وأيد هذا العمل، في جزء منه، من قبل المعاهد الوطنية للصحة R01 CA131990 (BFS وRRM). تم تنفيذ الخلية الحية التصوير في الموارد الأساسية الميكروسكوب والتصوير والخلوي المعتمدة، في جزء منه، من قبل المعاهد الوطنية للصحة مركز منحة P30 CA22453 لمعهد السرطان كارمانوس، جامعة ولاية واين، وفرع بحوث الفترة المحيطة بالولادة من المعاهد الوطنية للصحة الطفل والتنمية ، جامعة واين ستيت.

1. إعداد DQ-ركائز <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تسمح مجفف بالتجميد DQ-ركائز لتدفئة إلى درجة حرارة الغرفة قبل فتح قارورة، وإعداد حل الأوراق المالية من 1 ملغ / مل من DQ-الركيزة في الماء منزوع الأيونات، الفجوة إلى 50 aliquots ميكرولتر ومخزن في درجة مئوية 4 </li></ol> قد يكون من الضروري للتحريض DQ-الركيزة في حمام ماء الموجات فوق الصوتية ل~ 5 دقائق والحرارة إلى 50 درجة مئوية لتسهيل تشتت. <ol start="2" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الإدارة المستندة إلى النتائج ذوبان الجليد بين عشية وضحاها في يوم 4 درجات مئوية، وينبغي أن تعالج الإدارة على أساس النتائج على الجليد في جميع الأوقات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لجعل الفوسفات 10X مخزنة المالحة (PBS)، ويحل 80 جم كلوريد الصوديوم (1.37 م)، 2 غرام بوكل (0،027 م)، 14،4 ز نا 2 هبو 4 (1 م)، و 2.4 غرام KH 2 PO 4 (0.02 م) في 800 مل من الماء عالى النقاء. ضبط درجة الحموضة من حل العازلة في برنامج تلفزيوني إلى 7.4 مع 1.0 M حمض الهيدروكلوريك. جلب إلى حجم 1 لتر، تعقيم بواسطة الترشيح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الكولاجين أنا حل على الجليد: 8 أجزاء من الكولاجين المبردة أنا إلى 1 جزء من برنامج تلفزيوني 10X مبردة. ضبط درجة الحموضةمن خليط من 7،2-7،6 باستخدام معقم 0.1 M هيدروكسيد الصوديوم. فحص درجة الحموضة مع شرائح الأس الهيدروجيني وضبط مستوى الصوت النهائي إلى 10 أجزاء مع الماء المعقم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد DQ-الكولاجين قلت: أنا الكولاجين المصفوفة تمييع DQ-الكولاجين أنا في حل أنا الكولاجين في أنبوب prechilled إلى تركيز النهائي من 25 ميكروغرام / مل و 2.4 ملغ / مل، على التوالي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد DQ-الكولاجين الرابع: المعاد الغشاء القاعدي (RBM) المصفوفة تمييع DQ-الكولاجين الرابع في الإدارة على أساس النتائج (Cultrex أو Matrigel) في أنبوب prechilled إلى تركيز النهائي من 25 ميكروغرام / مل و 12-15 ملغ / مل، على التوالي. خلط على الجليد باستخدام pipetting لطيف لتجنب خلق الفقاعات. </li></ol> 2. إعداد مامي cocultures انظر الشكل 1 للحصول على رسم تخطيطي لcocultures. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 2 مكان coverslips بلاستيكية مستطيلة (تعقيمها في الكحول 70٪ لمدة 10 دقيقة وتجفف في الهواء) في طبق ثقافة 35 ملم أو استخدام IbiTreat 35 ملم μ-الصحن. الاتجاهات هنا لكلا coverslips وμ صحون، والتي نستخدمها لستويموت على مجهر تستقيم. لإجراء دراسات على مجهر مقلوب، ونحن نستخدم فقط μ-صحون. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مزيج من الرقم المطلوب من الخلايا الليفية مع DQ-الكولاجين قلت: أنا الكولاجين المصفوفة. لcocultures على المدى الطويل هو موضح في الشكلين 2 و 3، ونحن نستخدم 500 الليفية في 10 ميكرولتر من وسائل الإعلام بالإضافة إلى 60 ميكرولتر من DQ-الكولاجين قلت: أنا الكولاجين المصفوفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام micropipettor 100 ميكروليتر، ماصة بعناية ونشر 70 ميكرولتر من الخلايا الليفية: DQ-الكولاجين قلت: أنا الكولاجين مصفوفة على سطح كامل من كل ساترة، وترك على 37 درجة مئوية في حاضنة مرطب بدون CO 2 لمدة 30 دقيقة ليصلب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل 35 ملم الأطباق التي تحتوي على coverslips إلى 37 درجة مئوية مع حاضنة ثاني أكسيد الكربون بنسبة 5٪ 2 لمدة 10 دقيقة لكي تتوازن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة من الحاضنة وترك الأطباق 35 ملم تحت غطاء محرك السيارة حتى وصولها إلى درجة حرارة الغرفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 60 ميكرولتر من DQ-الكولاجين الرابع: الإدارة القائمة على النتائج مصفوفة على رأس أنا DQ-طدت الكولاجين: الكولاجين أنا مع مصفوفة الخلايا الليفية المضمنة. مع ماصة معلومات سرية، كاليفورنيانشر refully DQ-الكولاجين الرابع: الإدارة القائمة على النتائج مصفوفة بالتساوي، وتجنب خدش الليفية: DQ-الكولاجين قلت: أنا الكولاجين المصفوفة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل 35 ملم الأطباق التي تحتوي على coverslips إلى 37 درجة مئوية مع حاضنة ثاني أكسيد الكربون بنسبة 5٪ 2 لمدة 10 دقيقة ليصلب. في حين ان الرابع DQ-الكولاجين: الإدارة القائمة على النتائج مصفوفة وترسيخ، ويعرض للتريبسين عد الخلايا الظهارية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 50 ميكرولتر مكان لتعليق الخلايا الظهارية / ورم على coverslips المغلفة مع DQ-الكولاجين الرابع: الإدارة القائمة على النتائج مصفوفة. مكان 35 ملم الأطباق التي تحتوي على coverslips في الحاضنة 37 درجة مئوية. تسمح 40-60 دقيقة للحصول على الخلايا لنعلق على DQ-الكولاجين الرابع: الإدارة القائمة على النتائج مصفوفة. لcocultures على المدى الطويل هو موضح في الشكلين 2 و 3، ونحن نستخدم 2500 الخلايا الظهارية أو ورم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أضف 2 مل من وسط ثقافة الإدارة القائمة على النتائج التي تحتوي على 2٪ على كل طبق من 35 ملم. إذا فعل أي أدوية، يجب إضافة الأدوية في هذا الوقت. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> احتضان لفترة من الوقت المطلوب قبل التصوير. على المدى الطويل الثقافات، يجب تغيير وسائل الاعلام كل 3-4 أيام. يمكن الحفاظ على الخلايافي وسط ثقافتهم طبيعي. لcocultures مامي من خطوط الخلايا الثدي، ونحن نستخدم متوسطة بصل طلائي (MEBM-PRF) تستكمل مع SingleQuots MEGM. </li></ol> 3. أداء 4D (3D + وقت) التصوير من cocultures مامي الحية متحد البؤر المجهري <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> للدراسات إثبات صحة المبدأ يتضح، وصفت مامي cocultures مع صبغة خلية تتبع فلوري وفقا للإجراءات لدينا نشرت 1. بعد الغسيل مع برنامج تلفزيوني، وحضنت cocultures مع 5 ميكرون البرتقال CellTracker في المتوسط ​​MEGM لمدة 45 دقيقة في الحاضنة 37 درجة مئوية، وغسلها مرة أخرى مع برنامج تلفزيوني وحضنت مع MEGMmedium prewarmed لمدة 30 دقيقة في 37 درجة مئوية مع 5٪ حاضنة CO 2 قبل التصوير . </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صورة مامي cocultures نعيش في تضخم منخفضة (10X عدسة المياه، وغمس) على مجهر LSM-510 زييس META مبائر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ويتم التقاط المقاطع البصرية على فترات طوال عمق كامل للهياكل. للدراسات دينا، ونحن التقاط المقاطع البصرية بنسبة 10ميكرومتر فترات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام المقاطع البصرية لإعادة بناء الصور في 3D. ونحن نستخدم برامج Volocity لتوليد اعادة البناء 3D. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صنع أفلام من اعادة البناء 3D بحيث الهياكل، الخلية: التفاعلات الخلية والتفاعلات مع المصفوفات المحيطة يمكن تصور. التي قطعناها على أنفسنا أفلام مع لاعب QuikTime 7. </li></ol> 4. ممثل النتائج وcocultures مامي أننا المتقدمة هي نموذج تجريبي للين العريكة الخلية الحية التصوير في الوقت الحقيقي من التفاعلات بين المكونات الخلوية المختلفة التي تتألف منها وجود ورم الثدي والمكروية لها. هنا علينا أن نبرهن على قدرة النماذج مامي أن ألخص الخلية: التفاعلات الخلية خلال التقدم من سرطان الثدي والتصوير الخلية الحية لمتابعة هذه التفاعلات مع مرور الوقت. نحن توضيح القدرة على التفاعل بين صورة الإنسان MCF10.DCIS سابق للغزو الثدي خط الخلية، وسرطان الثدي البشرية المرتبطة خط الليفية، WS-12Ti، أكثر منلفترة اكثر من ثلاثة اسابيع في الثقافة. تم تصوير هذا cocultures في 16 و 3 و 23 يوما. وأعيد بناء المقاطع البصرية من خلال وحدة التخزين بالكامل من cocultures في أمثلة 3D وممثل وتظهر لكل من timepoints الثلاثة في الشكل 2. ومضان أحمر في الشكل رقم 2 يمثل MCF10.DCIS والخلايا WS-12Ti. على التمييز بين أنواع الخلايا اثنين وعلى المدى الطويل cocultures، يمكن للمرء أن transfect أو transduce أنواع الخلايا الفردية مع البروتينات الفلورية قبل وضع الثقافات. ويتضح ان coculture مامي من الخلايا MCF10.DCIS و WS-12Ti التي وصفت بشكل مختلف مع البروتينات الفلورية لتحديد الهوية في الشكل 3. من ركائز تتضمن، في هذه الحالة DQ-collagens، في cocultures مامي، يمكننا تقييم وتحديد التغيرات على مر الزمن في التحلل البروتيني المرتبطة الانتقال إلى النمط الظاهري الغازية. أقمنا أساليب لقياس المنتجات انشقاق فلوري أن النتيجةمن DQ-الكولاجين تدهور 2،3. نحن تطبيع المنتجات في جميع أنحاء تدهور حجم 3D كاملة من cocultures مامي على أساس خلية في وصفها من قبل والعد نوى الخلايا. وعلاوة على ذلك، يمكننا أن توطين تدهور إلى مقصورات خارج الخلية وبين الخلايا وتحديد مجموع والمنتجات تدهور داخل وخارج الخلية كما وصفناها سابقا 2. ومضان أخضر في أرقام 2 و 3 تمثل المنتجات انشقاق من ركائز DQ-2 الكولاجين. في هذا الوقت، collagens تفاضلي المسمى ليست متاحة من شأنها أن تسمح لنا أن نميز بين تدهور الكولاجين النوع الرابع وتدهور الكولاجين من النوع الأول. التفاعلات في cocultures مامي هي دينامية، ويمكن أن تتغير بمرور الوقت. للحصول على المعلومات الزمانية والدينامية، لا يمكن للنفس الحقل من مشاهدة المقاطع المصورة تكون والبصرية من خلال أخذ عينة من كامل حجم مرارا وتكرارا على مدى فترة من الوقت من دقائق إلى أسابيع،وبالتالي جمع البيانات في D-4. في الشكل 2، ونحن لتوضيح التغيرات الهائلة التي تحدث وليس أكثر من 23 أيام: التغيرات في عدد الخلايا، والهجرة الخلية والتفاعلات الخلية، بنية وحدات التخزين، والأشكال هيكل، والانحرافات من الهياكل من كروية، الامتداد الغازية والتحلل البروتيني. وعلاوة على ذلك، علينا أن نبرهن أيضا إجراء تغيير شامل في حجم بسبب cocultures مامي المهينة المحيطة بها المصفوفة خارج الخلية خلال هذه الفترة الزمنية. في ثلاثة أيام كما هو موضح في الشكل 2A، وحجم هو 110000 ميكرون 3. في المقابل، فإن حجم cocultures مامي في 16 و 23 يوما ليست سوى 46250 ميكرون 3، كما هو موضح في 2B أرقام وجيم. <img alt="الشكل 1" src="/files/ftp_upload/3661/3661fig1.jpg" /> الشكل 1. رسم تخطيطي من cocultures مامي. وهي مغلفة ساترة البلاستيك مع الكولاجين الأول، الذي يتضمن DQ-الكولاجين أنا والخلايا الليفية (أرجواني). وهناك طبقة من الغشاء القاعدي 2 المعاد (RBM) التي تحتوي على DQ كولونيليضاف لاجين الرابع. ومطلي الخلايا السرطانية (الحمراء) على رأس والإدارة على أساس النتائج 2٪ في وسائل الاعلام الثقافة هي متراكبة (بقع بيضاء) مع كل تغيير وسائل الإعلام. الأخضر يمثل المنتجات انشقاق فلوري من DQ-الكولاجين الأول والرابع. <img alt="الشكل 2" src="/files/ftp_upload/3661/3661fig2.jpg" /> الشكل 2. مامي cocultures من خلايا سرطان الثدي البشرية وMCF10.DCIS WS-12Ti الليفية الثدي البشري. كانت جزءا لا يتجزأ من الخلايا الليفية في الكولاجين I / DQ-الكولاجين أنا ومتراكبة مع الإدارة على أساس النتائج التي تحتوي على الكولاجين DQ-IV. وفازت المصنفة ثم الخلايا DCIS على الإدارة على أساس النتائج ومتراكبة مع وسائل الإعلام التي تحتوي على 2٪ الإدارة القائمة على النتائج. على مدى 23 يوما في coculture يتضح هنا، كان هناك تكاثر الخلايا، وتدهور DQ-الكولاجين الرابع وأنا (الخضراء) والمصفوفات الكولاجين كما يدل على ذلك انخفاض في حجم cocultures. تم ترجمة الخلايا عن طريق وصفها مع البرتقال CellTracker في الموقع قبل التصوير (الحمراء). وقد لوحظت في cocultures نفسه يعيش على مدى 23 يوما مع الصور الملتقطة بواسطة جonfocal المجهري في 3 و 16 و 23 يوما من coculture. وأعيد بناء شرائح الضوئية الناتجة في 3D مع برنامج Volocity. التكبير، 10X. <img alt="الشكل (3)" src="/files/ftp_upload/3661/3661fig3.jpg" /> الشكل 3. cocultures مامي يوم 16 من خلايا سرطان الثدي البشرية وMCF10.DCIS WS-12Ti الليفية الثدي الإنسان التي تعبر عن طلب تقديم العروض (أحمر) وYFP (أبيض)، على التوالي. وأنشئت Cocultures وتحليلها كما في الشكل رقم 2. كانت أنواع الخلايا جهازي المبينة هنا، ومع ذلك، قد وصفت بشكل مختلف بحيث يمكن تمييزها عن بعضها البعض. الصور تضخم أعلى في هذا الرقم، مقارنة مع تلك الموجودة في الشكل 2، توضح التحلل البروتيني من DQ-الكولاجين الرابع على سطح الخلايا DCIS والتحلل البروتيني منتشر من DQ-الكولاجين أنا في مناطق قريبة من الخلايا الليفية. التكبير، 20X.

<ol>
	<li>Sameni, M., Dosescu, J., Sloane, B. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+imaging+of+proteolysis:+stromal+and+inflammatory+cells+increase+tumor+proteolysis.">Functional imaging of proteolysis: stromal and inflammatory cells increase tumor proteolysis.</a> Mol. Imaging. 2, 159-175 (2003).</li><li>Jedeszko, C., Sameni, M., Olive, M. B., Moin, K., Sloane, B. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualizing+protease+activity+in+living+cells:+from+two+dimensions+to+four+dimensions.">Visualizing protease activity in living cells: from two dimensions to four dimensions.</a> Curr. Protoc. Cell Biol. 39, (2008).</li><li>Jedeszko, C., Victor, B. C., Podgorski, I., Sloane, B. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fibroblast+hepatocyte+growth+factor+promotes+invasion+of+human+mammary+ductal+carcinoma+in+situ.">Fibroblast hepatocyte growth factor promotes invasion of human mammary ductal carcinoma in situ.</a> Cancer Res. 69, 9148-9155 (2009).</li><li>Sameni, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+live-cell+imaging+demonstrates+that+beta1-integrin+promotes+type+IV+collagen+degradation+by+breast+and+prostate+cancer+cells.">Functional live-cell imaging demonstrates that beta1-integrin promotes type IV collagen degradation by breast and prostate cancer cells.</a> Mol. Imaging. 7, 199-213 (2008).</li><li>Li, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=p21-activated+kinase+1+coordinates+aberrant+cell+survival+and+pericellular+proteolysis+in+a+three-dimensional+culture+model+for+premalignant+progression+of+human+breast+cancer.">p21-activated kinase 1 coordinates aberrant cell survival and pericellular proteolysis in a three-dimensional culture model for premalignant progression of human breast cancer.</a> Neoplasia. 10, 314-328 (2008).</li><li>Sameni, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+and+quantifying+the+dynamics+of+tumor+associated+proteolysis.">Imaging and quantifying the dynamics of tumor associated proteolysis.</a> Clin. Exp. Metastasis. 26, 299-309 (2009).</li><li>Cavallo-Medved, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live-cell+imaging+demonstrates+that+proteases+in+caveolae+of+endothelial+cells+degrade+extracellular+matrix.">Live-cell imaging demonstrates that proteases in caveolae of endothelial cells degrade extracellular matrix.</a> Exp. Cell. Res. 315, 1234-1246 (2009).</li><li>Fukumura, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tumor+microvasculature+and+microenvironment:+novel+insights+through+intravital+imaging+in+pre-clinical+models.">Tumor microvasculature and microenvironment: novel insights through intravital imaging in pre-clinical models.</a> Microcirculation. 17, 206-225 (2010).</li></ol>

ليس لدينا ما يكشف.

كما ثبت، ويمكن استخدام cocultures مامي للخلية الحية التصوير في الوقت الحقيقي من التفاعلات بين المكونات الخلوية المختلفة التي تتألف منها وجود ورم الثدي والمكروية لها. في الدراسات الجارية في مختبرنا، وقد استخدمنا مامي cocultures لتحديد مسارات بروتين يرتبط مع الانتقال من DCIS لس?...

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> كاشف / معدات </td><td> شركة </td><td> فهرس العدد </td><td> تعليقات </td></tr><tr><td> المعاد الغشاء القاعدي (Cultrex) </td><td> Trevigen </td><td> 3445-005-01 </td><td> مقارنة Matrigel دينار بحريني (العلوم البيولوجية) </td></tr><tr><td> الكولاجين أنا </td><td> تماسك مختبرات </td><td> 5005-B </td><td></td></tr><tr><td> DQ-ركائز (الكولاجين الأول والرابع) </td><td> إينفيتروجن </td><td> DQ كولونيل I-D12060 DQ كولونيل الرابع D12052 </td><td></td></tr><tr><td> 22 ملم coverslips البلاستيك </td><td> فيشر العلمية المحدودة </td><td> 12-547 </td><td> خفضت الى النصف، وترك في الايثانول 70٪ لمدة 10 دقيقة والهواء الجاف قبل استخدام. </td></tr><tr><td> خلية ثقافة المتوسط </td><td> Lonza </td><td> MEBM-PRF CC-3153 MEGM CC-4136 </td><td> الفينول الحمراء الخالية </td></tr><tr><td> ibiTreat μ-الصحن </td><td> Ibidi </td><td> 80136 </td><td></td></tr><tr><td> Volocity البرمجيات </td><td> بيركن، إلمر </td><td> الإصدار 5.5 </td><td> ويمكن استخدام العلامات التجارية الأخرى من برامج التصوير لتوليد اعادة البناء 3D والأفلام. </td></tr></tbody></table>

mame models for 4d live-cell imaging of tumor: microenvironment interactions that impact malignant progression

قمنا بتطوير نماذج coculture 3D، والتي نحن مامي مصطلح (م 1 عماري rchitecture وم ngineering icroenvironment ه)، واستخدموه لحية خلية التصوير في الوقت الحقيقي من الخلية: التفاعلات الخلية. وكان هدفنا العام لتطوير النماذج التي تلخص في الهندسة المعمارية من آفات الثدي سابق للغزو لدراسة تقدم بها إلى النمط الظاهري الغازية. على وجه التحديد، قمنا بتطوير نماذج لتحليل التفاعلات بين المتغيرات الثدي ما قبل الخبيثة الخلايا الظهارية وأنواع أخرى من الخلايا السرطانية التي المكروية قد تورطت في تعزيز أو الحد من تطور خلايا الثدي الظهارية سابق للغزو لسرطان الأقنية الغازية. أنواع الخلايا الأخرى دراسته حتى الآن هي خلايا myoepithelial، الخلايا الليفية، الضامة والدم والخلايا اللمفاوية الاوعية الدموية الدقيقة البطانية. بالإضافة إلى نماذج مامي، والتي تهدف إلى تلخيص التفاعلات الخلوية داخل الثدي خلالتطور السرطان، وقمنا بتطوير نماذج قابلة للمقارنة لتطور سرطان البروستاتا. نحن هنا لتوضيح الإجراءات اللازمة لإنشاء cocultures 3D جنبا إلى جنب مع استخدام خلايا حية التصوير وفحص التحلل البروتيني وظيفي لمتابعة عملية الانتقال من cocultures من سرطان الثدي الأقنية في الموقع (DCIS) الخلايا والخلايا الليفية إلى النمط الظاهري الغازية على مر الزمن، في هذه الحالة أكثر من 23 أيام في الثقافة. وcocultures مامي تتكون من طبقات متعددة. هي جزء لا يتجزأ الليفية في الطبقة السفلى من النوع الأول من الكولاجين. يتم وضعها على أن طبقة من الغشاء القاعدي المعاد (RBM) في الخلايا التي بذرت DCIS. يتم تضمين طبقة أعلى من الإدارة القائمة على النتائج النهائية 2٪، وتتجدد مع كل تغيير في وسائل الاعلام. إلى التحلل البروتيني صورة المرتبطة تقدم إلى النمط الظاهري الغازية، ونحن نستخدم صبغ مروي (DQ) فلوري البروتينات المصفوفة (DQ-الكولاجين أنا مختلطة مع طبقة من الكولاجين وأنا الرابع DQ-الكولاجين مختلطة مع طبقة وسطى من الميزانية العاديةم) ومراعاة الثقافات الحية باستخدام متحد البؤر المجهري. ويتم التقاط المقاطع البصرية، ومعالجتها وإعادة بنائها في 3D مع برنامج التصور Volocity. على مدار 23 يوما في cocultures مامي، والخلايا DCIS تتكاثر وتتجمع في الهياكل الغازية الكبيرة. الليفية الهجرة ويندمج في هذه الهياكل الغازية. تم العثور على شظايا بروتين فلوري من collagens بالتعاون مع سطح هياكل DCIS، intracellularly، وفرقت أيضا في جميع أنحاء المصفوفة المحيطة بها. الأدوية التي بروتين الهدف، chemokine / خلوى وكيناز المسارات أو تعديلات في تركيبة الخلوية من cocultures يمكن أن تقلل من الغازية، مما يوحي بأن ويمكن استخدام نماذج مامي والشاشات قبل السريرية للنهج علاجية جديدة.

Watch this Scientific Journal Video about MAME Models for 4D Live-cell Imaging of Tumor: Microenvironment Interactions that Impact Malignant Progression at JoVE.com

MAME Models for 4D Live-cell Imaging of Tumor: Microenvironment Interactions that Impact Malignant Progression

قمنا بتطوير نماذج coculture 3D لحية خلية التصوير في الوقت الحقيقي من التفاعل بين الخلايا السرطانية والخلايا الطبيعية الأخرى في المكروية في أن تقدم إلى تأثير النمط الظاهري الغازية. ويمكن لهذه النماذج بمثابة الشاشات قبل السريرية على المخدرات لاستهداف نظير الصماوي التي يسببها بروتين، chemokine / خلوى وكيناز المسارات المتورطين في الغازية.

نماذج مامي لتصوير الخلايا الحية 4D من ورم: التفاعلات المكروية أن التقدم تأثير الخبيثة

We have developed 3D coculture models, which we term MAME (mammary architecture and microenvironment engineering), and used them for live-cell imaging in ...

mame-models-for-4d-live-cell-imaging-tumor-microenvironment

Research

JoVE Journal

Medicine

14.3K Views.  Wayne State University. قمنا بتطوير نماذج coculture 3D لحية خلية التصوير في الوقت الحقيقي من التفاعل بين الخلايا السرطانية والخلايا الطبيعية الأخرى في المكروية في أن تقدم إلى تأثير النمط الظاهري الغازية. ويمكن لهذه النماذج بمثابة الشاشات قبل السريرية على المخدرات لاستهداف نظير الصماوي ال?...

Video: MAME Models for 4D Live-cell Imaging of Tumor: Microenvironment Interactions that Impact Malignant Progression

Orthotopic Xenografting of Human Luciferase-Tagged Malignant Peripheral Nerve Sheath Tumor Cells for in vivo Testing of Candidate Therapeutic Agents

Although in vitro screens are essential for the initial identification of candidate therapeutic agents, a rigorous assessment of the drug's ability to inhibit tumor growth must be performed in a suitable animal model. The type of animal model that is best for this purpose is a topic of intense discussion. Some evidence indicates that preclinical trials examining drug effects on tumors arising in transgenic mice are more predictive of clinical outcome1and so candidate therapeutic agents are often tested in these models. Unfortunately, transgenic models are not available for many tumor types. Further, transgenic models often have other limitations such as concerns as to how well the mouse tumor models its human counterpart, incomplete penetrance of the tumor phenotype and an inability to predict when tumors will develop.
Consequently, many investigators use xenograft models (human tumor cells grafted into immunodeficient mice) for preclinical trials if appropriate transgenic tumor models are not available. Even if transgenic models are available, they are often partnered with xenograft models as the latter facilitate rapid determination of therapeutic ranges. Further, this partnership allows a comparison of the effectiveness of the agent in transgenic tumors and genuine human tumor cells. Historically, xenografting has often been performed by injecting tumor cells subcutaneously (ectopic xenografts). This technique is rapid and reproducible, relatively inexpensive and allows continuous quantitation of tumor growth during the therapeutic period2. However, the subcutaneous space is not the normal microenvironment for most neoplasms and so results obtained with ectopic xenografting can be misleading due to factors such as an absence of organ-specific expression of host tissue and tumor genes. It has thus been strongly recommended that ectopic grafting studies be replaced or complemented by studies in which human tumor cells are grafted into their tissue of origin (orthotopic xenografting)2. Unfortunately, implementation of this recommendation is often thwarted by the fact that orthotopic xenografting methodologies have not yet been developed for many tumor types.
Malignant peripheral nerve sheath tumors (MPNSTs) are highly aggressive sarcomas that occur sporadically or in association with neurofibromatosis type 13and most commonly arise in the sciatic nerve4. Here we describe a technically straightforward method in which firefly luciferase-tagged human MPNST cells are orthopically xenografted into the sciatic nerve of immunodeficient mice. Our approach to assessing the success of the grafting procedure in individual animals and subsequent non-biased randomization into study groups is also discussed.

Orthotopic Xenografting of Human Luciferase-Tagged Malignant Peripheral Nerve Sheath Tumor Cells for in vivo Testing of Candidate Therapeutic Agents

A method for reliably grafting luciferase-tagged human malignant peripheral nerve sheath tumor cells into the sciatic nerve of immunodeficient mice is described. The use of bioluminescence imaging to demonstrate proper establishment of tumor grafts and criteria for random segregation of animals into study groups are also discussed.

من مثلي Xenografting Luciferase الموسومة الإنسان الخبيثة ورم الخلايا العصبية المحيطية لغمد في الجسم الحي اختبار وكلاء المرشح علاجي

Although in vitro screens are essential for the initial identification of candidate therapeutic agents, a rigorous assessment of the drug's ability to ...

Evaluation of Cancer Stem Cell Migration Using Compartmentalizing Microfluidic Devices and Live Cell Imaging

In the last 40 years, the United States invested over 200 billion dollars on cancer research, resulting in only a 5% decrease in death rate. A major obstacle for improving patient outcomes is the poor understanding of mechanisms underlying cellular migration associated with aggressive cancer cell invasion, metastasis and therapeutic resistance1. Glioblastoma Multiforme (GBM), the most prevalent primary malignant adult brain tumor2, exemplifies this difficulty. Despite standard surgery, radiation and chemotherapies, patient median survival is only fifteen months, due to aggressive GBM infiltration into adjacent brain and rapid cancer recurrence2. The interactions of aberrant cell migratory mechanisms and the tumor microenvironment likely differentiate cancer from normal cells3. Therefore, improving therapeutic approaches for GBM require a better understanding of cancer cell migration mechanisms. Recent work suggests that a small subpopulation of cells within GBM, the brain tumor stem cell (BTSC), may be responsible for therapeutic resistance and recurrence. Mechanisms underlying BTSC migratory capacity are only starting to be characterized1,4.
Due to a limitation in visual inspection and geometrical manipulation, conventional migration assays5 are restricted to quantifying overall cell populations. In contrast, microfluidic devices permit single cell analysis because of compatibility with modern microscopy and control over micro-environment6-9.
We present a method for detailed characterization of BTSC migration using compartmentalizing microfluidic devices. These PDMS-made devices cast the tissue culture environment into three connected compartments: seeding chamber, receiving chamber and bridging microchannels. We tailored the device such that both chambers hold sufficient media to support viable BTSC for 4-5 days without media exchange. Highly mobile BTSCs initially introduced into the seeding chamber are isolated after migration though bridging microchannels to the parallel receiving chamber. This migration simulates cancer cellular spread through the interstitial spaces of the brain. The phase live images of cell morphology during migration are recorded over several days. Highly migratory BTSC can therefore be isolated, recultured, and analyzed further. 
Compartmentalizing microfluidics can be a versatile platform to study the migratory behavior of BTSCs and other cancer stem cells. By combining gradient generators, fluid handling, micro-electrodes and other microfluidic modules, these devices can also be used for drug screening and disease diagnosis6. Isolation of an aggressive subpopulation of migratory cells will enable studies of underlying molecular mechanisms.

A compartmentalizing microfluidic device for investigating cancer stem cell migration is described. This novel platform creates a viable cellular microenvironment and enables microscopic visualization of live cell locomotion. Highly motile cancer cells are isolated to study molecular mechanisms of aggressive infiltration, potentially leading to more effective future therapies.

تقييم الخلية الجذعية السرطانية الهجرة عن طريق أجهزة ميكروفلويديك Compartmentalizing والتصوير لايف الخليوي

In the last 40 years, the United States invested over 200 billion dollars on cancer research, resulting in only a 5% decrease in death rate. A major ...

In vitro Mesothelial Clearance Assay that Models the Early Steps of Ovarian Cancer Metastasis

Ovarian cancer is the fifth leading cause of cancer related deaths in the United States1. Despite a positive initial response to therapies, 70 to 90 percent of women with ovarian cancer develop new metastases, and the recurrence is often fatal2. It is, therefore, necessary to understand how secondary metastases arise in order to develop better treatments for intermediate and late stage ovarian cancer. Ovarian cancer metastasis occurs when malignant cells detach from the primary tumor site and disseminate throughout the peritoneal cavity. The disseminated cells can form multicellular clusters, or spheroids, that will either remain unattached, or implant onto organs within the peritoneal cavity3 (Figure 1, Movie 1). 
All of the organs within the peritoneal cavity are lined with a single, continuous, layer of mesothelial cells4-6 (Figure 2). However, mesothelial cells are absent from underneath peritoneal tumor masses, as revealed by electron micrograph studies of excised human tumor tissue sections3,5-7 (Figure 2). This suggests that mesothelial cells are excluded from underneath the tumor mass by an unknown process. 
Previous in vitro experiments demonstrated that primary ovarian cancer cells attach more efficiently to extracellular matrix than to mesothelial cells8, and more recent studies showed that primary peritoneal mesothelial cells actually provide a barrier to ovarian cancer cell adhesion and invasion (as compared to adhesion and invasion on substrates that were not covered with mesothelial cells)9,10. This would suggest that mesothelial cells act as a barrier against ovarian cancer metastasis. The cellular and molecular mechanisms by which ovarian cancer cells breach this barrier, and exclude the mesothelium have, until recently, remained unknown. 
Here we describe the methodology for an in vitro assay that models the interaction between ovarian cancer cell spheroids and mesothelial cells in vivo (Figure 3, Movie 2). Our protocol was adapted from previously described methods for analyzing ovarian tumor cell interactions with mesothelial monolayers8-16, and was first described in a report showing that ovarian tumor cells utilize an integrin &#x2013;dependent activation of myosin and traction force to promote the exclusion of the mesothelial cells from under a tumor spheroid17. This model takes advantage of time-lapse fluorescence microscopy to monitor the two cell populations in real time, providing spatial and temporal information on the interaction. The ovarian cancer cells express red fluorescent protein (RFP) while the mesothelial cells express green fluorescent protein (GFP). RFP-expressing ovarian cancer cell spheroids attach to the GFP-expressing mesothelial monolayer. The spheroids spread, invade, and force the mesothelial cells aside creating a hole in the monolayer. This hole is visualized as the negative space (black) in the GFP image. The area of the hole can then be measured to quantitatively analyze differences in clearance activity between control and experimental populations of ovarian cancer and/ or mesothelial cells. This assay requires only a small number of ovarian cancer cells (100 cells per spheroid X 20-30 spheroids per condition), so it is feasible to perform this assay using precious primary tumor cell samples. Furthermore, this assay can be easily adapted for high throughput screening.

In vitro Mesothelial Clearance Assay that Models the Early Steps of Ovarian Cancer Metastasis

The mesothelial clearance assay described here takes advantage of fluorescently labeled cells and time-lapse video microscopy to visualize and quantitatively measure the interactions of ovarian cancer multicellular spheroids and mesothelial cell monolayers. This assay models the early steps of ovarian cancer metastasis.

في الفحص المختبري التخليص الظهارية النماذج أن الخطوات في وقت مبكر من الإنبثاث سرطان المبيض

Ovarian cancer is the fifth leading cause of cancer related deaths in the United States1. Despite a positive initial response to therapies, 70 to 90 ...

Heterotypic Three-dimensional In Vitro Modeling of Stromal-Epithelial Interactions During Ovarian Cancer Initiation and Progression

Epithelial ovarian cancers (EOCs) are the leading cause of death from gynecological malignancy in Western societies. Despite advances in surgical treatments and improved platinum-based chemotherapies, there has been little improvement in EOC survival rates for more than four decades 1,2. Whilst stage I tumors have 5-year survival rates &gt;85%, survival rates for stage III/IV disease are &lt;40%. Thus, the high rates of mortality for EOC could be significantly decreased if tumors were detected at earlier, more treatable, stages 3-5. At present, the molecular genetic and biological basis of early stage disease development is poorly understood. More specifically, little is known about the role of the microenvironment during tumor initiation; but known risk factors for EOCs (e.g. age and parity) suggest that the microenvironment plays a key role in the early genesis of EOCs. We therefore developed three-dimensional heterotypic models of both the normal ovary and of early stage ovarian cancers. For the normal ovary, we co-cultured normal ovarian surface epithelial (IOSE) and normal stromal fibroblast (INOF)&nbsp;cells, immortalized by retrovrial transduction of the catalytic subunit of human telomerase holoenzyme (hTERT) to extend the lifespan of these cells in culture. To model the earliest stages of ovarian epithelial cell transformation, overexpression of the CMYC oncogene in IOSE cells, again co-cultured with INOF cells. These heterotypic models were used to investigate the effects of aging and senescence on the transformation and invasion of epithelial cells. Here we describe the methodological steps in development of these three-dimensional model; these methodologies aren't specific to the development of normal ovary and ovarian cancer tissues, and could be used to study other tissue types where stromal and epithelial cell interactions are a fundamental aspect of the tissue maintenance and disease development.

Heterotypic Three-dimensional In Vitro Modeling of Stromal-Epithelial Interactions During Ovarian Cancer Initiation and Progression

We describe methodologies for establishing in vitro heterotypic three-dimensional models comprising ovarian fibroblasts and normal ovarian surface or ovarian cancer epithelial cells. We discuss the use of these models to study stromal-epithelial interactions that occur during ovarian cancer development.

غيروي ثلاثي الأبعاد<em&gt; في المختبر</em&gt; نمذجة التفاعلات اللحمية-طلائي سرطان المبيض خلال بدء والتقدم

Epithelial ovarian cancers (EOCs) are the leading cause of death from gynecological malignancy in Western societies. Despite advances in surgical ...

Live Imaging of Drug Responses in the Tumor Microenvironment in Mouse Models of Breast Cancer

The tumor microenvironment plays a pivotal role in tumor initiation, progression, metastasis, and the response to anti-cancer therapies. Three-dimensional co-culture systems are frequently used to explicate tumor-stroma interactions, including their role in drug responses. However, many of the interactions that occur in vivo in the intact microenvironment cannot be completely replicated in these in vitro settings. Thus, direct visualization of these processes in real-time has become an important tool in understanding tumor responses to therapies and identifying the interactions between cancer cells and the stroma that can influence these responses. Here we provide a method for using spinning disk confocal microscopy of live, anesthetized mice to directly observe drug distribution, cancer cell responses and changes in tumor-stroma interactions following administration of systemic therapy in breast cancer models. We describe procedures for labeling different tumor components, treatment of animals for observing therapeutic responses, and the surgical procedure for exposing tumor tissues for imaging up to 40 hours. The results obtained from this protocol are time-lapse movies, in which such processes as drug infiltration, cancer cell death and stromal cell migration can be evaluated using image analysis software.

We describe a method for imaging response to anti-cancer treatment in vivo and at single cell resolution.

يعيش التصوير من الاستجابة للأدوية الأورام المكروية في في نماذج الماوس من سرطان الثدي

The tumor microenvironment plays a pivotal role in tumor initiation, progression, metastasis, and the response to anti-cancer therapies. Three-dimensional ...

A Novel High-resolution In vivo Imaging Technique to Study the Dynamic Response of Intracranial Structures to Tumor Growth and Therapeutics

We have successfully integrated previously established Intracranial window (ICW) technology 1-4 with intravital 2-photon confocal microscopy to develop a novel platform that allows for direct long-term visualization of tissue structure changes intracranially. Imaging at a single cell resolution in a real-time fashion provides supplementary dynamic information beyond that provided by standard end-point histological analysis, which looks solely at 'snap-shot' cross sections of tissue.
Establishing this intravital imaging technique in fluorescent chimeric mice, we are able to image four fluorescent channels simultaneously. By incorporating fluorescently labeled cells, such as GFP+ bone marrow, it is possible to track the fate of these cells studying their long-term migration, integration and differentiation within tissue. Further integration of a secondary reporter cell, such as an mCherry glioma tumor line, allows for characterization of cell:cell interactions. Structural changes in the tissue microenvironment can be highlighted through the addition of intra-vital dyes and antibodies, for example CD31 tagged antibodies and Dextran molecules.
Moreover, we describe the combination of our ICW imaging model with a small animal micro-irradiator that provides stereotactic irradiation, creating a platform through which the dynamic tissue changes that occur following the administration of ionizing irradiation can be assessed.
Current limitations of our model include penetrance of the microscope, which is limited to a depth of up to 900 &mu;m from the sub cortical surface, limiting imaging to the dorsal axis of the brain. The presence of the skull bone makes the ICW a more challenging technical procedure, compared to the more established and utilized chamber models currently used to study mammary tissue and fat pads 5-7. In addition, the ICW provides many challenges when optimizing the imaging.

A Novel High-resolution In vivo Imaging Technique to Study the Dynamic Response of Intracranial Structures to Tumor Growth and Therapeutics

We describe a novel in vivo imaging technique that couples fluorescent chimeric mice with intracranial windows and high-resolution 2-photon microscopy. This imaging platform aids studies of dynamic changes in brain tissue and microvasculature, at a single-cell level, following pathological insults and is adaptable to assess intracranial drug delivery and distribution.

رواية عالية الدقة<em&gt; في الجسم الحي</em&gt; تقنية التصوير لدراسة الاستجابة الديناميكية للمنشآت داخل القحف لنمو الورم والتداوي

We have successfully integrated previously established Intracranial window (ICW) technology 1-4 with intravital 2-photon confocal microscopy to develop a ...

High-frequency Ultrasound Imaging of Mouse Cervical Lymph Nodes

High-frequency ultrasound (HFUS) is widely employed as a non-invasive method for imaging internal anatomic structures in experimental small animal systems. HFUS has the ability to detect structures as small as 30 &#181;m, a property that has been utilized for visualizing superficial lymph nodes in rodents in brightness (B)-mode. Combining power Doppler with B-mode imaging allows for measuring circulatory blood flow within lymph nodes and other organs. While HFUS has been utilized for lymph node imaging in a number of mouse&#160; model systems, a detailed protocol describing HFUS imaging and characterization of the cervical lymph nodes in mice has not been reported. Here, we show that HFUS can be adapted to detect and characterize cervical lymph nodes in mice. Combined B-mode and power Doppler imaging can be used to detect increases in blood flow in immunologically-enlarged cervical nodes. We also describe the use of B-mode imaging to conduct fine needle biopsies of cervical lymph nodes to retrieve lymph tissue for histological&#160; analysis. Finally, software-aided steps are described to calculate changes in lymph node volume and to visualize changes in lymph node morphology following image reconstruction. The ability to visually monitor changes in cervical lymph node biology over time provides a simple and powerful technique for the non-invasive monitoring of cervical lymph node alterations in preclinical mouse models of oral cavity disease.

This protocol describes the application of high-frequency ultrasound (HFUS) for imaging mouse cervical lymph nodes. This technique optimizes visualization and quantification of cervical lymph node morphology, volume and blood flow. Image-guided biopsy of cervical lymph nodes and processing of lymph tissue for histological evaluation is also demonstrated.

عالية التردد التصوير بالموجات فوق الصوتية للماوس عنق الرحم الغدد الليمفاوية

High-frequency ultrasound (HFUS) is widely employed as a non-invasive method for imaging internal anatomic structures in experimental small animal ...

A Brain Tumor/Organotypic Slice Co-culture System for Studying Tumor Microenvironment and Targeted Drug Therapies

Brain tumors are a major cause of cancer-related morbidity and mortality. Developing new therapeutics for these cancers is difficult, as many of these tumors are not easily grown in standard culture conditions. Neurosphere cultures under serum-free conditions and orthotopic xenografts have expanded the range of tumors that can be maintained. However, many types of brain tumors remain difficult to propagate or study. This is particularly true for pediatric brain tumors such as pilocytic astrocytomas and medulloblastomas. This protocol describes a system that allows primary human brain tumors to be grown in culture. This quantitative assay can be used to investigate the effect of microenvironment on tumor growth, and to test new drug therapies. This protocol describes a system where fluorescently labeled brain tumor cells are grown on an organotypic brain slice from a juvenile mouse. The response of tumor cells to drug treatments can be studied in this assay, by analyzing changes in the number of cells on the slice over time. In addition, this system can address the nature of the microenvironment that normally fosters growth of brain tumors. This brain tumor organotypic slice co-culture assay provides a propitious system for testing new drugs on human tumor cells within a brain microenvironment.

Many types of human brain tumors are localized to specific regions within the brain and are difficult to grow in culture. This protocol addresses the role of tumor microenvironment and investigates new drug treatments by analyzing fluorescent primary brain tumor cells growing in an organotypic mouse brain slice. &#160;

ورم في المخ / شريحة عضوي النمط المشارك ثقافة النظام لدراسة ورم المكروية والمستهدفة المخدرات العلاجات

Brain tumors are a major cause of cancer-related morbidity and mortality. Developing new therapeutics for these cancers is difficult, as many of these ...

Bioluminescence-Based Tumor Quantification Method for Monitoring Tumor Progression and Treatment Effects in Mouse Lymphoma Models

Although bioluminescence imaging (BLI) shows promise for monitoring tumor burden in animal models of cancer, these analyses remain mostly qualitative. Here we describe a method for bioluminescence imaging to obtain a semi-quantitative analysis of tumor burden and treatment response. This method is based on the calculation of a luminoscore, a value that allows comparisons of two animals from the same or different experiments. Current BLI instruments enable the calculation of this luminoscore, which relies mainly on the acquisition conditions (back and front acquisitions) and the drawing of the region of interest (manual markup around the mouse). Using two previously described mouse lymphoma models based on cell engraftment, we show that the luminoscore method can serve as a noninvasive way to verify successful tumor cell inoculation, monitor tumor burden, and evaluate the effects of in situ cancer treatment (CpG-DNA). Finally, we show that this method suits different experimental designs. We suggest that this method be used for early estimates of treatment response in preclinical small-animal studies.

Bioluminescence imaging is a well-known tool for localizing tumors and metastases, but quantification of these images often requires complex calculations and particular instruments. We describe the easy-to-use luminoscore method, based on precise acquisition conditions, requiring no calculations, and enabling tumor burden and treatment response to be monitored in mouse models.

الطريقة ورم الكمي القائم على تلألؤ بيولوجي لتطور الورم الرصد وآثار العلاج في نماذج الماوس الغدد اللمفاوية

Although bioluminescence imaging (BLI) shows promise for monitoring tumor burden in animal models of cancer, these analyses remain mostly qualitative. ...

Ex vivo Live Imaging of Lung Metastasis and Their Microenvironment

Metastasis is a major cause for cancer-related morbidity and mortality. Metastasis is a multistep process and due to its complexity, the exact cellular and molecular processes that govern metastatic dissemination and growth are still elusive. Live imaging allows visualization of the dynamic and spatial interactions of cells and their microenvironment. Solid tumors commonly metastasize to the lungs. However, the anatomical location of the lungs poses a challenge to intravital imaging. This protocol provides a relatively simple and quick method for ex vivo live imaging of the dynamic interactions between tumor cells and their surrounding stroma within lung metastasis. Using this method, the motility of cancer cells as well as interactions between cancer cells and stromal cells in their microenvironment can be visualized in real time for several hours. By using transgenic fluorescent reporter mice, a fluorescent cell line, injectable fluorescently labeled molecules and/or antibodies, multiple components of the lung microenvironment can be visualized, such as blood vessels and immune cells. To image the different cell types, a spinning disk confocal microscope that allows long-term continuous imaging with rapid, four-color image acquisition has been used. Time-lapse movies compiled from images collected over multiple positions and focal planes show interactions between live metastatic and immune cells for at least 4 hr. This technique can be further used to test chemotherapy or targeted therapy. Moreover, this method could be adapted for the study of other lung-related pathologies that may affect the lung microenvironment.

Ex vivo Live Imaging of Lung Metastasis and Their Microenvironment

We describe a relatively simple method for ex vivo live imaging of the tumor cell-stroma interactions within lung metastasis, utilizing fluorescent reporters in mice. Using spinning-disk confocal microscopy, this technique enables visualization of live cells for at least 4 hr and could be adapted to study other inflammatory lung conditions.

فيفو تصوير لايف الرئة ورم خبيث والمكروية بهم

Metastasis is a major cause for cancer-related morbidity and mortality. Metastasis is a multistep process and due to its complexity, the exact cellular ...