساسا إلى انخفاض سعة إشارة أجهزة الاستشعار عكار إلى التنشيط الفسيولوجي17. في الآونة الأخيرة، من خلال المقارنة المنهجية أجهزة الاستشعار AKAR المتاحة لاثنين من الفوتون الفلورة التصوير المجهري مدى الحياة (2PFLIM)، تم العثور على جهاز استشعار يسمى FLIM-AKAR لتفوق أجهزة الاستشعار البديلة. وعلاوة على ذلك، تم تطوير سلسلة من المتغيرات FLIM-AKAR تسمى AKARs المستهدفة (tAKARs) لتصور نشاط PKA في مواقع محددة دون الخلوية: microtubules (tAKARα)، سيتوسول (tAKARβ)، أكتين (tAKARδ)، الأكتين خيوطي (tAKARי)، غشاء (tAKARγ)، والكثافة الرصاقة (tAKARי). ومن بين التاكارس، زاد التاكارا من سعة الإشارة التي أثارها إفراز بمقدار 2.7 أضعاف. وهذا يتفق مع المعرفة بأن غالبية PKA في الخلايا العصبية راسية على microtubules في حالة يستريح22،23. وكان tAKARα أفضل أداء بين AKARs القائمة ل2pFLIM. وعلاوة على ذلك، اكتشف tAKARα نشاط PKA ذات الصلة من الناحية الفسيولوجية التي أثارها المغيرات العصبية متعددة، والتعبير عن tAKARα لم يغير وظائف الخلايا العصبية17.

في الآونة الأخيرة، تم استخدام tAKARα بنجاح لتصور أنشطة PKA في الفئران يتصرف الرأس ثابتة17. وقد تبين أن الحركة القسرية أدت إلى نشاط PKA في سوما من الخلايا العصبية الطبقة السطحية (الطبقة 1 إلى 3، تصل إلى عمق ~ 300 ميكرومتر من بيا) في المحرك، برميل، والقشرية البصرية. وكان نشاط PKA التي تسببها الحركة تعتمد جزئيا على الإشارة عن طريق مستقبلات β-adrenergic ومستقبلات الدوبامين D1, ولكن لم يتأثر بخصم مستقبلات الدوبامين D2. يوضح هذا العمل قدرة tAKARs على تتبع أحداث التشكيل العصبي في الجسم الحي باستخدام 2pFLIM.

في البروتوكول الحالي، يتم وصف الطريقة الكاملة لتصوير نشاط PKA في الفئران مستيقظا ثابتالرأس أثناء نموذج الحركة القسري في ست خطوات. أولا، إضافة قدرات 2pFLIM إلى المجهر التقليدية اثنينفوتون (الشكل 1). ثانيا، بناء جهاز المشيالآلية (الشكل 2). ثالثا، التعبير عن جهاز استشعار tAKARα في قشرة الماوس عن طريق في الكهربائي الرحم (IUE) من بلازميدات الحمض النووي، أو حقن مجسمة من الفيروس المرتبط بأدينو (AAV). وقد نشرت سابقا بروتوكولات ممتازة للعمليات الجراحية لIUE24،25 وحقن stereotaxic من الجسيمات الفيروسية26. ويرد أدناه وصف للبارامترات الرئيسية التي استخدمناها. وإلى الأمام، تركيب نافذة الجمجمة. وقد نشرت بروتوكولات ممتازة سابقا لجراحة نافذة الجمجمة27,28. يتم وصف العديد من الخطوات التي تم تعديلها من البروتوكولات القياسية. الخامس، أداء في الجسم الحي 2pFLIM. سادساً، تحليلات صور 2pFLIM (الشكل3 والشكل 4). وينبغي أن يكون هذا النهج قابلاً للتطبيق بسهولة على العديد من النماذج السلوكية الأخرى الثابتة الرأس ومناطق الدماغ.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

تمت الموافقة على جميع الطرق الموضحة هنا من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية الحيوانات واستخدامها (IACUC) من جامعة أوريغون للصحة والعلوم.

1. 2pFLIM المجهر الإعداد 2.

  1. قم بتثبيت وحدة عد توقيت الفوتون (PTCM، جدولالمواد) والاتصال بالكمبيوتر (الشكل 1) وفقا لدليل الشركة المصنعة.
    ملاحظة: وPTCM هو عادة لوحة الكمبيوتر التي تتلقى إدخال "المزامنة" لتوقيت نبض الليزر ومدخلات فوتون من أنبوب المضاعف الضوئي (PMT). كما يتلقى توقيت الساعة للبيكسلات والخطوط والإطارات، من برنامج التحكم في التصوير باثنين من الفوتونات. يستخدم PTCM إشارات الساعة لفصل الفوتونات الفردية إلى بيكسلات وإطارات مختلفة.
  2. أضف صمام ضوئي مع عرض نطاق ترددي 200 ميجاهرتز لقياس توقيت الليزر. وضع غطاء زجاجي قياسي في مسار الضوء ليعكس جزء صغير من ضوء الليزر في الصمام الضوئي وضععمودي على مسار الضوء (الشكل 1). قم بتوصيل إخراج الصمام الضوئي بإدخال "المزامنة" لـ PTCM.
    ملاحظة: العديد من الليزر الحديثة أيضا إخراج توقيت الليزر. لهذه الليزر، الصمام الضوئي ليس ضروريا، ويمكن للمرء أن يربط مباشرة إخراج توقيت الليزر إلى إدخال المزامنة من PTCM.
  3. تبادل PMT، في حالة tAKARα، وقناة خضراء PMT، مع انخفاض مستوى الضجيج، سريع GaAsP PMT (الشكل1). قم بتوصيل إخراج PMT بإدخال إشارة PTCM.
    1. أضف مقسم إشارة اختياري(الشكل 1) إذا كان الحصول المتزامن على الكثافة من خلال قناة التصوير التقليدية ذات الفوتونين مرغوبًا فيه. قم بتوصيل إخراج PMT بمقسم الإشارة وقم بتوصيل خرج الخائن بـ PTCM ووحدة التصوير التقليدية ذات الفوتونين.
      ملاحظة: تعطي PMTs GaAsP إشارات فوتون واحدة أسرع من PMTs ثنائي ة الكالي التقليدية وتسمح بتحديد أكثر دقة لتوقيت الفوتون. يمكن تبريد نماذج معينة من PMTs GaAsP إلى 10-35 درجة مئوية تحت درجة الحرارة المحيطة، مما يسمح بقمع العد اتّصال الظلام إلى مستوى أقل من بضع مئات في الثانية (عادة ≤ 200 التهم/ثانية). هذا المستوى المنخفض من الضوضاء مهم للقياس الدقيق لعمر الفلورة لأن عدد الفوتون الضوضاء لا يمكن تمييزه بسهولة أو طرحه من منحنى عمر الفلورة.
  4. إضافة مرشح انبعاثات الفلورة تمرير النطاق الذي يقلل من التلوث الطيفي، إن وجد، من الفلوروفور المقبول. على سبيل المثال، بالنسبة لtAKARα، يتم استخدام 500 نانومتر ± 20 نانومتر مرشح حاجز للقناة الخضراء للحد من التلوث من sREACh مقبول، وهو الظلام (QY ~ 0.07) بروتين الفلورسنت الأصفر (YFP)29،30. قم بتوصيل إشارات التوقيت، مثل الساعات لبيكسلات الصور الفردية والخطوط والإطارات، بما يتناسب مع برنامج التحكم والموضحفي دليل المستخدم PTCM. قم بتثبيت برنامج التحكم في البيانات والاكتساب المناسب.
    ملاحظة: بعض الشركات المصنعة PTCM (جدولالمواد)توفير برامجها للتصوير 2pFLIM. هنا، يتم استخدام البرمجيات المخصصة تسمى FLIMimage، والتي تم تطويرها من قبل مختبر ياسودا (ماكس بلانك فلوريدا، عن طريق الاتصالات الشخصية). يعمل هذا البرنامج كوظيفة مستخدم إضافية لبعض برامج اكتساب الفوتون (جدولالمواد). فإنه يتحكم ويتصل مع PTCM في الوقت المناسب أثناء التصوير اثنين من الفوتون للحصول على صور 2pFLIM.

2. بناء جهاز المشي الآلية

ملاحظة: يظهر تصميم جهاز المشي الآلي المخصص في الشكل2.

  1. قطع الأسطوانة رغوة (Ø = 200 مم) إلى 150 ملم في الطول مع منشارا غرامة. بدلا من ذلك، الغراء نصفين من الكرة رغوة معا ووضع الشريط على التماس. اختياريا، الغراء حصيرة المطاط مع الملف الشخصي على الأسطوانة لزيادة الجر على الأسطوانة.
  2. حفر حفرة قطرها 1/4 بوصة من خلال مركز الأسطوانة في الجانب المسطح من الأسطوانة أو حفر حفرة قطرها 1/4 بوصة من خلال منتصف كل نصف الكرة إذا تم استخدام الكرة رغوة.
  3. قم بتثبيت محور فولاذي قطره بوصة من خلال الثقب. الغراء الأسطوانة رغوة / الكرة إلى المحور باستخدام رغوة متوافقة الغراء. اختياريا، تعديل اثنين من وصلات رمح مرنة (1/4 بوصة القطر الداخلي) لتعزيز اقتران المحور إلى الأسطوانة رغوة / الكرة.
    ملاحظة: يرجى ملاحظة أن العديد من الغراء المشتركة قد تذوب رغوة.
    1. لكل اقتران رمح، ضع اقتران رمح على جانبها المسطح وفي وسط لوحة معدنية مستطيل (0.7 مم × 15 مم × 76 مم). لحام لوحة لاقتران رمح. حفر حفرة 1/4 بوصة في وسط لوحة للسماح لتركيب اقتران رمح المعدلة على المحور واثنين من الثقوب المسمار في اللوحة المعدنية الجانبية من المركز.
    2. تثبيت اقتران رمح على المحور ضد الأسطوانة رغوة / الكرة. إذا كنت تستخدم هذا الأخير، وثني قليلا لوحة لتناسب انحناء الكرة. وضع مسامير في الثقوب الجانبية لإصلاح الأسطوانة / الكرة على المحور.
  4. حفر والاستفادة من 3/8-32 الموضوع في وسط لوحة قفص وتثبيت التشفير الدوارة. حفر ثقب المسمار في قاعدة قوس المحرك الزاوية اليمنى للسماح مرفق المحرك على حامل آخر. إرفاق كل من التشفير الدوارة والمحرك إلى نهاية المحور باستخدام اقتران رمح مرنة.
  5. تثبيت المطحنة تجميعها على لوحة الخبز الألومنيوم باستخداموظائف للمحرك والتشفير الدوارة (الشكل 2). قم بتوصيل مدخلات المحرك بوحدة تحكم السرعة، وإخراج التشفير الدوار إلى إدخال تناظري للوحة الحصول على بيانات الكمبيوتر (DAQ).
    ملاحظة: يتم ترميز سرعة الزاوي دوران بواسطة التشفير الدوارة كما الجهد ويتم رقمنة باستخدام برامج مخصصة تسمى AnimalTracker مكتوبة في MATLAB.
  6. قم بتثبيت الحامل المتوافق مع اللوحة الأمامية على قوس الزاوية اليمنى. تثبيت وظيفة صلبة على لوحة الخبز أمام المطحنة وتثبيت حامل لوحة الرأس تجميعها معقوس الزاوية اليمنى على آخر (الشكل 2). تأكد من محاذاة قضبان حامل اللوحة مع المحور بحيث يمكن للماوس اعتماد موقف المشي كافية ومريحة على المطحنة (الشكل2C).

3. التعبير عن جهاز استشعار tAKARα في قشرة الماوس

  1. في الكهرباء الرحمية
    1. إعداد محلول الحمض النووي لـ IUE بإضافة تركيز نهائي بنسبة 0.2% من الصبغة الخضراء السريعة (للتصور أثناء الحقن) إلى الحمض النووي البلازميد (3−4 ميكروغرام/ميكرولتر؛ وبنيات المستشعر التي تحتوي على محرك كاج promotor، وتسلسل الاستشعار، وفيروس التهاب الكبد woodchuck عنصر الاستجابة ما بعد النسخ [WPRE] محسن الترجمة) حل / مخفف ة في الماء أو Tris-EDTA.
    2. إعداد فأرة حامل موقوتة (على سبيل المثال، C57BL/6) لIUE في E1624. التخدير الماوس مع isoflurane (4٪ للحث و 1.5٪ للصيانة، على 95٪O2 مع 5٪ CO 2) وتطبيق الحقن تحت الجلد من المسكنات المحيطة بالجراحة التي تحتوي على 5 ملغ / كغ ميلوكسيكام و 4 ملغ / كغ بوباكاين. قطع فتح تجويف البطن مع مشرط وزوج من مقص وفضح بعناية قرون الرحم.
    3. حقن 1 ميكرولتر من محلول الحمض النووي لكل جنين في البطين الجانبي لنصف الكرة الأرضية، كما سبق وصفه24.
    4. أداء IUEالعادية 24 للخلايا العصبية القشرية عن طريق وضع القدم نهاية القطب الإيجابي في القشرة واستخدام خمسة 100 مللي ثانية البقول مربع (38 V) في 1 هرتز مع الكهربائي.
      ملاحظة: يمكن استهداف مناطق القشرية المختلفة للكهرباء عن طريق تغيير موضع القدم نهاية القطب بالنسبة إلى البطين الجانبي.
  2. حقن مجسم
    1. إعداد الماوس في يوم ما بعد الولادة 30 لجراحة مجسمة26. التخدير الماوس كما هو موضح في الخطوة 3.1.2.، وتطبيق الحقن تحت الجلد من المسكنات المحيطة بالجراحة التي تحتوي على 5 ملغ /كغ كاربروفين.
    2. تمييع AAV serotype 2/1 (AAV2/1) معبراً عن hSyn-tAKARα-WPRE إلى titer محدد تجريبياً (~ 1 × 109−1 × 1010 جينوم/ميكرولتر) في المحاقن المصفاة (0.2 ميكرومتر غشاء خلات السليلوز) المملح ة المخزنة بالفوسفات.
    3. حفر حفرة قطرها حوالي 500 ميكرومتر باستخدام حفر المحمولة تحت مجهر مجسم في الإحداثيات التالية لقشرة المحرك: 0.5 مم الأمامي إلى بريغا، 1.2 مم الجانبية إلى خط الوسط.
    4. قم بتركيب محقن (على سبيل المثال، متلاعب هيدروليكي زيتي، مع حامل ماصة/مغطس زجاجي مصنوع حسب الطلب) إلى متلاعب آلي. ضع إبرة الحقن بزاوية 15 درجة بالنسبة إلى الطائرة بريجما لامدا. برنامج حركة قطري عبر محاور x و z ما يعادل تقدم 700 ميكرومتر و 200 ميكرومتر على طول المحاور الأمامية الخلفية والظهرية البطنية، على التوالي.
      ملاحظة: لتجنب تلف الأنسجة مباشرة فوق حقل التصوير المقصود، يتم حقن جزيئات AAV في زاوية بالنسبة إلى الطائرة بريجما لامدا.
    5. وضع غيض من إبرة الحقن في بيا في وسط ثقب الحفر وتنفيذ ببطء الحركة قطري (~ 25 درجة مئوية / ثانية) المذكورة أعلاه. هذا الإجراء سوف يضع مركز الحقن في 1.2 مم الأمامي إلى بريما، 1.2 مم الجانبية إلى خط الوسط، 0.2 ملم تحت بيا.
    6. حقن 20 مل من الجسيمات الفيروسية المخففة (~ 10 نمل / دقيقة). انتظر 10 دقائق على الأقل وتراجع ببطء إبرة الحقن (~ 12.5 درجة مئوية / ثانية).
    7. الانتهاء من إجراء حقن stereotaxic والغراء / خياطة الجلد26.

4. تركيب نافذة الجمجمة

  1. إجراء وضع نافذة الجمجمة على الفئران التي تعبر عن tAKARα عن طريق IUE (القسم 3.1) أو حقن الجسيمات الفيروسية بستيريوتاكسي (القسم 3.2)، بين أيام ما بعد الولادة 30 و60. للماوس المصاب بالجسيمات الفيروسية، قم بتنفيذ نافذة الجمجمة بعد أسبوعين على الأقل من حقن الفيروس. تثبيت نافذة الجمجمة كما هو موضح سابقا27،28، مع التفاصيل التالية. التخدير الماوس كما هو موضح في الخطوة 3.1.2.، وتطبيق الحقن تحت الجلد من المسكنات المحيطة بالجراحة 0.075 ملغ / كغ Buprenex والعوامل المضادة للالتهابات Dexamethasone في 4 ملغ / كغ.
  2. إزالة periosteum وسحب عضلة الرقبة. الغراء حافة الجلد إلى الجمجمة مع لاصق الأنسجة لتجنب التعرض للعضلات الرقبة بعد الجراحة.
  3. تجفيف وإزالة أي periosteum من الجمجمة عن طريق كشط بلطف باستخدام مشرط. ضع لوحة التصوير (قطرها الداخلي 8 مم) لإحاطة حقل التصوير المقصود. الغراء لوحة الرأس إلى الجمجمة باستخدام الغراء على أساس سيانوكريلات، تليها الاسمنت الاكريليك الأسنان. للالتصاق الأمثل، تأكد من أن اللوحة تقع على الجمجمة المكشوفة والمجففة. ويمكن استخدام مسرع الغراء لتسريع تصلب.
  4. رسم دائرة قطرها 5 مم فوق حقل التصوير المقصود (الإحداثيات كما هو محدد في الخطوة 3-2-3) باستخدام مثقاب الأسنان وفضح الأم دورا.
  5. تطبيق طبقة رقيقة من البوليمر شفافة، وتسمى أيضا دورا الاصطناعية، على سطح دورا لتغطية نافذة الجمجمة بأكملها. سوف البوليمر حماية وتثبيت الأم دورا. ضع غطاء دائري معقم (قطره 5 مم) على ماتر دورا. تأمين غطاء مع الغراء cyanoacrylate تطبيقها حول حواف النافذة تليها الاسمنت الاكريليك الأسنان.

5. في فيفو اثنين من الفوتون الفلورة التصوير مدى الحياة المجهرية

  1. بدء التصوير 2pFLIM في أو بعد 2 أسابيع بعد تركيب نافذة الجمجمة (القسم 4). تقليل التداخل التجريبي بسبب الإجهاد من خلال التعامل المتكرر والوخز من الماوس قبل بدء دراسة التصوير لسكن الماوس.
  2. تعيين اثنين من الفوتون الإثارة الليزر الطول الموجي إلى 960 نانومتر باستخدام البرنامج الذي يتحكم في الليزر اثنين من الفوتون.
  3. تخدير الماوس باستخدام 4٪ isoflurane. تأكيد التخدير السليم عن طريق قرصة الذيل ومراقبة معدلات التنفس. وهذا يعني، لا ينبغي أن يكون هناك استجابة لقرصة الذيل وينبغي خفض معدل التنفس إلى ~ 1 التنفس في الثانية الواحدة. لتقليل الوقت الإجرائي غير الضروري ولأن التخدير يستمر لمدة دقيقتين إلى ثلاث دقائق فقط، لا يتم استخدام زيوت تشحيم العين.
  4. نقل الماوس التخدير إلى المطحنة الآلية(الشكل 2C)وجبل لوحة رأس الماوس إلى حامل لوحة الرأس من إعداد المطحنة (انظر الشكل 2 للحصول على التفاصيل). تنظيف سطح غطاء النافذة القحفية على الماوس مع الإيثانول 70٪.
  5. ضع المطحنة الآلية مع الماوس المثبت تحت هدف 2pFLIM. تطبيق قطرة من الماء المقطر بين غطاء النافذة القحفية والهدف.
  6. دع الفأر المُركب يستيقظ من التخدير ويصبح متأقلماً مع بيئة المطحنة والمجهر لمدة 10 دقائق على الأقل.
  7. انتقل إلى موقع الحقن تحت الإضاءة الظهارية. توثيق الخصائص fiducial (أي الأوعية الدموية) تحت brightfield للمساعدة في تصوير نفس المنطقة ذات الأهمية (ROI) خلال جلسات التصوير اللاحقة.
  8. القضاء على أي ضوء واردة غير الضوء المنبعث من أنسجة الدماغ. قم بإيقاف مصدر ضوء الإضاءة الظّهة للضوء وأغلق الضميمة الخاصة بجهاز الحفر 2pFLIM. تنشيط PMT 2pFLIM عن طريق التبديل على التحكم في الجهد قيادة الأجهزة.
  9. الحصول على صورة z-كومة 2pFLIM باستخدام برنامج اكتساب 2pFLIM FLIMimage مع الإعدادات الموصى بها التالية لتصوير tAKARα إيجابية سوماتا في الفئران مستيقظا. تعيين الإطار في المتوسط إلى 3 إطارات، وسرعة المسح الضوئي إلى 2 مللي ثانية / خط، وحجم الصورة إلى 128 × 128 بكسل، ومجال الرؤية إلى 90-100 ميكرومتر. ضبط إعدادات التصوير استنادًا إلى إعداد وتكوين الأجهزة.
  10. فحص الصورة المكتسبة في FLIMview (تم تطوير برامج مخصصة داخلية؛ انظر القسم 6). اضبط إعدادات التصوير بعد الخطوة 5.9 لتحسين عدد الفوتونات وتقليل ابيضاض الصور.
    ملاحظة: عدد الفوتونات المدمجة القابلة للتطبيق في عائد الاستثمار للتصوير مدى الحياة للسوما إيجابية tAKARα في الجسم الحي هو ~ 1,000-10,000 فوتون اتّبعاً على سعة الإشارة الناتجة عن حافز معين (انظر المناقشة).
    1. عند الحاجة، استخدم مجال رؤية منخفض، وانخفاض سرعة المسح الضوئي، وزيادة قوة الليزر، وزيادة عدد الإطارات التي سيتم متوسطها لزيادة عدد الفوتونات المتكاملة وتقليل خطأ التقدير مدى الحياة. وفي الوقت نفسه، تأكد من استخدام الحد الأدنى من طاقة الليزر الأساسية، ومتوسط الإطار، وسرعة المسح الضوئي لتقليل ابيضاض الصور.
  11. صورة في فاصل زمني منتظم (على سبيل المثال، كل 30-60 s) عن طريق تكرار الحصول على مكدس z باستخدام الإعدادات المحددة في الخطوة 5.10. احصل على صور خط الأساس 2pFLIM لمدة 15 دقيقة على الأقل بسرعة المطحنة الصفرية.
  12. اضبط سرعة دوران المطحنة إلى 15 سم/ث لمدة 15 دقيقة مع الحصول على صور 2pFLIM. مواصلة التصوير ل ≥ 20 دقيقة بعد إيقاف دوران المطحنة، لتقييم مدة نشاط PKA بعد وقف الحركة القسرية.

6. تحليل صور 2pFLIM

  1. افتح الصور التي تم الحصول عليها في FLIMview وقمت بتعيين المعلمات التالية في FLIMview.
    ملاحظة:     يتم وصف تفاصيل المعلمة في المناقشة.
    1. انقر على حقول الحد الأدنى والحد الأقصى لعد الفوتون (SPC) في FLIMview. أدخل قيمة النطاق الأدنى والحدالي المناسب ة SPC، التي تتراوح عادة بين 1.2-2 و10-12 ns، على التوالي.
    2. انقر على الحقل قيمة t0 في FLIMview وأدخل قيمة t0 (عادةً ~ 2 ns). انقر على حقل قيمة الحد الأدنى لقيمة الحد الأدنى للإضاءة مدى الحياة في FLIMview وأدخل قيمة العتبة المطلوبة إلى 5−30 فوتون.
  2. انقر على زر المجموعة الجديدة (N) وتعيين اسم مجموعة تجربة. سيؤدي هذا إلى إنشاء مجموعة تجمع البيانات من كل صورة FLIM المضافة.
  3. انقر على زر عائد الاستثمار في وحدة التحكم في عائد الاستثمار من FLIMview ورسم عائد الاستثمار حول سوما tAKARα إيجابية. تقليل نطاق z-stack، عن طريق تحريك الحد z السفلي والعلوي في أشرطة التمرير التحكم z-كومة في FLIMview، لتقليل تلوث الإشارة الناشئة من الفوتونات الخلفية في أعماق z الأخرى.
  4. انقر على زر + لإضافة صورة FLIM إلى المجموعة (الخطوة 6.2). انقر على زر Calc لحساب متوسط العمر (LT، ويسمى أيضًا متوسط وقت انبعاث الفوتون [MPET])، لعائد الاستثمار وخطأ تقدير العمر (δי).
  5. افتح الملف التالي في سلسلة التصوير المزمنة 2pFLIM. كرر الخطوة 6.4. تأكد من ضبط موضع عائد الاستثمار ومجموعة z-stack لقياس نفس سوما إيجابية tAKARα مع مرور الوقت، لأنه يمكن أن يكون هناك الانجراف الأنسجة مع مرور الوقت.
  6. حدد deltaMPET/MPET0 في القائمة المنسدلة من الوحدة النمطية "عناصر تحكم المجموعة". انقر على الحقل "الأساس#" وأدخل الفهرس (الفهرسات) (على سبيل المثال، 1 2 3 4 5 للصور الخمس الأولى في المجموعة التي تم إنشاؤها في الخطوة 6.3). سيؤدي ذلك إلى تعريف الصورة (الصور) المستخدمةلحساب عمر الأساس (LT 0).
  7. انقر على مؤامرة لإنشاء رسم بياني يحتوي على استجابة FLIM (ΔLT/LT0)من tAKARα أثناء التجربة في ROIs المعرفة. تسمح التغييرات التي تمت تسويتها في عمر (ΔLT)لـ ROIs الفردية حسب عمر الأساس المقابل (LT 0) بمقارنة نشاط PKA أثناء الحركة عبر علاقات عامة مختلفة.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

تسمح مستشعرات FRET-FLIM بتصور العديد من مسارات الإشارات المختلفة، بما في ذلك مسار CAMP/PKA المتضمن في التشكيل العصبي. يستخدم البروتوكول الحالي مستشعر tAKARα الذي تم تطويره مؤخرًا مع 2pFLIM لتصور أنشطة PKA في الفئران التي تتصرف بالرأس. ويمكن ترقية معظم المجاهر القائمة ذات الفوتونين بقد...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

يوضح هذا البروتوكول استخدام جهاز استشعار FRET-FLIM tAKARα لتصور نشاط PKA الذي يتم تشغيله بالتشكيل العصبي في الفئران التي تتصرف في الرأس الثابتة. ويستند هذا التطبيق على اختبار واسعة النطاق وتوصيف اتاكر في المختبر وفي الجسم الحي لإثبات أن إشارة FLIM التي تم الحصول عليها ذات الصلة للأحداث العصبية الف?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

وليس لدى أصحاب البلاغ ما يكشفون عنه.

Acknowledgements

نشكر السيدة ج. لاماير، والسيدة روث فرانك، والدكتور مايكل أ. مونياك على التعليقات والتعليقات، والدكتور ريوهي ياسودا في ماكس بلانك فلوريدا على برامج الاستحواذ 2pFLIM. وقد تم دعم هذا العمل من قبل اثنين من جوائز مبادرة الدماغ U01NS094247 (H.Z. و T.M.) و R01NS10444 (H.Z. و T.M.)، ومنحة R01 R01NS081071 (T.M.)، ومنحة R21 R21NS097856 (H.Z.). جميع الجوائز هي من المعهد الوطني للاضطرابات العصبية والسكتة الدماغية، الولايات المتحدة.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
0.2 μm cellulose acetate syringe filterNalgene190-2520Step 3.2.2.
16x 0.8 NA water-immersion objectiveNikonMRP07220Step 5.5.
3-pin cableUS digitalCA-MIC3-SH-NCStep 2.5. To connect rotation sensor to the DAQ input of the microscope
Aluminum bread boardThorlabsMB1012Step 2.5.
AnimalTracker MATLAB softwareN/AN/AStep 2.5 and sections 5 - 6. Will be provided upon request to the lead author
Band-pass barrier filterChromaET500-40mStep 1.4.
Cage plateThorlabsCP01Step 2.4. Used as mount for rotation sensor
Carbon steel burrs for micro drill, 0.5 mm tip diameterFST19007-05Steps 3.2.3. and 4.4.
Circular coverslip (5 mm diameter)VWR101413-528Step 4.5.
Custom-made injection needle holderN/AN/AStep 3.2.4. Technical details provided upon request to the lead author
Dental acrylicYates Motloid44114Steps 4.3. and 4.5.
Dental drill; Microtorque iiRam products66699Steps 3.2.3. and 4.4.
Dowsil transparent polymerThe Dow Chemical Company3-4680Step 4.5. Artificial dura
Electroporation electrodeBexLF650P5Step 3.1.4.
ElectroporatorBexCUY21Step 3.1.4.
Fast green FCFSigma-aldrichF7258-25GStep 3.1.1.
FLIMimage MATLAB softwareN/AN/ASection 5. Kindly provided by Dr. Ryohei Yasuda, Max Planck Florida
FLIMview MATLAB softwareN/AN/ASections 5. and 6. Will be provided upon request to the lead author
Foam-compatible glue (Gorilla White Glue)Gorilla5201204Step 2.3.
HeadplateN/AN/AStep 4.3. Technical details provided upon request to the lead author
Headplate holderN/AN/AStep 2.6. Technical details provided upon request lead author, used in combination with mounting post bracket and right-angled bracket
Hydraulic micromanipulatorNarishigeMO-10Step 3.2.4.
Krazy glueKrazy glueKG82648RStep 4.3. Cyanoacrylate-based glue
Low-noise fast photomultiplier tubeHamamatsuH7422PA-40 or H10769PA-40Step 1.3.
MATLAB 2012bMathworksN/ASteps 2.6, and sections 5, and 6. Used to run microscope acquisition and data analysis software
MotorZhengkeZGA37RGStep 2.4.
Motor speed controllerElenkerEK-G00015A1-1Step 2.5.
Motorized micromanipulatorSutterMP-285Step 3.2.4.
Mounting baseThorlabsBA1SStep 2.5. Used for posts for motor and sensor in combination with PH4 and TR2
Mounting postThorlabsP14Step 2.6. Used for headplate holder post in combination with PB2
Mounting post baseThorlabsPB2Step 2.6. Used for headplate holder post in combination with P14
Mounting post bracketThorlabsC1515Step 2.6. Used in combination with right-angle bracket and headplate holder
Optical postThorlabsTR2Step 2.5. Used for posts for motor and sensor in combination with BA1S and PH4
Phosphate-buffered salineΝ/ΑΝ/ΑStep 3.2.2. Protocol: Cold Spring Harbor Protocols 2006, doi: 10.1101/pbd.rec8247
PhotodiodeThorlabsFDS010Step 1.2.
Photon timing counting moduleBecker and HicklSPC-150Step 1.1.
Plasmid: tAKARα (CAG-tAKARα-WPRE)Addgene119913Step 3.1.3.
Post holderThorlabsPH4Step 2.5. Used for posts for motor and sensor in combination with BA1S and TR2
Right-angle bracketThorlabsAB90Step 2.6 Used in combination with mounting post bracket and headplate holder
Rotation encoderUS digitalMA3-A10-250-NStep 2.4.
Rubber matRubber-CalB01DCR5LUGStep 2.1.
Shaft coupling (1/4 inch x 1/4 inch)McMaster6208K433Steps 2.3. and 2.4.
ScanImage 3.6Svoboda Lab/Vidrio TechnologyN/ASteps 5.9. and 6.1.
Signal splitterBecker and HicklHPM-CON-02Step 1.3.1.
Stainless steel axle (diameter 1/4 inch, L = 12 inch)McMaster1327K66Step 2.3.
Stereotaxic alignment systsemDavid kopf1900Steps 3.2. and 4.1. modified; Sutter micromanipulator, custom-made injection needle holder, hydraulic micromanipulator
Two-photon microscopeN/AN/ASection 5. Built based on Modular in vivo multiphoton microscopy system (MIMMS) from HHMI Janelia Research Campus (https://www.janelia.org/open-science/mimms)
Vetbond tissue adhesive3M14006Step 3.2.6.
Virus: tAKARα (AAV2/1 hSyn-tAKARα-WPRE)Addgene119921Step 3.2.2.
White PE foam roller (8 inch x 12 inch)Fabrication enterprises INC.30-2261Step 2.1.1.
White polystyrene fom ball halvesGrahamSweet200mm diameter 2 hollow halvesStep 2.1.1.
ZipkickerPACERPT29Step 4.3. Hardening accelerator

References

  1. Greengard, P. The Neurobiology of Slow Synaptic Transmission. Science. 294 (5544), 1024-1030 (2001).
  2. Petersen, S. E., Posner, M. I. The attention system of the human brain: 20 years after. Annual Review of Neuroscience. 35 (2), 73-89 (2012).
  3. Sun, Y., Hunt, S., Sah, P. Norepinephrine and Corticotropin-Releasing Hormone: Partners in the Neural Circuits that Underpin Stress and Anxiety. Neuron. 87 (3), 468-470 (2015).
  4. Berke, J. D. What does dopamine mean? Nature Neuroscience. 21 (6), 787-793 (2018).
  5. Chen, Y., et al. Endogenous Gαq-Coupled Neuromodulator Receptors Activate Protein Kinase A. Neuron. 96 (5), 1070-1083 (2017).
  6. Madison, D. V., Nicoll, R. A. Cyclic adenosine 3’,5’-monophosphate mediates beta-receptor actions of noradrenaline in rat hippocampal pyramidal cells. The Journal of Physiology. 372 (1), 245-259 (1986).
  7. Yasuda, H., Barth, A. L., Stellwagen, D., Malenka, R. C. A developmental switch in the signaling cascades for LTP induction. Nature Neuroscience. 6 (1), 15-16 (2003).
  8. Pedarzani, P., Storm, J. F. PKA mediates the effects of monoamine transmitters on the K+ current underlying the slow spike frequency adaptation in hippocampal neurons. Neuron. 11 (6), 1023-1035 (1993).
  9. Brandon, E. P., Idzerda, R. L., McKnight, G. S. PKA isoforms, neural pathways, and behaviour: making the connection. Current Opinion in Neurobiology. 7 (3), 397-403 (1997).
  10. Radnikow, G., Feldmeyer, D. Layer- and Cell Type-Specific Modulation of Excitatory Neuronal Activity in the Neocortex. Frontiers in Neuroanatomy. 12 (January), (2018).
  11. Kennedy, R. T. Emerging trends in in vivo neurochemical monitoring by microdialysis. Current Opinion in Chemical Biology. 17 (5), 860-867 (2013).
  12. Rodeberg, N. T., Sandberg, S. G., Johnson, J. A., Phillips, P. E. M., Wightman, R. M. Hitchhiker’s Guide to Voltammetry: Acute and Chronic Electrodes for In Vivo Fast-Scan Cyclic Voltammetry. ACS Chemical Neuroscience. 8 (2), 221-234 (2017).
  13. Hamel, E. J. O., Grewe, B. F., Parker, J. G., Schnitzer, M. J. Cellular level brain imaging in behaving mammals: An engineering approach. Neuron. 86 (1), 140-159 (2015).
  14. Allen, M. D., Zhang, J. Subcellular dynamics of protein kinase A activity visualized by FRET-based reporters. Biochemical and Biophysical Research Communications. 348 (2), 716-721 (2006).
  15. Zhang, J., Ma, Y., Taylor, S. S., Tsien, R. Y. Genetically encoded reporters of protein kinase A activity reveal impact of substrate tethering. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (26), 14997-15002 (2001).
  16. Chen, Y., Saulnier, J. L., Yellen, G., Sabatini, B. L. A PKA activity sensor for quantitative analysis of endogenous GPCR signaling via 2-photon FRET-FLIM imaging. Frontiers in Pharmacology. 5 (April), 1-12 (2014).
  17. Ma, L., et al. A Highly Sensitive A-Kinase Activity Reporter for Imaging Neuromodulatory Events in Awake Mice. Neuron. 99 (4), 665-679 (2018).
  18. Yellen, G., Mongeon, R. Quantitative two-photon imaging of fluorescent biosensors. Current Opinion in Chemical Biology. 27, 24-30 (2015).
  19. Tang, S., Yasuda, R. Imaging ERK and PKA Activation in Single Dendritic Spines during Structural Plasticity. Neuron. 93 (6), 1315-1324 (2017).
  20. Tillo, S. E., et al. Liberated PKA Catalytic Subunits Associate with the Membrane via Myristoylation to Preferentially Phosphorylate Membrane Substrates. Cell Reports. 19 (3), 617-629 (2017).
  21. Yasuda, R. Imaging spatiotemporal dynamics of neuronal signaling using fluorescence resonance energy transfer and fluorescence lifetime imaging microscopy. Current Opinion in Neurobiology. 16 (5), 551-561 (2006).
  22. Theurkauf, W. E., Vallee, R. B. Molecular characterization of the cAMP-dependent protein kinase bound to microtubule-associated protein 2. Journal of Biological Chemistry. 257 (6), 3284-3290 (1982).
  23. Zhong, H., et al. Subcellular dynamics of type II PKA in neurons. Neuron. 62 (3), 363-374 (2009).
  24. Borrell, V., Yoshimura, Y., Callaway, E. M. Targeted gene delivery to telencephalic inhibitory neurons by directional in utero electroporation. Journal of Neuroscience Methods. 143 (2), 151-158 (2005).
  25. Baumgart, J., Baumgart, N. Cortex-, Hippocampus-, Thalamus-, Hypothalamus-, Lateral Septal Nucleus- and Striatum-specific In utero Electroporation in the C57BL/6 Mouse. Journal of Visualized Experiments. (107), e53303(2016).
  26. Lowery, R. L., Majewska, A. K. Intracranial Injection of Adeno-associated Viral Vectors. Journal of Visualized Experiments. (45), 1-4 (2010).
  27. Mostany, R., Portera-Cailliau, C. A Craniotomy Surgery Procedure for Chronic Brain Imaging. Journal of Visualized Experiments. (12), 18-19 (2008).
  28. Holtmaat, A., et al. Long-term, high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window. Nature Protocols. 4 (8), 1128-1144 (2009).
  29. Murakoshi, H., Lee, S. J., Yasuda, R. Highly sensitive and quantitative FRET-FLIM imaging in single dendritic spines using improved non-radiative YFP. Brain Cell Biology. 36 (1-4), 31-42 (2008).
  30. Murakoshi, H., Shibata, A. C. E., Nakahata, Y., Nabekura, J. A dark green fluorescent protein as an acceptor for measurement of Förster resonance energy transfer. Scientific Reports. 5, 1-11 (2015).
  31. Guo, Z. V., et al. Procedures for behavioral experiments in head-fixed mice. PLoS ONE. 9 (2), (2014).
  32. Yu, K., et al. The central amygdala controls learning in the lateral amygdala. Nature Neuroscience. 20 (12), 1680-1685 (2017).
  33. Harvey, C. D., Collman, F., Dombeck, D. A., Tank, D. W. Intracellular dynamics of hippocampal place cells during virtual navigation. Nature. 461 (7266), 941-946 (2009).
  34. Yasuda, R. Imaging intracellular signaling using two-photon fluorescent lifetime imaging microscopy. Cold Spring Harbor Protocols. 7 (11), 1121-1128 (2012).
  35. Mehta, S., et al. Single-fluorophore biosensors for sensitive and multiplexed detection of signalling activities. Nature Cell Biology. 20 (10), 1215-1225 (2018).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

148 CAMP A PKA A kinase AKAR F rster FRET tAKAR 2pFLIM

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved