JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يتضمن نموذج الخنزير الصغير هذا الأدوات الجراحية والاختناق حتى السكتة القلبية والإنعاش ومراقبة ما بعد الإنعاش. يسمح النموذج بأخذ عينات متعددة لكل ، وباستخدام ضغط الدم الشرياني الغازي المستمر ، وتخطيط القلب ، ومراقبة النتاج القلبي غير الغازية ، فإنه يوفر المعرفة حول ديناميكا الدم والفيزيولوجيا المرضية القلبية في الاختناق في الفترة المحيطة بالولادة والإنعاش القلبي الرئوي لحديثي الولادة.

Abstract

تم استخدام الخنازير الوليدية على نطاق واسع كنماذج متعدية للاختناق في الفترة المحيطة بالولادة. في عام 2007 ، قمنا بتكييف نموذج الاختناق الصغير الراسخ من خلال إدخال السكتة القلبية. وقد مكننا ذلك من دراسة تأثير الاختناق الشديد على النتائج الرئيسية ، بما في ذلك الوقت المستغرق لاستعادة الدورة الدموية التلقائية (ROSC) ، وكذلك تأثير ضغطات الصدر وفقا لبروتوكولات بديلة للإنعاش القلبي الرئوي. بسبب أوجه التشابه التشريحية والفسيولوجية بين الخنازير وحديثي الولادة من البشر ، تعمل الخنازير كنماذج جيدة في دراسات الإنعاش القلبي الرئوي ومراقبة الدورة الدموية. في الواقع ، قدم نموذج السكتة القلبية هذا دليلا على تطوير المبادئ التوجيهية من خلال البحث في بروتوكولات الإنعاش ، والفيزيولوجيا المرضية ، والمؤشرات الحيوية ، والطرق الجديدة لمراقبة الدورة الدموية. والجدير بالذكر أن النتيجة العرضية التي تفيد بأن جزءا كبيرا من الخنازير لها نشاط كهربائي بلا نبض (PEA) أثناء السكتة القلبية قد يزيد من قابلية تطبيق النموذج (أي أنه يمكن استخدامه لدراسة الفيزيولوجيا المرضية الممتدة إلى ما بعد فترة ما حول الولادة). ومع ذلك ، فإن جيل النموذج يمثل تحديا تقنيا ويتطلب مجموعات مهارات مختلفة ، وموظفين متفانين ، وتوازنا دقيقا بين التدابير ، بما في ذلك البروتوكولات الجراحية واستخدام المهدئات / المسكنات ، لضمان معدل معقول للبقاء على قيد الحياة. في هذه الورقة ، يتم وصف البروتوكول بالتفصيل ، بالإضافة إلى تجارب التكيف مع البروتوكول على مر السنين.

Introduction

يحدث الاختناق في الفترة المحيطة بالولادة بسبب تبادل الغازات للخطر (نقص الأكسجة وفرط ثنائي أكسيد الكربون) قبل الولادة وأثناءها و / أو بعدها. يؤدي إلى انخفاض تدفق الدم (نقص التروية) إلى الأعضاء الحيوية وما يتبعه من الحماض التنفسي والتمثيل الغذائي المختلط. الاختناق في الفترة المحيطة بالولادة هو أحد المضاعفات الشائعة للولادة التي تسبب سنويا 580000 حالة وفاة للرضع في جميع أنحاء العالم1. يعد خفض هذا العدد أمرا ضروريا للحد من الوفيات بين الأطفال حديثي الولادة والأطفال دون سن 5 سنوات ، كما هو مذكور في هدف الأمم المتحدة للتنمية المستدامة رقم 3.2 (أي وفيات الأطفال حديثي الولادة <12 لكل 1000 مولود حي ووفيات الأطفال دون سن الخامسة <25 لكل 1000 مولود حي)2.

سريريا ، يظهر الاختناق على شكل اعتلال دماغي نقص تروية نقص الأكسجين (HIE) ، واكتئاب الجهاز التنفسي ، وفشل الدورة الدموية عند الرضيع حديث الولادة3 (أي أعراض وعلامات نقص تروية الأعضاء الحيوية)4. وبالتالي ، قد يحتاج الرضيع المختنق إلى علاج للاعتلال الدماغي ، بما في ذلك النوبات ، ودعم الجهاز التنفسي والدورة الدموية المتقدمة. على الصعيد العالمي، كل عام، يحتاج ما يصل إلى 10 ملايين رضيع إلى شكل من أشكال التدخل، مثل التحفيز عن طريق اللمس، ويحتاج 6-7 ملايين رضيع إلى مساعدة على التنفس الصناعي عند الولادة5. وهكذا، فإن الاختناق في الفترة المحيطة بالولادة يضع ضغطا كبيرا على نظام الرعاية الصحية، مع ما يرتبط به من آثار اجتماعية واقتصادية. وللحد من عبء المرض العالمي المنسوب إلى الاختناق في الفترة المحيطة بالولادة، تعتقد مجموعاتنا البحثية أنه ينبغي دراسة مجالات التركيز التالية في الدراسات العلمية: الوقاية، بما في ذلك تحسين الرعاية والمتابعة قبل الولادة والتوليد؛ والوقاية، بما في ذلك تحسين الرعاية والمتابعة قبل الولادة والتوليد؛ والوقاية، بما في ذلك تحسين الرعاية والمتابعة قبل الولادة والتوليد؛ والوقاية، بما في ذلك تحسين الرعاية والمتابعة قبل الولادة والتوليد؛ والوقاية، بما في ذلك تحسين الرعاية والمتابعة قبل الولادة والتوليد؛ والوقاية، بما في ذلك تحسين الرعاية والمتابعة قبل الولادة والتوليد؛ والوقاية، بما المؤشرات الحيوية النذير وتحسين إنعاش غرفة الولادة وتحقيق الاستقرار6.

الخنازير حديثي الولادة والرضع الرضع في الحمل على المدى القريب لديهم نفس التشريح والفيزيولوجيا المرضية7. على الرغم من أنه لا يوجد نموذج حيواني للاختناق في الفترة المحيطة بالولادة والسكتة القلبية يمكن أن يخلق الجانب الكامل للانتقال الفاشل في الفترة المحيطة بالولادة مما يؤدي إلى الاختناق والسكتة القلبية ، إلا أن الخنازير هي نماذج متعدية جيدة.

في وقت مبكر من سبعينيات القرن العشرين ، قمنا بتطوير نموذج نقص الأكسجة في الخنازير البالغة8. تم تنقيحه بنجاح من قبل مجموعات البحث9 ، وبالتالي توفير نموذج خنزير صغير للاختناق في الفترة المحيطة بالولادة 10،11،12،13،14،15،16،17،18. في عام 2007 ، تم إجراء التجارب الأولى مع السكتة القلبية في الخنازير في معهد البحوث الجراحية في مستشفى جامعة أوسلو11،13،15،16. قدم نموذج الاعتقال أدلة لتطوير المبادئ التوجيهية 10،13،15،16،19،20 ، بالإضافة إلى فرص واسعة للدراسات الفسيولوجية واختبار المعدات / أدوات التشخيص 14،21 ، بروتوكولات الإنعاش (الدراسات المعشاة ذات الشواهد)13،15،16 ،22 ، والمؤشرات الحيوية للدم والأنسجة 10،12،20. وهكذا ، أثبت النموذج أنه متعدد الاستخدامات ، وقد تم استخدام سلسلة تجريبية واحدة تقليديا للإجابة على العديد من الأسئلة البحثية. هذا مهم ويتفق مع ثلاثة روبية (التخفيض والاستبدال والصقل) لأبحاث التجارب23 (أي مبدأ تقليل عدد الحيوانات التي يتم التضحية بها للأغراض العلمية).

في البروتوكول التالي ، يتم وصف نموذج الخنزير الصغير للاختناق في الفترة المحيطة بالولادة بالتفصيل ، بما في ذلك كيفية تحفيز السكتة القلبية وتعريفها والتأكد منها. تم تحسين النموذج لتقليل التعرض للمهدئات والتدخلات الجراحية ويشمل التهوية الميكانيكية والاختناق والإنعاش ومراقبة ما بعد الإنعاش وجمع عينات من الدم والبول والسائل النخاعي. تقوم مجموعاتنا أيضا بجمع الأنسجة من الأعضاء الحيوية بعد الوفاة ، ولكن لم يتم وصف إجراء جمع الأنسجة بالتفصيل في هذا البروتوكول. يحاكي النموذج إهانة نقص الأكسجين مع الحماض التنفسي والأيضي المختلط ، والذي يعكس الكيمياء الحيوية لحديثي الولادة المختنقين. من خلال المراقبة الدقيقة للخنازير مع ضغط الدم الغازي (BP) ومعدل ضربات القلب (HR) ، وقياس التأكسج النبضي (PO) ، ومخطط كهربية القلب (ECG) ، وتخطيط القلب المعاوقة (ICG) ، وتقييمات التحليل الطيفي للأشعة تحت الحمراء القريبة (NIRS) ، يمكن دراسة فسيولوجيا الاختناق في الفترة المحيطة بالولادة ، مع التركيز بشكل خاص على القلب ، بالتفصيل.

النموذج صعب تقنيا ، حيث أن التوازن الدقيق للغاية في الأدوية والتدخلات الجراحية وطريقة إحداث السكتة القلبية مطلوب لضمان معدل معقول للبقاء على قيد الحياة. يتطلب إجراء التجارب إعدادا شاملا وفريقا متخصصا يعمل بشكل جيد. يبدو أن اختيار التجارب يلعب أيضا دورا مهما في ضمان نجاح التجارب. في هذه الورقة ، نصف البروتوكول بالتفصيل وتجاربنا معه.

Protocol

تمت الموافقة على البروتوكول من قبل هيئة سلامة الأغذية النرويجية (الموافقة رقم 25030) ، وأجريت التجارب وفقا للوائح الأوروبية والنرويجية والمؤسسية. يتطلب تكرار هذا النموذج الحصول على موافقة أخلاقية للتجارب على الحيوانات بما يتماشى مع اللوائح المؤسسية والوطنية وضمان إجراء التجارب وفقا للثلاثة روبية23. يجب أن يكون جميع الأفراد الذين يتعاملون مع الحيوانات معتمدين بالوظائف A و B و D وفقا للمادة 23 والمادة 24 من توجيه الاتحاد الأوروبي 2010/63 / EU24 ، أو ما يعادلها. راقب الحيوانات بعناية أثناء التجربة بأكملها ، واضبط التخدير وإعدادات جهاز التنفس الصناعي ودرجة الحرارة ووضع الحيوانات لضمان رفاهية الحيوانات. تقييم نقدي للنموذج وتطبيقه بانتظام ، وتحسينه كما هو مطلوب وممكن.

ملاحظة: كانت الخنازير المستخدمة في هذه الدراسة تتراوح أعمارها بين 12 و 36 ساعة ، ووزنها 1.7-2.3 كجم ، وكان لها توزيع متساو بين الجنسين ، وكانت من عرق نرويجي مختلط ، ودوروك ، ويوركشاير ، وكانت غير معدلة وراثيا. تتضمن الخطوة 1 والخطوة 2 من البروتوكول التخدير العام وإجراءات أخذ عينات البيانات التي تنطبق طوال التجربة ، وتفصل الخطوات 3-10 الإجراءات التجريبية ، بما في ذلك تحضير الحيوانات والتدخل الجراحي والاختناق حتى السكتة القلبية والإنعاش ومراقبة ما بعد الإنعاش.

1. بروتوكول التخدير (الوقت: ينطبق على التجربة بأكملها)

  1. تحفيز التخدير باستخدام بلعة من الفنتانيل الوريدي (50 ميكروغرام / كجم) والبنتوباربيتال (15-20 ملغ / كغ) في قسطرة وريدية طرفية في وريد الأذن.
    تنبيه: الفنتانيل ضار إذا تم استنشاقه أو تناوله ويهيج العينين والجلد. بل هو أيضا دواء مقيد. يجب مراقبة إمداداتها واستخدامها وتنظيمها وفقا للوائح الخاصة بالعقاقير المحظورة. بنتوباربيتال ضار إذا تم تناوله ويهيج العينين والجلد.
  2. يجب الحفاظ على التخدير باستخدام الفنتانيل الوريدي (50 ميكروغرام/كغ/ساعة) حتى الاختناق، ثم التوقف أثناء الاختناق، وإعادة وضعه عند 25 ميكروغرام/كغ/ساعة بعد عودة الدورة الدموية التلقائية (ROSC).
    ملاحظة: تنبع جرعة التخدير العالية من الفنتانيل المستخدمة في هذا النموذج من عشرات السنين من تحسين النموذج في جهد تعاوني يشمل أطباء حديثي الولادة وأطباء تخدير الأطفال. يرتبط تخدير الفنتانيل بجرعة عالية من استقرار القلب والأوعية الدموية والدورةالدموية 25,26 في البالغين وحديثي الولادة. ومع ذلك ، أظهرت إحدى الدراسات التي أجريت على الخنازير حديثي الولادة أن استخدام الفنتانيل كان مرتبطا بانخفاض معدل ضربات القلب والنتاج القلبي (CO) وزيادة متوسط الضغط الشرياني (MAP) ، والضغط الانبساطي في نهاية البطين الأيسر ، ومؤشر المقاومة المحيطيةالكلي 27.
  3. راقب رفاهية الخنزير الصغير طوال التجربة بأكملها. تحقق من قوة العضلات وقم بتقييم العناصر الحيوية للتأكد من تخدير الخنزير الصغير تماما. إذا ظهرت على الخنزير الصغير علامات الضيق ، يتم تطبيق فنتانيل IV إضافي أو بنتوباربيتال IV وفقا للحكم السريري.

2. أخذ عينات البيانات وتسجيلها (الوقت: ينطبق على التجربة بأكملها)

  1. طباعة نموذج تسجيل حالة ورقية (CRF) لكل خنزير صغير. يحتوي نموذج الإبلاغ الموحد على معلومات حول الموارد البشرية ، وضغط الدم (بما في ذلك MAP) ، وتشبع الأكسجين (SpO2) ، وتشبع الأكسجين الدماغي الإقليمي (NIRS) ، ودرجة الحرارة ، والأدوية الإضافية المقدمة ، والارتعاش.
  2. في نموذج الإبلاغ الموحد ، أعط الخنزير الصغير رقم معرف ، وسجل وزن الخنزير الصغير وجنسه في الصفحة الأولى.
  3. قم بإجراء التسجيلات كل 5 دقائق خلال فترة التثبيت وقبل تحريض الاختناق مباشرة. بعد تحريض الاختناق ، قم بإجراء التسجيل الأول بعد 10 دقائق ثم كل 5 دقائق حتى السكتة القلبية. إذا تم تحقيق ROSC ، فقم بإجراء التسجيلات في أقرب وقت ممكن بعد ROSC ، كل 5 دقائق للساعة الأولى بعد ROSC ، ثم كل 30 دقيقة لبقية فترة المراقبة.
  4. في نموذج الإبلاغ الموحد ، اذكر متى يتم جمع العينات المختلفة.
    1. جمع الدم الكامل والبلازما في بداية الاستقرار ، قبل تحريض الاختناق مباشرة ، عند السكتة القلبية ، في ROSC ، 30 دقيقة ، 60 دقيقة ، 120 دقيقة ، 240 دقيقة ، و 540 دقيقة بعد ROSC ، وفي نهاية الدراسة (570 دقيقة).
      ملاحظة: من المهم حساب كمية الدم التي يمكن سحبها من كل خنزير صغير. على سبيل المثال ، يمكن سحب كمية أقل من الدم من الخنازير الصغيرة والخنازير غير المستقرة والخنازير التي عانت من بعض فقدان الدم من جراحة الرقبة. من الضروري أيضا مشاهدة الهيموجلوبين (Hb) من حالة الحمض القاعدي طوال التجربة. في هذه الدراسة ، تم استبعاد الخنازير التي تحتوي على Hb <6 جم / ديسيلتر.
    2. جمع البول في 240 دقيقة بعد ROSC وفي نهاية الدراسة (570 دقيقة).
    3. خذ الحالة الحمضية القاعدية في بداية التثبيت ، قبل تحريض الاختناق مباشرة ، وبعد 10 دقائق من تحريض الاختناق ، ثم كل 5 دقائق حتى السكتة القلبية. خذ حالة القاعدة الحمضية عند السكتة القلبية ، في ROSC ، 5 دقائق ، 15 دقيقة ، 30 دقيقة ، 60 دقيقة ، 120 دقيقة ، 240 دقيقة ، و 540 دقيقة بعد ROSC ، وفي نهاية الدراسة (570 دقيقة).
    4. جمع السائل النخاعي (CSF) في نهاية الدراسة (570 دقيقة).
  5. جمع الدم الكامل والبلازما من القسطرة الشريانية المركزية.
    1. سحب 2 مل من الدم من القسطرة الشريانية المركزية إلى حقنة هيبارين ، ووضعها على الجانب.
    2. ثم اسحب 2.5 مل من الدم إلى حقنة هيبارين جديدة. ضع 0.5 مل من آخر دم كامل مسحوب في أنبوب طرد مركزي دقيق ، وقم بتجميده في النيتروجين السائل.
    3. ضع 2 مل المتبقية في قنينة EDTA ذات حجم مناسب ، وأجهزة طرد مركزي عند 1700 × جم عند 4 درجات مئوية لمدة 10 دقائق. ماصة البلازما (التي تنفصل عن معطف بافي وكريات الدم الحمراء كطبقة عليا) إلى أنابيب الطرد المركزي الدقيقة ، والتجميد المفاجئ في النيتروجين السائل.
    4. سحب 0.2 مل أخرى من الدم من القسطرة الشريانية المركزية إلى حقنة هيبارين جديدة. ضع المحقنة في آلة الحمض القاعدي (انظر جدول المواد) ، واملأ المعلومات ذات الصلة (المعرف والنقطة الزمنية ودرجة حرارة الخنزير الصغير).
    5. ادفع الدم الذي تم سحبه إلى أول حقنة هيبارين مرة أخرى إلى القسطرة الشريانية. اغسل القسطرة الشريانية بمحلول ملحي طبيعي للهيبارين لضمان إعادة كل الدم إلى الدورة الدموية للخنزير الصغير.
  6. جمع البول عن طريق الشفط فوق العانة من البول.
    1. حدد موقع المعالم: المنطقة الواقعة بين ثالث أدنى وثاني أدنى أزواج من الحلمات ، حوالي 2 سم تحت السرة ، وبضعة ملليمترات جانبية إلى خط الوسط.
    2. استخدم حقنة سعة 10 مل مع قنية 23 جم. تقدم القنية عموديا حوالي 1 سم ، ونضح حتى تمتلئ المحقنة بالبول. ضع البول في أنبوب مبرد ، وقم بتجميده في النيتروجين السائل.
  7. جمع السائل الدماغي النخاعي عن طريق البزل القطني.
    1. ضع الخنزير الصغير على جانبه ، وارسم الأطراف الخلفية نحو الصدر. حدد موقع المعالم: بين العلامات الشوكية على مستوى قمة الخنزير.
    2. تقدم قنية 21 جم قليلا بين علامات العمود الفقري حتى يظهر السائل الدماغي النخاعي. ضع السائل الدماغي النخاعي في أنابيب الطرد المركزي الدقيقة ، وقم بتجميده في النيتروجين السائل.
    3. اجمع بيانات تخطيط القلب المستمر وضغط الدم الشرياني الغازي (انظر الخطوة 6 والخطوة 7) باستخدام برنامج الحصول على البيانات وتحليلها (انظر جدول المواد). قم بإجراء NIRS (انظر الخطوة 7) باستخدام جهاز NIRS متوفر تجاريا (انظر جدول المواد).

3. التحضير (الوقت: أسابيع إلى أشهر ، طالما دعت الحاجة)

  1. الحصول على الموافقة الأخلاقية للتجارب على الحيوانات.
  2. اتصل بمزارع ، وقم بتنظيم اختيار الخنازير (العمر: 12-36 ساعة ، التوزيع المتساوي بين الجنسين ، الوزن: 1.7-2.3 كجم) ، تاريخ التسليم ، وترتيبات النقل.
    ملاحظة: اختيار الخنازير من نفس العرق (في هذه الدراسة ، مزيج من Landrace النرويجية ، Duroc ، و Yorkshire) والمزرعة ، من الناحية المثالية من نفس القمامة وضمن نطاق عمري ضيق ، مهم لتقليل التباين البيولوجي والفسيولوجي.
  3. تأكد من توفر الموظفين في التاريخ (التواريخ) المحددة.
  4. تأكد من توفر جميع المعدات اللازمة وأن جميع الأدوات وأدوات المراقبة تعمل. تحقق من تاريخ انتهاء صلاحية غاز الاختناق (8٪ O 2 ، 92٪ N2) وأنه ليس فارغا.
  5. قم بإعداد المختبر وجميع المعدات بحيث تكون جاهزة لاستقبال الخنازير. معايرة جميع المعدات اللازمة.
  6. إجراء تقدير حجم العينة في حالة تجربة معشاة ذات شواهد ، وإعداد التوزيع العشوائي للخنازير.

4. استقبال الخنازير (الوقت: من 10 دقائق إلى 2 ساعة ، اعتمادا على عدد الخنازير)

  1. تنظيم نقل الخنازير المحلية من المزرعة إلى المنشأة الجراحية في يوم التجارب. قم بتغطية "أرضية" الحاوية برقائق الخشب الناعمة وزجاجات الماء الساخن للحفاظ على درجة حرارة الخنازير. اصنع ثقوبا في الحاوية لضمان دوران الهواء.
  2. الحصول على معلومات من المزارع حول عمر ووزن الخنازير. تحقق من وزنهم عند الوصول.
  3. قم بقياس SpO2 و HR عن طريق وضع مسبار مقياس التأكسج النبضي (PO) (انظر جدول المواد) على الطرف الخلفي للخنزير الصغير بينما يكون الخنزير الصغير هادئا ومريحا في الحاوية.
  4. قم بإعداد جميع الأدوات ، وقم بتشغيل الحرارة على مراتب التدفئة الكهربائية على طاولة الجراحة.
  5. دع الخنازير ترتاح في الحاوية حتى يصبح كل فرد في الفريق جاهزا لتحريض التخدير والتدخل الجراحي.

5. تحريض التخدير والتنبيب والتهوية الميكانيكية (الوقت: 15 دقيقة)

  1. جهز المعدات للوصول إلى الوريد والتنبيب.
  2. ضع مسبار PO على الطرف الخلفي لمراقبة الأوكسجين والموارد البشرية أثناء تحريض التخدير والتنبيب.
  3. تأكد من أن الشخص يحمل الخنزير الصغير المغطى ساكنا وهادئا. تأكد من أن الشخص الثاني يدخل قسطرة وريدية طرفية في وريد الأذن. اغسل القسطرة بحوالي 1 مل من المحلول الملحي الطبيعي لتأكيد وضعها. تأمين القسطرة مع الشريط.
  4. حقن جرعة بلعة من الفنتانيل والبنتوباربيتال في وريد الأذن (كما هو موضح في الخطوة 1.1). اغسل القسطرة ب 1 مل من المحلول الملحي العادي. تأكد من تخدير الخنزير الصغير عن طريق تقييم ردود الفعل الانسحابية.
  5. تأكد من أن الشخص يضع الخنزير الصغير في وضع ضعيف. افتح الفم ، واسحب اللسان للخارج بقطعة شاش مقاس 10 سم × 10 سم. الحفاظ على الحنجرة في خط مستقيم.
  6. تأكد من أن الشخص الثاني يستخدم منظار الحنجرة (انظر جدول المواد) لرفع اللسان. تقدم منظار الحنجرة لرفع لسان المزمار وتصور الحبال الصوتية. تقدم الأنبوب الرغامي (ETT ، انظر جدول المواد) من خلال الحبال الصوتية.
    ملاحظة: قد يؤدي استخدام ETT المقيد إلى جعل تقدم ETT من خلال الحبال الصوتية أكثر صعوبة. إذا كان التنبيب صعبا ، فمن المهم بشكل خاص مشاهدة العلامات الحيوية للخنزير الصغير. إذا سقطت العناصر الحيوية ، ضع قناعا على خطم الخنزير الصغير ، وقم بتوصيل القناع بكيس ذاتي النفخ ، وقم بتهوية الخنزير الصغير يدويا حتى تعود العناصر الحيوية إلى طبيعتها. ثم حاول التنبيب مرة أخرى. إذا كان لا يزال يمثل تحديا ، ففكر في إعطاء جرعة إضافية من بنتوباربيتال. في حالات نادرة (على سبيل المثال ، شذوذ مجرى الهواء العلوي) ، يجب إجراء فغر القصبة الهوائية. ومع ذلك ، مع الموظفين ذوي الخبرة ، عادة ما يتم إجراء التنبيب بسهولة.
  7. قم بتوصيل ETT بكيس ذاتي النفخ (انظر جدول المواد) ، وابدأ التهوية اليدوية.
  8. قم بتأكيد وضع ETT الصحيح عن طريق 1) ارتفاع الصدر الثنائي والمتماثل عند التهوية ، 2) أصوات التنفس الثنائية والمتماثلة فوق حقول الرئة مع عدم وجود صوت دخول الهواء فوق الشرسوفي ، 3) استجابات SpO2 و HR ، و 4) التكثيف داخل ETT. يمكن أيضا قياس CO2 منتهي الصلاحية (شبه) كميا إذا كنت في شك.
  9. تضخيم الكفة ETT. قم بتأمين ETT على عمق 12-13 سم (لخنزير صغير 2 كجم) بشريط تم تقسيمه طوليا إلى نصفين. قم بثني الشريط حول جزء ETT البعيد على الفور إلى الأسنان الأمامية ، واستمر حول الخطم.
  10. استمر في تهوية الخنزير الصغير يدويا حتى يتم نقله إلى طاولة التدخل الجراحي حيث يتم توصيله بجهاز التنفس الصناعي الميكانيكي. على الطاولة ، قم بتوصيل ETT بجهاز التنفس الصناعي (انظر جدول المواد) بالإعدادات التالية: P Insp = 15-20 سم H 2 O ، زقزقة = 5.0 سم H2O ، تدفق Insp = 8.0 لتر / دقيقة ، التردد= 30 نبضة في الدقيقة ، و TInsp = 0.34 ثانية.
    ملاحظة: إذا كان الخنزير الصغير يحتوي على SpO2 <90٪ ، فيمكن زيادة PInsp والتردد حتى يصبح SpO2 ≥90٪. يمكن استخدام الأكسجين التكميلي إذا كان بروتوكول الإنعاش لا يتضمن مقارنة بين FiO2s.
  11. ضع مقياس حرارة المستقيم ، وقم بتثبيته بشريط جراحي حول ذيل الخنزير الصغير.
  12. حافظ على درجة حرارة الخنزير الصغير (38.5-39.0 درجة مئوية) ببطانيات / مناشف دافئة ملفوفة حول الخنزير الصغير مثل العش ، عن طريق ضبط درجة حرارة مرتبة التسخين أسفل الخنزير الصغير ، و / أو عن طريق ملء قفازات المطاط / اللاتكس بماء الصنبور الساخن ووضعها في المناشف المحيطة بالخنزير الصغير. راقب درجة حرارة الخنزير الصغير أثناء التدخل الجراحي ، وقم بتنفيذ تدابير تثبيت درجة الحرارة حسب الحاجة.

6. التدخل الجراحي (الوقت: 20 دقيقة)

  1. تحضير جميع المعدات اللازمة ، وملء جميع القسطرة بالمحلول الملحي العادي (الشكل 1). اكتب الوقت الذي يبدأ فيه التدخل الجراحي على نموذج الإبلاغ الموحد.
  2. تعقيم جلد الخنزير الصغير المخدر بالكلورهيكسيدين الملون 5 ملغ / مل باستخدام 3-5 إسفنجات جراحية.
  3. قم بعمل شق جلدي بطول 2.5 سم على الجانب الأيمن من رقبة الخنزير باستخدام مشرط.
  4. استخدم مبعدات الجفن لسحب الجلد على جانبي الشق.
  5. استخدم ملقط الشريان لتشريح الوريد الوداجي الداخلي وكشفه (الشكل 2).
  6. ضع خيطين من النايلون 3-0 تحت الوريد الوداجي للحفاظ على ثباته.
  7. امسك إحدى الغرز بيد والقسطرة الوريدية المركزية في اليد الأخرى (الشكل 3). أدخل القسطرة الوريدية المركزية ، واسحب الإبرة.
  8. اربط أحد خيوط الخياطة التي تم استخدامها لتثبيت الوريد حول الوريد (والقسطرة) في المنطقة التي توجد فيها القسطرة داخل الوريد (الشكل 4).
    ملاحظة: تأكد من أن الخيط القابض غير مربوط بإحكام شديد حول القسطرة وأن العقدة قريبة من الطرف البعيد للقسطرة.
  9. اغسل ب 1 مل من المحلول الملحي العادي لتأكيد الموضع الصحيح للقسطرة.
  10. أغلق الجلد بخيوط قابلة للامتصاص 4-0.
  11. قم بتوصيل الفنتانيل 50 ميكروغرام / كجم / ساعة ومحلول متوازن من الكربوهيدرات والكهارل (10 مجم / مل من الجلوكوز ، انظر جدول المواد) بالقسطرة الوريدية المركزية.
  12. قم بعمل شق جلدي بطول 2.5 سم على الجانب الأيسر من رقبة الخنزير باستخدام مشرط. اجعل الشق وسطيا أكثر قليلا من الشق الموجود على الجانب الأيمن من الرقبة.
  13. استخدم مبعدات الجفن لسحب الجلد على جانبي الشق.
  14. بعد ذلك ، استخدم ملقط الشريان لتشريح وكشف الشريان السباتي المشترك (الإنسي للعضلة القصية الترقوية الخشائية).
  15. ضع خيطين من النايلون 3-0 تحت الشريان السباتي المشترك للحفاظ على ثباته.
  16. امسك إحدى الغرز في يد والقسطرة الشريانية المركزية في اليد الأخرى. أدخل القسطرة الشريانية المركزية, واسحب الإبرة.
  17. اربط أحد خيوط الخياطة التي تم استخدامها لتثبيت الشريان حول الشريان (والقسطرة) في المنطقة التي توجد فيها القسطرة داخل الشريان.
    ملاحظة: تأكد من أن الخيط القابض غير مربوط بإحكام شديد حول القسطرة وأن العقدة قريبة من الطرف البعيد للقسطرة.
  18. اغسل ب 1 مل من المحلول الملحي العادي لتأكيد الموضع الصحيح للقسطرة.
  19. استخدم خيوط 4-0 قابلة للامتصاص لتثبيت أجنحة القسطرة على الجلد وإغلاق الجلد.
  20. اتصل بمراقبة ضغط الدم الشرياني الغازي (انظر جدول المواد) ، وابدأ التسجيل باستخدام برنامج الحصول على البيانات وتحليلها.
    ملاحظة: تأكد من معايرة محول ضغط الدم الشرياني الغازي على مستوى القلب للحصول على قراءات ضغط الدم الصحيحة.
  21. مع تغطية خلع الملابس شفافة. الآن ، القسطرة الشريانية المركزية في مكانها.
  22. اكتب على نموذج الإبلاغ الموحد في الوقت الذي انتهت فيه الجراحة.

7. الاستقرار (الوقت: الحد الأدنى 1 ساعة ، ولكن طالما كانت هناك حاجة لتثبيت الخنزير الصغير بعد الجراحة وللموظفين للتحضير لتحريض الاختناق)

  1. قم بتوصيل الخنزير الصغير بمعدات مراقبة تخطيط القلب (انظر جدول المواد).
    1. حلق الشعر وأزله حسب الضرورة قبل وضع الأقطاب الكهربائية. ضع قطبين كهربائيين على كل جانب من الصدر - على الجانب الإنسي لكل طرف علوي. ضع القطب الثالث على الجانب الأيسر من السرة.
    2. قم بتوصيل العملاء المتوقعين بالأقطاب الكهربائية ، وابدأ التسجيل باستخدام برنامج الحصول على البيانات وتحليلها.
  2. قم بتوصيل الخنزير الصغير بجهاز مراقبة ثاني أكسيد الكربون غير الغازية (انظر جدول المواد).
    1. حلق الشعر وأزله حسب الضرورة قبل وضع الأقطاب الكهربائية (انظر جدول المواد). ضع القطب الأول أعلى رأس الخنزير الصغير ، خلف العينين مباشرة ، والثاني على الجانب الأيسر من الرقبة ، والثالث على الجانب الأيسر من البطن ، ومنتصف الإبط على مستوى السرة ، والقطب الرابع على الفخذ الأيسر.
    2. املأ المعلومات ذات الصلة على الجهاز ، وابدأ التسجيل. نظرا لمحدودية الذاكرة الداخلية ، اضبط معدل أخذ العينات وفقا لمدة التجربة.
  3. قم بتوصيل الخنزير الصغير بمراقبة NIRS.
    1. حلق الشعر وأزله حسب الضرورة قبل وضع الأقطاب الكهربائية. ضع أقطاب NIRS (انظر جدول المواد) أعلى رأس الخنزير الصغير ، خلف قطب أول أكسيد الكربون غير الغازية ، وقم بتثبيتها بشريط غير شفاف للحماية من الضوء.
  4. قم بتوصيل الخنزير الصغير بمعدات مراقبة إضافية إن أمكن ، وقم بإجراء تخطيط صدى القلب إذا كان هذا جزءا من البروتوكول التجريبي.
  5. ضع الخنزير الصغير في وضع مريح ، ويفضل أن يكون عرضة له.
  6. إجراء القياسات والتسجيلات، والتسجيل في نموذج الإبلاغ الموحد خلال فترة التثبيت (انظر الخطوة 2).
  7. راقب الخنزير الصغير فيما يتعلق بدرجة الحرارة ، SpO2 ، HR ، BP ، والارتعاش خلال فترة الاستقرار. اضبط إعدادات جهاز التنفس الصناعي الميكانيكي ودرجة حرارة الخنزير الصغير ، وقم بتخدير إضافي حسب الاقتضاء.

8. تحريض الاختناق والسكتة القلبية (الوقت: 15-60 دقيقة ، يختلف بين الخنازير)

ملاحظة: يحتاج جميع الموظفين المعنيين إلى معرفة أدوارهم قبل تحريض الاختناق.

  1. حدد وقتا لبدء الاختناق (بناء على مدة الاستقرار وتوافر الموظفين) ، واكتب ذلك على نموذج الإبلاغ الموحد.
  2. اكتب القياسات الفسيولوجية للخنزير الصغير على CRF ، وأخذ عينات الدم قبل تحريض الاختناق مباشرة.
  3. أوقف الفنتانيل الوريدي قبل بدء الاختناق مباشرة.
  4. لبدء الاختناق ، أدر قرص الأكسجين على جهاز التنفس الصناعي الميكانيكي إلى 100٪ ، وقم بتبديل خرطوم الأكسجين الموجود على جهاز التنفس الصناعي إلى غاز الاختناق (8٪ O 2 ، 92٪ N2).
  5. خفض معدل التنفس الصناعي بمقدار 10 تضخم / دقيقة.
  6. تأكد من إسقاط SpO2 للخنزير الصغير للتأكد من نجاح الحث.
  7. بعد 10 دقائق من الاختناق ، قلل معدل التنفس الصناعي بمقدار 10 تضخم / دقيقة أخرى.
  8. بعد 10 دقائق من الاختناق ، وبعد ذلك كل 5 دقائق ، خذ حالة القاعدة الحمضية ، واكتب القياسات الفسيولوجية للخنزير الصغير على CRF. استمر حتى السكتة القلبية.
  9. بعد 20 دقيقة من الاختناق ، قلل معدل التنفس الصناعي بمقدار 10 تضخم / دقيقة أخرى.
  10. بعد 30 دقيقة من الاختناق ، قم بتثبيت ETT بالملقط الشرياني.
  11. عندما ينخفض MAP إلى أقل من 20 ملم زئبق ، ابدأ التسمع المستمر للقلب.
    ملاحظة: تعرف السكتة القلبية بأنها ضربات قلب غير مسموعة عن طريق التسمع و / أو فقدان نبض خط الشرايين. لاحظ أن النشاط الكهربائي غير النبضي (PEA) على مخطط كهربية القلب قد يحدث.
  12. تأكد من أن الشخص يسمع القلب. اتصل بصوت عال عندما لا تكون نبضات القلب مسموعة بعد الآن (السكتة القلبية) أثناء إزالة مشبك ETT. تأكد من أن الشخص الثاني يحول خرطوم غاز الاختناق الموجود على جهاز التنفس الصناعي إلى مخرج الأكسجين. سجل وقت السكتة القلبية على CRF ، وابدأ مؤقتا.
  13. قم بتعيين FiO 2 كما هو محدد بواسطة البروتوكول (في هذه الدراسة ، تم اختيار الخنازير بشكل عشوائي لتلقي FiO2 من 0.21 أو 1.0). اضبط إعدادات جهاز التنفس الصناعي على النحو التالي: P Insp = 30 سم H 2 O ، زقزقة = 5.0 سمH2O ، تدفق Insp =8.0 لتر / دقيقة ، التردد = 40 نبضة في الدقيقة ، و TInsp = 0.34 ثانية.
  14. اسحب عينات الدم من النقطة الزمنية للتوقف القلبي، كما هو موضح في الخطوة 2.5.

9. الإنعاش القلبي الرئوي (CPR) (الوقت: 0-15 دقيقة)

ملاحظة: يمكن إجراء الإنعاش القلبي الرئوي وفقا لإرشادات لجنة الاتصال الدولية للإنعاش (ILCOR)28 ، مع نسبة ضغط الصدر إلى التهوية 3: 1 أو نسب مختلفة من ضغطات الصدر إلى التهوية اعتمادا على الهدف من الدراسة.

  1. إذا كنت تستخدم الإنعاش القلبي الرئوي 3: 1 الموصى به من ILCOR ، فقم بإجراء الخطوات التالية.
    1. تهوية ميكانيكيا خنزير صغير لمدة 30 ثانية بعد السكتة القلبية. بعد ذلك ، ابدأ في الضغط على الصدر ، واستهدف نسبة ضغط الصدر إلى التهوية 3: 1.
      ملاحظة: نظرا لأن جهاز التنفس الصناعي يقوم بالتهوية وليس شخصا ، فقد تكون ضغطات الصدر والتهوية في بعض الأحيان متزامنة / غير منسقة.
    2. قم بضغط الصدر على عمق 1/3 من القطر الأمامي الخلفي الصدري ، والسماح بالارتداد الكامل للصدر ، واستخدم تقنية تطويق اليدين بالإبهام. تهدف إلى توليد ضغط شرياني انقباضي ≥20 ملم زئبق.
    3. تطبيق الأدرينالين (0.02-0.03 ملغ/ كغ) وريديا بعد 30 ثانية من الضغط على الصدر ثم كل 3 دقائق من الإنعاش القلبي الرئوي (الجرعة الأربع القصوى للجرعات). اغسل مع 1 مل من المحلول الملحي العادي بعد كل تناول للأدرينالين.
  2. تحديد ROSC من خلال مراقبة تتبع BP الشرياني وتخطيط القلب ، والتأكيد عن طريق التسمع القلبي. تعريف ROSC هو HR مستقر وغير مدعوم ≥100 نبضة في الدقيقة.
  3. استمر في جهود الإنعاش حتى ROSC أو لمدة أقصاها 15 دقيقة. إذا لم ينجح الإنعاش القلبي الرئوي في غضون 15 دقيقة ، فتوقف عن جهود الإنعاش ، وحدد وقت الوفاة ، وسجل في نموذج الإبلاغ الموحد.
  4. إذا نجحت جهود الإنعاش ، فاكتب على CRF وقت ROSC ، ومدة الإنعاش القلبي الرئوي بالثواني ، وعدد جرعات الأدرينالين التي يتم تناولها.
  5. خذ عينات الدم وتسجيلات CRF في أقرب وقت ممكن بعد ROSC قدر الإمكان ، واستمر في التسجيلات كما هو موضح في الخطوة 2 لمدة 9.5 ساعات أخرى (570 دقيقة).

10. مراقبة ما بعد مراجعة المعايير والمعايير (الوقت: 9.5 ساعة)

  1. إعادة إدخال حقن الفنتانيل الوريدي، مبدئيا عند 25 ميكروغرام/كغ/ساعة، ومعايرته وفقا للتأثيرات/المتطلبات السريرية.
    ملاحظة: أثناء وبعد الاختناق ، يتم تقليل معدل الأيض ، وبالتالي جرعة أقل من الفنتانيل الوريدي. ومع ذلك ، قد تحتاج بعض الخنازير إلى معدلات ضخ أعلى ، وبالتالي ، من المهم مراقبة العناصر الحيوية وردود الفعل للخنزير الصغير.
  2. راقب بعناية الخنزير الصغير لمدة 9.5 ساعات. اضبط إعدادات جهاز التنفس الصناعي كما هو مطلوب للحفاظ على SpO 2 ≥90٪ والحفاظ على normocapnia (الضغط الجزئي المعدل بدرجة الحرارة لثاني أكسيد الكربون2 (pCO2) من 5-7.5 كيلو باسكال).
  3. الحفاظ على درجة حرارة الخنزير الصغير عند 38.5-39.0 درجة مئوية ، وتنفيذ تدابير تصحيح درجة الحرارة كما هو موضح.
    ملاحظة: تميل الخنازير إلى انخفاض درجة الحرارة أثناء الاختناق وبعده.
  4. أخذ العينات وتسجيلات نموذج الإبلاغ الموحد في نقاط زمنية محددة مسبقا وفقا لما تمليه نموذج الإبلاغ الموحد (الخطوة 2).
  5. في 9.5 ساعة من مراقبة ما بعد ROSC ، القتل الرحيم للخنزير الصغير (الخطوة 11).
    ملاحظة: قد لا تنجو بعض الخنازير من 9.5 ساعة كاملة من مراقبة ما بعد ROSC. إذا أظهر الخنزير الصغير علامات ضائقة كبيرة وحالة متدهورة ، فقم بإجراء القتل الرحيم في وقت مبكر.

11. القتل الرحيم (الوقت: 10 دقائق)

  1. قم بإعداد طاولة التشريح بالمعدات الجراحية اللازمة ، والقوارير لتخزين عينات الأنسجة ، والنيتروجين السائل لتجميد العينات.
  2. اجمع عينات نهاية الدراسة (570 دقيقة) كما هو موضح في الخطوة 2.
  3. يجب تطبيق بنتوباربيتال الوريدي 150 ملغ/ كغ. قم بإجراء التشريح ، ضع عينات الأعضاء في أنابيب مبردة ملحوظة ، وقم بالتجميد المفاجئ في النيتروجين السائل. قم بتخزين نصف دماغ واحد في الفورمالين إذا رغبت في ذلك.
  4. ضع العينات من التجربة (الدم الكامل والبلازما والبول والسائل الدماغي الشوكي وعينات الأعضاء) في مجمد -80 درجة مئوية ، أو قم بتخزينها بطريقة أخرى وفقا لما تمليه التحليلات المخطط لها.

figure-protocol-23029
الشكل 1: طاولة معقمة بأدوات جراحية. يتم تحضير الأدوات الجراحية وتخزينها على طاولة معقمة قبل بدء جراحة الرقبة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-protocol-23480
الشكل 2: الوريد الوداجي الداخلي. الوريد الوداجي الداخلي بعد تشريحه مجانا وكشفه. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-protocol-23901
الشكل 3: إدخال القسطرة الوريدية المركزية. يتم تثبيت خيوط الخياطة قبل إدخال القسطرة الوريدية المركزية مباشرة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-protocol-24351
الشكل 4: الغرز لتأمين القسطرة الوريدية المركزية. يتم ربط الغرز حول الوريد (والقسطرة) لتأمين القسطرة داخل الوريد. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

النتائج

بعد أن يتم تجهيز الخنازير وتثبيتها ، يتم جمع قياسات ECG و BP باستمرار باستخدام برنامج الحصول على البيانات وتحليلها. يمكن بسهولة رؤية التغيرات الديناميكية الدموية أثناء الاختناق في البرنامج (الشكل 5). ينخفض ضغط الدم تدريجيا أثناء الاختناق حتى السكتة القلبية عندما يكون ضغط الدم = 0. بعد تحقيق ROSC ، يزداد ضغط الدم ، ثم بعد مرور بعض الوقت ، يصبح طبيعيا مرة أخرى. يمكن استخدام بيانات BP و ECG لأنواع مختلفة من التحليلات ، على سبيل المثال ، حساب ضغط التروية التاجية أثناء الإنعاش القلبي الرئوي والتغيرات في إيقاع BP و ECG والتشكل قبل وأثناء و / أو بعد الاختناق.

تتم مراقبة حجم السكتة الدماغية القلبية ومؤشر القلب باستمرار من خلال تخطيط القلب المعاوقة (قياس النتاج القلبي غير الجراحي)21. لدراسة إصابة القلب ، يتم قياس علامات عضلة القلب للإجهاد التأكسدي والتمثيل الغذائي اللاهوائي19. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن قياس إنزيمات القلب بما في ذلك تروبونين القلب T في البلازما (النتائج لم تنشر بعد).

الاختناق يغير فسيولوجيا الخنزير الصغير. يوضح الشكل 6 مثالا على كيفية تغير HR (الشكل 6A) و MAP (الشكل 6B) والرقم الهيدروجيني (الشكل 6C) و pCO2 (الشكل 6D) والفائض الأساسي (الشكل 6E) واللاكتات (الشكل 6F) خلال التجربة. كما هو متوقع ، ينخفض MAP و pH و Base الزائد أثناء الاختناق ، بينما يزداد pCO2 واللاكتات (الحماض التنفسي والأيضي المختلط). قرب نهاية التجربة ، يتم تطبيع القيم.

تاريخيا ، تم إجراء التجارب على الخنازير القصبة الهوائية11،13،15،16،19 (أي مع مجرى هوائي خال من التسرب). للحد من الإجهاد الجراحي ، تم تنبيب الخنازير داخل القصبة الهوائية باستخدام ETTs غير المقيدة في تجارب من عام 2019. في تلك التجارب21 ، لوحظ انخفاض ملحوظ في معدلات ROSC. وهكذا ، في التجارب الأخيرة ، قارنا معدلات ROSC باستخدام ETTs غير المقيدة مقابل ETTs المقيدة. عند استخدام ETTs غير المقيدة ، حققت 7/19 خنزير صغير ROSC ، وعند استخدام ETTs مكبلة ، حققت 5/5 خنزير صغير ROSC (p = 0.012) (نتائج غير منشورة). تدعم هذه النتيجة أهمية مجرى الهواء الخالي من التسرب في هذا النموذج.

figure-results-2510
الشكل 5: أخذ عينات البيانات المستمر باستخدام برنامج الحصول على البيانات وتحليلها. مثال على كيفية ظهور أخذ عينات البيانات المستمرة في برنامج الحصول على البيانات وتحليلها. أ: ضغط الدم للتجربة بأكملها. (ب) معقدات الضرب للضرب من BP و ECG. تم تمييز أجزاء مختلفة من التجربة في اللوحة (أ): 1) بداية الاختناق ، 2) السكتة القلبية والإنعاش القلبي الرئوي ، 3) ROSC. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-3257
الشكل 6: التغيرات في المتغيرات القلبية الوعائية والأيضية خلال التجربة. عرض توضيحي لكيفية تغير المتغيرات المختلفة خلال التجربة. النقاط الزمنية الست الموضحة هي كما يلي: قبل بدء نقص الأكسجة مباشرة (خط الأساس) ، 10 دقائق من نقص الأكسجة ، السكتة القلبية ، ROSC ، 120 دقيقة بعد ROSC ، ونهاية الدراسة (570 دقيقة بعد ROSC). (أ) معدل ضربات القلب (HR) ، (ب) متوسط الضغط الشرياني (MAP) ، (ج) الرقم الهيدروجيني ، (د) الضغط الجزئي لثاني أكسيد الكربون2 (pCO2) ، (ه) فائض القاعدة ، و (F) اللاكتات. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Discussion

نموذج الخنزير الصغير هذا يستغرق وقتا طويلا ويمثل تحديا تقنيا ، مع العديد من الخطوات الحاسمة. مطلوب توازن دقيق في الأدوية والتدخلات الجراحية وطريقة إحداث السكتة القلبية لضمان معدل معقول للبقاء على قيد الحياة. نظرا لأن البروتوكول طويل المدة نسبيا ويتضمن العديد من الخطوات الحاسمة ، فإن إجراء التجارب يتطلب إعدادا شاملا وفريقا متخصصا يعمل بشكل جيد ، ويجب إجراء التجارب في مرافق لديها خبرة في الأبحاث الحيوانية الكبيرة. أجرت فرق البحث لدينا تجارب على واحد إلى ثلاثة خنازير صغيرة بالتوازي. من المستحسن أن يكون هناك شخصان على الأقل حاضران في جميع الأوقات أثناء التجارب وثلاثة أشخاص على الأقل إذا كانت التجارب ستجرى مع ثلاثة خنازير صغيرة في نفس الوقت.

تشمل الأجزاء المهمة والصعبة تقنيا بشكل خاص من التجارب ما يلي: 1) التأكد من أن جميع المعدات تعمل وأن جميع أدوات أخذ عينات البيانات متوفرة وتعمل ومعايرة. 2) تهوية ميكانيكية جيدة ومرضية ، خاصة قبل الاختناق وأثناء الإنعاش القلبي الرئوي ؛ 3) التدخل الجراحي. 4) تحريض الاختناق. 5) التأكد من السكتة القلبية. 6) الإنعاش القلبي الرئوي. و 7) أخذ عينات من العينات ، خاصة في النقاط الحرجة مثل السكتة القلبية و ROSC. أهم الخطوات في البروتوكول هي تحريض الاختناق والتأكد من السكتة القلبية. في التجارب الأولى ، تمت إضافة CO2 إلى غاز الاختناق لتقليد الحماض التنفسي والأيضي المختلط عن كثب للاختناق في الفترة المحيطة بالولادة 10،11،13،14،15،16،20. ومع ذلك ، في التجارب اللاحقة7،21،22 حيث لميكن غاز CO 2 متاحا ، لوحظ أيضا انخفاض معدل التهوية الميكانيكية متبوعا بتركيب ETT بعد 20-30 دقيقة ليؤدي إلى الحماض التنفسي والأيضي المختلط. مستويات CO2 العالية في السكتة القلبية ليست مهمة فقط لمحاكاة الحالة السريرية ولكنها قد تؤثر أيضا على ROSC. قد يكون السبب في ذلك هو أن السكتة القلبية يبدو أنها تحدث عند درجة حموضة معينة ، ويعتمد الرقم الهيدروجيني على كل من اللاكتات وثاني أكسيد الكربون2. نظرا لأن فرط ثنائي أكسيد الكربون ينعكس بسهولة أكبر من الحماض اللبني ، فإن الحماض التنفسي في الغالب مقابل الحماض الأيضي قد يحدد مدى سرعة تعافي الخنازير من الاختناق. غالبا ما تبدأ نماذج الخنازير الأخرى للاختناق في الفترة المحيطة بالولادة أو HIE في إعادة الأكسجة / الإنعاش قبل السكتة القلبية ، عادة وفقا لقيم MAP أو مدة الاختناق (على سبيل المثال ، 45 دقيقة من الاختناق 29 ، 2 ساعة من الاختناق 30 ، MAP من 20 مم زئبق 31 ، خريطة 30-35 مم زئبق 30 ، MAP70٪ تحت خط الأساس29،32). ميزة هذا النموذج هي أنه من خلال إحداث السكتة القلبية ، من الممكن دراسة الإنعاش القلبي الرئوي لحديثي الولادة وبيانات العينة قبل السكتة القلبية وأثناءها وبعدها مباشرة. والجدير بالذكر أن النتيجة العرضية التي تفيد بأن جزءا كبيرا من الخنازير لديها PEA 7,33 أثناء السكتة القلبية قد تزيد من قابلية تطبيق النموذج خارج مجال الفترة المحيطة بالولادة 34.

على مر السنين ، تم تحسين النموذج لتقليل تعرض الخنازير للمهدئات والتدخل الجراحي وتحسين أخذ عينات البيانات والتسجيلات. تضمنت البروتوكولات السابقة 10،11،13،14،15،16،20 تحريض التخدير باستخدام سيفوفلوران. تم التخلي عن هذا الآن ، حيث يتضمن البروتوكول الحالي إنشاء وصول وريدي مباشرة من خلال وريد الأذن والأدوية الوريدية. هذا ممكن حيث يتم تجنب ضائقة الخنزير الصغير ببساطة عن طريق تقميط الخنزير الصغير في منشفة قبل إدخال القسطرة الوريدية الطرفية بواسطة مزود مدرب. كما استخدم الميدازولام في البروتوكولات التجريبية الأولى. ومع ذلك ، فإن التقييم الشخصي للباحث (R.S.) الذي أجرى الغالبية العظمى من عمليات التشريح كان أن الدماغ كان في حالة أسوأ أثناء تشريح الجثة إذا تم استخدام الميدازولام كتسريب مستمر. لذلك ، نستخدم الآن الفنتانيل الوريدي فقط للحفاظ على التخدير. يمكن استخدام الميدازولام في جرعات البلعة إذا أظهر الخنزير الصغير علامات الضيق ولم يظهر الفنتانيل و / أو البنتوباربيتال أي تأثير. ومع ذلك ، لم نضطر أبدا إلى إدارتها.

من حيث التحسينات الأخرى ، في التجارب السابقة ، تم استئصال القصبة الهوائية مع أنبوب القصبة الهوائية مؤمن بإحكام وضعت من خلال شق تحت المزمار. يوفر هذا الإجراء مجرى هواء خال من التسرب ولكنه يسبب إجهادا جراحيا للخنزير الصغير. من ناحية أخرى ، نظرا لأكبر الشعب الهوائية العلوية للخنزير الصغير ، يرتبط التنبيب الرغامي بتسرب كبير عند استخدام ETTs غير المقيدة. لذلك ، بدأنا في استخدام ETTs المقيدة ، مما أدى إلى عدم وجود تسرب ومعدلات ROSC أعلى بشكل ملحوظ ، مقارنة بالتجارب مع الخنازير القصبة الهوائية. وعلاوة على ذلك، أدخلت بعض التعديلات فيما يتعلق بأخذ عينات البيانات. تضمنت بعض التجارب السابقة7،19،22،33،35،36 استخدام مسبار تدفق موضوع حول الشريان السباتي المشترك الأيسر. لم يكن مسبار التدفق هذا متاحا بسهولة في معهدنا في أوسلو في السنوات الأخيرة. لا يزال مختبرنا في إدمونتون يستخدم مسبار التدفق السباتي ، وقد يوفر استخدامه بيانات ديناميكية دموية إضافية قيمة للنموذج. تضمنت بعض التجارب السابقة أيضا استخدام قسطرة حجم الضغط الموضوعة في البطين الأيسر عن طريق دفعها عبر أحد السباتيين. أدى إعطاء ضغطات الصدر إلى إرباك تسجيلات قسطرة حجم الضغط ، وفي بعض الحالات ، تسبب في فشل القسطرة وكسرها. وبالتالي ، تم التخلي عن استخدامه في نموذج الاعتقال. في الآونة الأخيرة ، تمت إضافة أجهزة مراقبة أول أكسيد الكربون غير الغازية إلى البروتوكول ، ونحن نركز على تحسين إشارات تخطيط القلب أثناء السكتة القلبية والإنعاش القلبي الرئوي ، لأنها قد تقدم معلومات قيمة عن مورفولوجيا تخطيط القلب و PEA. أخيرا ، تم تمديد وقت المراقبة بعد ROSC من 4 ساعات إلى 9.5 ساعة ، لأن 4 ساعات قصيرة جدا بحيث لا تكون قادرة على اكتشاف التغيرات النسيجية المرضية وموت الخلايا والتغيرات في بعض المؤشرات الحيوية.

أحد أهم قيود هذا النموذج ، واستخدام الخنازير بشكل عام كنموذج متعدي ، هو أنه على عكس الإنعاش القلبي الرئوي لغرفة الولادة ، فإن الانتقال القلبي الرئوي بعد الولادة قد حدث بالفعل في الخنازير. من غير المحتمل أن يكون للخنازير تحويلات قلبية وعائية جنينية مفتوحة وضغوط رئوية عالية ، كما هو الحال في حديثي الولادة المختنقين. على الرغم من أن دراسة أجراها Fugelseth et al.37 ، والتي استخدمت نسخة سابقة من نموذج اختناق الخنازير (وليس السكتة القلبية) ، أظهرت أنه من المحتمل إعادة فتح تحويلات الأوعية الدموية في الخنازير أثناء الاختناق ، إلا أن استجاباتها للتهوية ودعم الدورة الدموية قد تختلف. لذلك ، قد لا تكون القياسات الفسيولوجية دائما ممثلة لحديث الولادة البشري المتغير. توجد أيضا بعض الاختلافات التشريحية بين الخنازير وحديثي الولادة ، مثل الممرات الهوائية العلوية الأكبر في الخنازير ، والتي تسبب تسرب ETT (مما يعني أنه من المهم استخدام ETTs المقيدة) وارتفاع درجة الحرارة القاعدية.

على الرغم من هذه القيود ، هناك تقليد طويل في مجتمع البحث العالمي لاستخدام الخنازير كنموذج متعدي للاختناق في الفترة المحيطة بالولادة. يشبه الخنزير البشر من حيث التشريح وعلم وظائف الأعضاء والأنسجة والكيمياء الحيوية والالتهاب38 ، وبصرف النظر عن انخفاض أوزان الولادة عند المدى (1.5-2.5 كجم) ، فإن الخنزير الصغير حديث الولادة له حجم مشابه تماما لحديثي الولادة البشريين. يتيح الحجم والتشريح الأجهزة والمراقبة والتصوير وجمع العينات البيولوجية المماثلة لحديثي الولادة البشريين. يسمح هذا النموذج أيضا بإجراء دراسات الإنعاش حيث يسهل نسبيا إجراء ضغطات الصدر بنفس الطريقة كما هو الحال في الأطفال حديثي الولادة ، والخنازير لديها تشريح القلب وعلم وظائف الأعضاء يشبه البشر39 ، بما في ذلك توزيع الدم التاجي ، وإمدادات الدم إلى نظام التوصيل ، والمظهر النسيجي لعضلة القلب ، والاستجابات البيوكيميائية والأيضية لإصابة نقص تروية40. عامل مهم آخر هو أن الخنزير الصغير حديث الولادة لديه نمو دماغي مماثل في الفترة المحيطة بالولادة لحديث الولادةالبشري 41 ، ويؤدي الاختناق إلى استجابة كيميائية حيوية مع فرط ثنائي أكسيد الكربون والحماض التنفسي والأيضي المختلط ، والذي يشبه موت حديثي الولادة المختنق.

في الختام ، هذا النموذج من الاختناق في الفترة المحيطة بالولادة يمثل تحديا تقنيا ويستغرق وقتا طويلا. ومع ذلك ، فإنه يوفر معلومات قيمة حول التغيرات الفسيولوجية وديناميكية الدم أثناء الاختناق في الفترة المحيطة بالولادة ، ويسمح بدراسات إنعاش حديثي الولادة ، ويوفر معلومات قيمة عن التغيرات الفسيولوجية قبل وأثناء وبعد السكتة القلبية ، والتي قد تكون أيضا ذات أهمية لمجالات البحث الأخرى في الطب بصرف النظر عن الفترة المحيطة بالولادة.

Disclosures

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح ذات صلة بهذه المقالة للكشف عنها.

Acknowledgements

نود أن نشكر جميع الزملاء الباحثين والباحثين الذين ساعدوا في إنشاء وتطوير وصقل نموذج الخنزير الصغير هذا للاختناق في الفترة المحيطة بالولادة والسكتة القلبية في منشآتنا. نود أن نشكر الموظفين في مرافق البحوث الحيوانية في معهد البحوث الجراحية ومعهد الطب المقارن ، جامعة أوسلو ، النرويج ، وفنيي الأبحاث في جامعة ألبرتا ، إدمونتون ، كندا ، على تعاونهم خلال السنوات. نشكر برنامج أبحاث طلاب الطب في جامعة أوسلو ، ومجلس البحوث في النرويج ، و SIDS النرويجية وجمعية الإملاص على الدعم الاقتصادي لهذا المنشور.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Acid-base machine (ABL 800 Flex)Radiometer Medical ApS, Brønshøj, Denmark989-963
AcqKnowledge 4.0 software for PCBiopac Systems Inc., Goleta, CA, USAACK100W
Adhesive aperture drapeOneMed Group Oy, Helsinki, Finland1505-01
Adrenaline (1 mg/mL)Takeda AS, Asker, NorwayVnr 00 58 50Dilute 1:10 in normal saline to 0.1 mg/mL
Arterial cannula 20 G 1,10 mm x 45 mmBecton Dickinson Infusion Therapy, Helsingborg, Sweden682245
Arterial forcepsAny
Asphyxia gas, 8% oxygen in nitrogenLinde Gas AS (AGA AS), Oslo, Norway110093
Benelyte, 500 mLFresenius Kabi, Norge AS, Halden, Norway79011
Biopac ECG and invasive blood pressure modules, Model MP 150Biopac Systems Inc., Goleta, CA 93117, USAECG100C, MP150WSW
Box of cardboard for sample storageSyhehuspartner HF, Oslo, Norway2000076
Cannula , 23G x 1 1/4"- Nr.14Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain300700
Cannula, 18G x 2"Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain301900
Cannula, 21G x 1 1/2"- Nr.2Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain304432
Centrifuge (Megafuge 1.0R) Heraeus instruments, Kendro Laboratory Products GmbH, Hanau, Germany75003060
Chlorhexidin colored 5 mg/mLFresenius Kabi Norge AS, Halden, Norway00 73 24
Combi-StopperB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany4495101
CRF formSelf-made
Desmarres eyelid retractor 13 cm x 18 mmAny
Digital Thermometer ama-digit ad 15 thAmarell, Kreuzwertheim, Germany9243101
ECG electrodes, SkintactLeonhard Lang, Innsbruck, AustriaFS-TC1 /10
Electric heating mattressAny
Extension setCodan Medizinische Geräte GmbH & Co KG, Lensahn, Germany71.4021
Fentanyl (50 µg/mL)Hameln, Saksa, Germany00 70 16
Fine wood chipsAny
Finnpipette F1, 100-1000 µLVWR, PA, USA613-5550
Fully equipped surgical room
Gas hoseAny
Gauze swabs 5 cm x 5 cmBastos Viegas,.a., Penafiel, Portugal
Heparin, heparinnatium 5000 IE/a.e./mLLEO Pharma AS, Ballerup, Denmark46 43 27
HighClean Nonwoven Swabs, 10 cm x 10 cmSelefa, OneMed Group Ay, Helsinki, Finland223003
ICON Osypka Medical GmbH, Berlin, GermanyPortable non-invasive cardiometer
ICON electrodes/ECG electrodes, Ambu WhiteSensor WSP25Ambu A/S, Ballerup, DenmarkWsP25-00-S/50
Infusomat Space medical pumpB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany8713050
Invasive blood pressure monitoring systemCodan pvb Critical Care GmbH, Forstinning, Germany74.6604
Laryngoscope SunMed Greenlinen blade No 2 KaWe Medical, Asperg, Germany
Leoni plus mechanical ventilator Löwenstein Medical SE & Co. KG, Bad Ems, Germany
Liquid nitrogen 230 LLinde Gas AS (AGA AS), Oslo, Norway102730
Microcentrifuge tubes, 1.5 mlForsyningssenteret, Trondheim, Norway72.690.001
Microcuff endotracheal tube, size 3.5Avanos, GA, USA35162
Needle holderAny
Neoflon, peripheral venous catheter, 24 G 0.7 mm x 19 mmBecton Dickinson Infusion Therapy AB, Helsingborg, Sweden391350
Neonatal piglets 12-36 h of ageAs young as possible
NIRS electrodes, FORE-SIGHT Single Non-Adhesive Sensor Kit SmallCas Medical systems Inc., Branford Connecticut, USA01-07-2000
NIRS machine, FORE-SIGHT Universal, Cerebral Oximeter MC-202, Benchtop regional oximeter FORE-SIGHTCas Medical systems Inc., Branford Connecticut, USA01-06-2020May also use INVOS, Covidien
Normal saline, NaCl 9 mg/mL, 500 mL.Fresenius Kabi Norge AS, Halden, NorwayVare nr. 141387Unmixed
Normal saline, NaCl 9 mg/mL, 500 mL.Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Norway141388For IV blood pressure monitoring, add heparin (0.2 ml heparin 5000 IE/a.e./mL in 500 mL of 0.9% NaCl)
Nunc Cryogenic Tubes 1.8 mLVWR, PA, USA479-6847
Original Perfusor Line, I Standard PEB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany8723060
Oxygen saturation monitor, MasimoSET, Rad 5Masimo, Neuchâtel, Switzerland9196
Oxygen saturation monitor, OxiMax N-65Covidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USAN65-PDN1
Pentobarbital (100 mg/mL)Norges Apotekerforening, Oslo, NorwayPnr 811602
Pipette tipsVWR, PA, USA732-2383
Plastic container with holesAnyHas to allow for circulation of air
Printer labels B-492, hvit, 25 mm x 9 mm, 3000 labelsVWR, PA, USABRDY805911For nunc tubes
Razor, single use disposableAny
Rubber glovesAny
Rubber hot water bottlesAny
Self-inflating silicone pediatric bag 500 mlLaerdal Medical, Stavanger, Norway86005000
Smallbore T-Port Extension SetB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany471954
Sterile surgical gloves latex, Sempermed supremeSemperit Technische Produkte Ges.m.b.H., Vienna, Austriasize 7: 822751701Different sizes
Stethoscope Any
Stopcocks, 3-way, DiscofixB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany16494C
Stylet size 3.5 Any
SunMed Greenlinen laryngoscope blade No 2 KaWe Medical, Asperg, Germany
Surgical blade, size 15Swann Morton LTD, Sheffield England205
Surgical forcepsAny
Surgical scissorsAny
Surgical sponges, sterileMölnlycke Health Care, Göteborg, SwedenC0130-3025
Surgical swabsMölnlycke Health Care, Göteborg, Sweden159860-00
Surgical tape Micropore 2.5 cm x 9.1 m 3M Norge AS, Lillestrøm, Norway153.5
Suture, Monsoft Monofilament Nylon 3-0Covidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USASN653
Suture, Polysorb Braided AbsorbableCovidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USAGL884
Syringe 0.01-1 mL Omnifix F Luer SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany9161406VUsed for acid base blood sampling. Flush with heparin
Syringe 10 mL Omnifix Luer SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany4616103V
Syringe 2.5 mL BD PlastipakBeckton Dickinson S.A., Madrid, Spain300185Used for blood sampling. Flush with heparinized NaCl
Syringe 20 mL Omnifix Luer Loc SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany4617207V
Syringe 20 mL Omnifix Luer SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany4616200V
Syringe 5 mL Omnifix Luer SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany4616057V
Syringe 50 mL Omnifix Luer Lock SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany4617509F
Syringe 50 mL Omnifix Luer SoloB. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany4616502F
Table drape sheet, asap drytopAsap Norway AS, Skien, Norway83010705
Tape Tensoplast 2.5 cm x 4.5 m BSN Medical, Essity Medical Solutions, Charlotte, NC, USA66005305, 72067-00
TimerAny
TowelsAny
Transparent IV-fixationMediplast AB, Malmö, Sweden60902106
Ultrasound gelOptimu Medical Solutions Ltd. Leeds, UK1157
Ultrasound machine, LOGIQ eGE Healthcare, GE Medical Systems, WI, USA5417728-100
Utility drape, sterileOneMed Group Oy, Helsinki, Finland1415-01
Vacuette K3E K3EEDTA 2mLGreiner Bio-One GmbH, Kremsmünster, Austria454222
Venflon Pro Safety 22 G 0.9 mm x 25 mmBecton Dickinson Infusion Therapy, Helsingborg, Sweden393222
Ventilation mask made to fit tightly around a piglet snoutAnyTypically cone shaped
WeightAny

References

  1. Perin, J., et al. regional, and national causes of under-5 mortality in 2000-19: An updated systematic analysis with implications for the Sustainable Development Goals. The Lancet Child & Adolescent Health. 6 (2), 106-115 (2022).
  2. United Nations. Transforming our World: The 2030 Agenda for Sustainable Development. United Nations. , (2015).
  3. Sarnat, H. B., Sarnat, M. S. Neonatal encephalopathy following fetal distress. A clinical and electroencephalographic study. Archives of Neurology. 33 (10), 696-705 (1976).
  4. Volpe, J. J. Neonatal encephalopathy: An inadequate term for hypoxic-ischemic encephalopathy. Annals of Neurology. 72 (2), 156-166 (2012).
  5. Lee, A. C., et al. Neonatal resuscitation and immediate newborn assessment and stimulation for the prevention of neonatal deaths: a systematic review, meta-analysis and Delphi estimation of mortality effect. BMC Public Health. 11, 12 (2011).
  6. Saugstad, O. D. Reducing global neonatal mortality is possible. Neonatology. 99 (4), 250-257 (2011).
  7. Solevåg, A. L., et al. Non-perfusing cardiac rhythms in asphyxiated newborn piglets. PLoS One. 14 (4), 0214506 (2019).
  8. Saugstad, O. D., Aasen, A. O., Hetland, O. Plasma hypoxanthine levels in pigs during acute hypoxemia. A correlation between lactate and base deficit concentrations. European Surgical Research. 10 (5), 314-321 (1978).
  9. Rootwelt, T., Løberg, E. M., Moen, A., Øyasæter, S., Saugstad, O. D. Hypoxemia and reoxygenation with 21% or 100% oxygen in newborn pigs: Changes in blood pressure, base deficit, and hypoxanthine and brain morphology. Pediatric Research. 32 (1), 107-113 (1992).
  10. Dannevig, I., Solevåg, A. L., Sonerud, T., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Brain inflammation induced by severe asphyxia in newborn pigs and the impact of alternative resuscitation strategies on the newborn central nervous system. Pediatric Research. 73 (2), 163-170 (2013).
  11. Dannevig, I., Solevåg, A. L., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Delayed onset of cardiac compressions in cardiopulmonary resuscitation of newborn pigs with asphyctic cardiac arrest. Neonatology. 99 (2), 153-162 (2011).
  12. Sachse, D., Solevåg, A. L., Berg, J. P., Nakstad, B. The role of plasma and urine metabolomics in identifying new biomarkers in severe newborn asphyxia: A study of asphyxiated newborn pigs following cardiopulmonary resuscitation. PLoS One. 11 (8), 0161123 (2016).
  13. Solevag, A. L., Dannevig, I., Nakstad, B., Saugstad, O. D. Resuscitation of severely asphyctic newborn pigs with cardiac arrest by using 21% or 100% oxygen. Neonatology. 98 (1), 64-72 (2010).
  14. Solevåg, A. L., Dannevig, I., Šaltytė-Benth, J., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Reliability of pulse oximetry in hypoxic newborn pigs. The Journal of Maternal-Fetal and Neonatal Medicine. 27 (8), 833-838 (2014).
  15. Solevåg, A. L., Dannevig, I., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Extended series of cardiac compressions during CPR in a swine model of perinatal asphyxia. Resuscitation. 81 (11), 1571-1576 (2010).
  16. Solevag, A. L., Dannevig, I., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Return of spontaneous circulation with a compression:ventilation ratio of 15:2 versus 3:1 in newborn pigs with cardiac arrest due to asphyxia. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 96 (6), 417-421 (2011).
  17. Dotinga, B. M., Solberg, R., Saugstad, O. D., Bos, A. F., Kooi, E. M. W. Splanchnic oxygen saturation during reoxygenation with 21% or 100% O2 in newborn piglets. Pediatric Research. 92 (2), 445-452 (2021).
  18. Solberg, R., et al. Resuscitation with supplementary oxygen induces oxidative injury in the cerebral cortex. Free Radical Biology and Medicine. 53 (5), 1061-1067 (2012).
  19. Solevåg, A. L., et al. Myocardial perfusion and oxidative stress after 21% vs. 100% oxygen ventilation and uninterrupted chest compressions in severely asphyxiated piglets. Resuscitation. 106, 7-13 (2016).
  20. Dannevig, I., Solevåg, A. L., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Lung injury in asphyxiated newborn pigs resuscitated from cardiac arrest - The impact of supplementary oxygen, longer ventilation intervals and chest compressions at different compression-to-ventilation ratios. The Open Respiratory Medicine Journal. 6 (1), 89-96 (2012).
  21. Berisha, G., Solberg, R., Klingenberg, C., Solevag, A. L. Neonatal impedance cardiography in asphyxiated piglets-A feasibility study. Frontiers in Pediatrics. 10, 804353 (2022).
  22. Solevåg, A. L., et al. Ventilation with 18, 21, or 100% oxygen during cardiopulmonary resuscitation of asphyxiated piglets: A randomized controlled animal trial. Neonatology. 117 (1), 102-110 (2020).
  23. The Three Rs. Norecopa Available from: https://norecopa.no/alternatives/the-three-rs (2022)
  24. Directive 2010/63/EU of the European Parliament and of the Council of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes. Official Journal of the European Union Available from: https://eur-lex.europa.eu/legal-content/EN/TXT/?uri=CELEX:32010L0063 (2010)
  25. Bovill, J. G., Sebel, P. S., Stanley, T. H. Opioid analgesics in anesthesia: With special reference to their use in cardiovascular anesthesia. Anesthesiology. 61 (6), 731-755 (1984).
  26. Hansen, D. D., Hickey, P. R. Anesthesia for hypoplastic left heart syndrome: Use of high-dose fentanyl in 30 neonates. Anesthesia & Analgesia. 65 (2), 127-132 (1986).
  27. Schieber, R. A., Stiller, R. L., Cook, D. R. Cardiovascular and pharmacodynamic effects of high-dose fentanyl in newborn piglets. Anesthesiology. 63 (2), 166-171 (1985).
  28. Wyckoff, M. H., et al. 2021 International Consensus on Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care Science With Treatment Recommendations: Summary from the Basic Life Support; Advanced Life Support; Neonatal Life Support; Education, Implementation, and Teams; First Aid Task Forces; and the COVID-19 Working Group. Circulation. 145 (9), 645-721 (2022).
  29. Kyng, K. J., et al. A piglet model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy. Journal of Visualized Experiments. (99), e52454 (2015).
  30. Cheung, P. Y., Gill, R. S., Bigam, D. L. A swine model of neonatal asphyxia. Journal of Visualized Experiments. (56), e3166 (2011).
  31. Manueldas, S., et al. Temporal patterns of circulating cell-free DNA (cfDNA) in a newborn piglet model of perinatal asphyxia. PLoS One. 13 (11), 0206601 (2018).
  32. Foster, K. A., et al. An improved survival model of hypoxia/ischaemia in the piglet suitable for neuroprotection studies. Brain Research. 919 (1), 122-131 (2001).
  33. Patel, S., et al. Pulseless electrical activity: A misdiagnosed entity during asphyxia in newborn infants. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 104 (2), 215-217 (2019).
  34. Best, K., Wyckoff, M. H., Huang, R., Sandford, E., Ali, N. Pulseless electrical activity and asystolic cardiac arrest in infants: Identifying factors that influence outcomes. Journal of Perinatology. 42 (5), 574-579 (2022).
  35. Hidalgo, C. G., et al. Sustained inflation with 21% versus 100% oxygen during cardiopulmonary resuscitation of asphyxiated newborn piglets - A randomized controlled animal study. Resuscitation. 155, 39-47 (2020).
  36. Solevåg, A. L., Schmölzer, G. M., Nakstad, B., Saugstad, O. D., Cheung, P. Y. Association between brain and kidney near-infrared spectroscopy and early postresuscitation mortality in asphyxiated newborn piglets. Neonatology. 112 (1), 80-86 (2017).
  37. Fugelseth, D., Satas, S., Steen, P. A., Thoresen, M. Cardiac output, pulmonary artery pressure, and patent ductus arteriosus during therapeutic cooling after global hypoxia-ischaemia. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 88 (3), 223-228 (2003).
  38. Welsh, M. J., Rogers, C. S., Stoltz, D. A., Meyerholz, D. K., Prather, R. S. Development of a porcine model of cystic fibrosis. Transactions of the American Clinical and Climatological Association. 120, 149-162 (2009).
  39. Cameron, D. E., Tam, V. K. H., Cheng, W., Braxton, M., Swindle, M. M., Moody, D. C., Phillips, L. C. Studies in the physiology of cardiopulmonary bypass using a swine model. Swine as Models in Biomedical Research. , 187-197 (1992).
  40. Barouxis, D., Chalkias, A., Syggelou, A., Iacovidou, N., Xanthos, T. Research in human resuscitation: What we learn from animals. The Journal of Maternal-Fetal and Neonatal Medicine. 25, 44-46 (2012).
  41. Dobbing, J., Sands, J. Comparative aspects of the brain growth spurt. Early Human Development. 3 (1), 79-83 (1979).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

191

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved