وقدم هذا العمل بفضل دعم مالي من مؤسسة بحوث بور MEDICALE لا (FRM)، وزمالة ما بعد الدكتوراه Safenowitz ميلتون للبحث ALS (ALS جمعية)، NIH منح NINDS NS05462 وNS034382، وANR HyperMND المنحة.

1. خطوة واحدة قبل الدواء مخدر: 10-15 دقيقة قبل تحريض التخدير، وضخ الأتروبين (0.20 ملغ / كلغ) وmethylprenidsolone (0.05 ملغ) الفرعية لمنع اللعاب cutaneously وذمة، على التوالي. 2. الخطوة الثانية تحريض التخدير: ضخ الصوديوم بنتوباربيتال (70 ملغ / كغ) أو خليط من الكيتامين / زيلازين (100 ملغ / كغ و 10 ملغم / كغم على التوالي) داخل peritoneally. دعونا نذهب في الماوس حتى يمكن الحصول على أي منعكس قرصة أخمص قدميه. إذا كان التخدير يبدو خفيفة جدا، مع تكملة 1/4 من الجرعة. 3. الخطوة الثالثة * ملاحظة: هذا هو إجراء جراحة المحطة الطرفية. عندما تم التوصل إلى الطائرة من التخدير الجراحي، نقل الماوس على بطانية دافئة التي أثيرت في وضعية الرقود. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تغطية خطم من الفأرة مع قناع تقديم O نقية 2 في تدفق حوالي 100 مل / دقيقة. </li><lط&gt; باستخدام قص الشعر، حلاقة المنطقة الظهرية من مؤخر العنق من الرقبة إلى قاعدة الذيل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حلاقة أيضا hindlimb الحق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الوجه الماوس لموقف ضعيف ولكن الحرص على ترك قناع الأكسجين في المكان. </li></ol> 4. الخطوة الرابعة تأمين الماوس في مكان الغرز مع يحلق حول أطرافه وتأمين في أنحاء متفرقة من سطح العمل. 5. الخطوة الخامسة إدراج التحقيق درجة حرارة لمراقبة درجة حرارة الماوس الأساسية. ضبط بطانية التدفئة / مصباح الطاقة للحفاظ على درجة الحرارة الأساسية بين C ° 36 و 38 ° C. 6. القصبة الهوائية والتنفس الصناعي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام مقص حادة، وجعل قطع القصبة الهوائية وعلى شد الجلد بعيدا من كلا الجانبين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط حادة وتفتيت الغدة اللعابية وذلك لفضح 2 عضلات رقيقة (قصي لامي) الذي يغطي القصبة الهوائية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط حادة، فصل 2 MUSCليه على طول فصلهم الإنسي للكشف عن القصبة الهوائية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط دومون ج 7، 2 شريحة طول الخيط الحرير 4،0 تحت القصبة الهوائية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل خفض مستعرضة في القصبة الهوائية في الغضروفية بين حلقتين ولكن الحرص على عدم القسم تماما القصبة الهوائية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج أنبوب القصبة الهوائية أسفل القصبة الهوائية، ومن ثم تأمين على جانبي افتتاح الإدراج عن طريق ربط الغرز أكثر من ذلك. يتم توصيل أنبوب القصبة الهوائية لجهاز التنفس الصناعي الماوس (SAR-830/AP، CWE شركة) وcapnograph ل(μcapstar، CWE شركة). يتم توصيل جهاز التنفس الصناعي، من خلال حقيبة الامتثال، إلى مصدر نقي O 2. ضبط المعلمات من التنفس الصناعي (100-150 نبضة في الدقيقة معدل التنفس، نهاية المد والجزر حجم 170-310 ميكرولتر) بحيث الماوس لا تحارب ضد التهوية الاصطناعية وPCO نهاية المد والجزر 2 هو مستقر بين 4 و 5٪. </li></ol> 7. وضع خطوط الوريد <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام تقنيات تشريح حادة، تعرض الوداجيالوريد على جانب واحد من العنق. على هذا المستوى، حبل الوريد انشقاقات داخل اثنان جذوع الرئيسية، عروق الوجه الأمامي والخلفي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نفذ الخطوات التالية مرتين، مجموعة واحدة لكل من هذه جذوع: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط دومون 4 أو 5، بعناية فصل الوريد من الأنسجة المحيطة به حرف عطف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط دومون 7، 2 طول الشريحة من 6.0 خيوط الحرير تحت الوريد. تفصل بينهما قدر الإمكان على طول الوريد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع مقطع سفينة صغيرة على الجانب القريب من الوريد (الجانب الأقرب إلى القلب)، وربط قبالة الجانب البعيد من الوريد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام مقص القزحية ناعم جدا، وجعل شق صغير عرضية في الوريد، مع عناية كبيرة لا إلى قسم الوريد تماما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج القسطرة معبأة سلفا 1Fr (premicath، Vygon) في الافتتاح، يصل إلى مقطع السفينة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد الوريد والقسطرة معا في ملقط دومون 4، إزالة بعناية مقطع السفينة، ثم دفع القسطرة لعدد قليل مورملليمتر ه في الوريد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأمين القسطرة من خلال ربطه مع كل من الغرز على كلا الجانبين من الإدراج. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يتم توصيل واحدة من القسطرة لحقنة أو مضخة لحقن حقنة جرعات تكميلية من التخدير كلما كان ذلك ضروريا (عادة كل دقيقة 10-30). الجرعة IV إما 6 ملغ / كغ من الصوديوم بنتوباربيتال أو 1250 +40 ميكروغرام / كغ / دقيقة من الكيتامين / زيلازين 12. يتم توصيل قسطرة أخرى لمضخة محقنة لبالتسريب الوريدي البطيء (50 ميكرولتر / ساعة) من حل الجلوكوز تحتوي على 4٪ NaHCO 3 (1٪) وplasmion (14٪). </li></ol> 8. إغلاق جلد الرقبة مع إبرة خياطة و، والعودة إلى ماوس ضعية الرقود 9. تشريح العضلات القائمة الخلفية والأعصاب <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام مقص، وإجراء شق من أعلى الفخذ إلى وتر أخيل. فصل الجلد من عضلات الكامنة، مع الحرص على عدم الاضرار الأوعية الدموية. كوى حسب الحاجة. </li><lط&gt; التعرف على حافة الأمامية للذات الرأسين الفخذية، والذي يظهر على شكل خط أبيض يهرول الفخذ. باستخدام مقص، وفتح بعناية على طول خط من الركبة على طول الطريق إلى عظم الورك. فصل العضلات. العصب الوركي هو الآن مرئية تحت العضلة ذات الرأسين الفخذية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تشريح بعناية ذات الرأسين الفخذية. كوى / ربطة حسب الحاجة لمنع النزيف. ويمكن لذات الرأسين الفخذية إزالة تماما أو ببساطة متكأ لفضح العصب الوركي وثلاثية الرؤوس عضلات ربلة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تشريح العصب الربلي من. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام 8/0 خيط الحرير، ربط الجزء الأعلى من العصب الشظوية المشتركة والبعيدة لقطع عقدة. تشريح الأعصاب على طول الطريق حتى، أقرب إلى الورك ممكن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد العصب قصبي في الأعصاب بين الشظوي المشترك والربلي. بين مختلف فروع العصب قصبي، وتحديد الفروع التعصيب في ربلة ثلاثية الرؤوس من الفروع التي تذهب أعمق (المشار إليه فيما العصب قصبي). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام 8/0 الحريرالموضوع، ربط بين جميع فروع العصب قصبي مع الحفاظ على سلامة فروع في ربلة التعصيب ثلاثية الرؤوس. قطع العصب قصبي بشكل أقصى إلى عقدة العصب وتشريح تصل إلى أقصى حد ممكن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تغطية كاملة hindlimb مع الشاش مع مشروب المالحة لمنع أصاب مع مواصلة العمل على الخطوة التالية. </li></ol> 10. الثقب <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام مقص، وإجراء شق على طول العمود الفقري. فصل الجلد من عضلات الأساسية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل اثنين من الشقوق على كل جانب من فقرات لفصل العضلات تحت الجلد. ثم قطع كل وتر العضلات التي نعلق على جانب فقرات على كل جانب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط ومجرفة حادة غرامة، وإزالة ما تبقى من العضلات على الجانب الظهري من فقرات حول العمليات الشائكة أن تحدد بوضوح كل فقرة على حدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد فقرات T13 وL1. T13 هو أن يكون فقرة مشاركة الأضلاع المرفقة. والعمود الفقري ثسوء استخدام يجمد أن المشابك كننغهام النخاع الشوكي في العمود الفقري (Stoelting شركة). وضع المشابك الشوكي على كل جانب من T13 وL1. يجب الحرص على عدم ضغط الحبل الشوكي، ولكن وضع قليلا من التوتر في المحور الطولي. تأكد من أن يتم تأمين بشكل جيد العمود الفقري عن طريق الضغط برفق مع ملقط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قراضة باستخدام غرامة، وإزالة عمليات العمود الفقري ثم الصفائح أكثر من T13 وL1، مما يعرض الحبل الشوكي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تغطية الحبل الشوكي يتعرض مع قطع صغيرة من القطن أو مشروب مع spongel المالحة لمنع جفاف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع مخصص حمام البلاستيكية المصنوعة على اعلى ظهره، المحيطة الحبل الشوكي. تأمين حمام في مكانها باستخدام 4/0 خيط الحرير. تأكد من أن الحمام هو ماء بإغلاق مع كويك الصب تسرب (WPI). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة في كويك الصب قد جفت، وإزالة القطن تغطي النخاع الشوكي، وملء حوض الاستحمام مع الزيوت المعدنية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط دومون 5 دقيقة جدا ومقص القزحية، وسحب بلطف على زميله الجافيةص المحيطة الحبل الشوكي، وفتحه قدر الإمكان في كل اتجاه. طي الجافية على كل جانب من الحبل الشوكي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خفض منصة مرتفعة على الماوس الذي هو الكذب وذلك للحفاظ على علقتها المشبك الفقري. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام المشبك آخر الفقري لكبح عملية الشائكة في المنطقة العجزية لدعم المنطقة الخلفية من الحيوان. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استعرضوا يستخدم المشبك الثالث إلى شل hindlimb الحق والكاحل، بزاوية 90 درجة عند الركبة. </li></ol> 11. وتر العرقوب تشريح <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع الطرف عازمة على 90 درجة في الركبة والكاحل في، إزالة الشاش تغطي منطقة hindlimb، وتشريح في وتر العرقوب خالية من الأنسجة المحيطة. تشريح قدر الإمكان ربلة ثلاثية الرؤوس في الأنسجة المحيطة من أيضا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع وتر العضلة الأخمصية بالقرب من عقبي، ثم قطع مرة أخرى لإزالة وتر تماما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام إبرة مترابطة، نعلق الموضوع 6/0 الحرير من خلال اله وتر العرقوب وجعل عقدة الثلاثي حول الوتر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع محول القوة على مقربة من عقدة، وقطع الجزء الأعلى من وتر، وإرفاقه محول باستخدام القوة خيط الحرير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج اثنين من أطوال أسلاك الفولاذ المقاوم للصدأ تحت اللفافة للعضلات ربلة ثلاثية الرؤوس. وترتبط هذه الأسلاك إلى مكبر للصوت AC خارج الخلية لتسجيل EMG. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع العصب الشظوي المشترك والعصب قصبي على ربط قطبين ثنائي القطب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع العصب ربلة ثلاثية الرؤوس على الكاثود من القطب هوك، مع القطب الموجب لمس العضلات القريبة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ربط جميع الأقطاب إلى وحدة تحفيز العزلة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع القطب الكهربائي الكرة على السطح الظهري للحبل الشوكي، متصل مكبر للصوت AC خارج الخلية لتسجيل إمكانات الحبل ظهر. تضع الإلكترود المرجعي جي / أجكل في اتصال مع العضلات مرة أخرى. </li></ol> 12. الخطوة الثانية عشر تحفيز العصب ربلة ثلاثية الرؤوسباستخدام مربع بنسبة 50 نبضة μsec من شدة زيادة في التردد المنخفض (&lt;1 هرتز) حتى أقصى سعة لوحظ نشل. التحرك ببطء وقوة محول لتمتد العضلات في حين رصد مدى الاستجابة نشل نشل السعة حتى تصل إلى الحد الأقصى. 13. تسجيلات من داخل الخلايا العصبونات الحركية من هذه النقطة، وتستخدم تقنيات الكهربية القياسية لإعداد الكهربائي داخل الخلايا، اختراق الخلايا العصبيه في الحبل الشوكي وتحديد بأنها العصبون الحركي. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب الزجاج لmicropipette تلميح ~ ميكرومتر 1 باستخدام مجتذب ماصة (P-97 Micropipette بولير، الآلات سوتر). ملء القطب مع حل 3M بوكل (مقاومة القطب 10-20 MΩ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام micropositioner، دفع micropipette، متصلة مكبر للصوت داخل الخلايا (Axoclamp 2B، الآلات اكسون) في الحبل الشوكي. رصد الإمكانيات الميدانية المحلية التي تسببها تحفيز همنظمة العمل ضد الجوع لتحديد موقع العصب المحرك تجمع للربلة ثلاثية الرؤوس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعناية الاقتراب العصبونات الحركية المفترضة في حين رصد مقاومة مسرى مكروي. عند الضغط على غشاء، يزيد المقاومة. في وقت ما يمكن أن يسهل الاختراق باستخدام &quot;الطنانة&quot; وظيفة مكبر للصوت من داخل الخلايا. </li></ol> 14. القتل الرحيم الداخلي في نهاية التجربة، والموت الرحيم للحيوان عن طريق جرعة زائدة من بنتوباربيتال (210 ملغ / كغ IV)، تليها قطع الرأس.

<ol>
	<li>Liddel, E. G. T., Sherrington, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recruitment+and+some+other+factors+of+reflex+inhibition.">Recruitment and some other factors of reflex inhibition.</a> Proc. R. Soc. London. B, 488-518 (1925).</li><li>Huizar, P., Kuno, M., Miyata, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+properties+of+spinal+motoneurones+of+normal+and+dystrophic+mice.">Electrophysiological properties of spinal motoneurones of normal and dystrophic mice.</a> The Journal of physiology. 248, 231-246 (1975).</li><li>Alstermark, B., Ogawa, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+recordings+of+bulbospinal+excitation+in+adult+mouse+forelimb+motoneurons.">In vivo recordings of bulbospinal excitation in adult mouse forelimb motoneurons.</a> Journal of neurophysiology. 92, 1958-1962 (2004).</li><li>Meehan, C. F., Sukiasyan, N., Zhang, M., Nielsen, J. B., Hultborn, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intrinsic+properties+of+mouse+lumbar+motoneurons+revealed+by+intracellular+recording+in+vivo.">Intrinsic properties of mouse lumbar motoneurons revealed by intracellular recording in vivo.</a> Journal of neurophysiology. 103, 2599-2610 (2010).</li><li>Manuel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fast+kinetics,+high-frequency+oscillations,+and+subprimary+firing+range+in+adult+mouse+spinal+motoneurons.">Fast kinetics, high-frequency oscillations, and subprimary firing range in adult mouse spinal motoneurons.</a> J. Neurosci. 29, 11246-11256 (2009).</li><li>Iglesias, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mixed+mode+oscillations+in+mouse+spinal+motoneurons+arise+from+a+low+excitability+state.">Mixed mode oscillations in mouse spinal motoneurons arise from a low excitability state.</a> The Journal of neuroscience: the official journal of the Society for Neuroscience. 31, 5829-5840 (2011).</li><li>Crone, S. A., Zhong, G., Harris-Warrick, R., Sharma, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+mice+lacking+V2a+interneurons,+gait+depends+on+speed+of+locomotion.">In mice lacking V2a interneurons, gait depends on speed of locomotion.</a> J. Neurosci. 29, 7098-7109 (2009).</li><li>Talpalar, A. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+minimal+neuronal+networks+involved+in+flexor-extensor+alternation+in+the+mammalian+spinal+cord.">Identification of minimal neuronal networks involved in flexor-extensor alternation in the mammalian spinal cord.</a> Neuron. 71, 1071-1084 (2011).</li><li>Rabe, N., Gezelius, H., Vallstedt, A., Memic, F., Kullander, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Netrin-1-dependent+spinal+interneuron+subtypes+are+required+for+the+formation+of+left-right+alternating+locomotor+circuitry.">Netrin-1-dependent spinal interneuron subtypes are required for the formation of left-right alternating locomotor circuitry.</a> J. Neurosci. 29, 15642-15649 (2009).</li><li>Gurney, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+neuron+degeneration+in+mice+that+express+a+human+Cu,Zn+superoxide+dismutase+mutation.">Motor neuron degeneration in mice that express a human Cu,Zn superoxide dismutase mutation.</a> Science. 264, 1772-1775 (1994).</li><li>Cifuentes-Diaz, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurofilament+accumulation+at+the+motor+endplate+and+lack+of+axonal+sprouting+in+a+spinal+muscular+atrophy+mouse.">Neurofilament accumulation at the motor endplate and lack of axonal sprouting in a spinal muscular atrophy mouse.</a> Hum. Mol. Genet. 11, 1439-1447 (2002).</li><li>Simpson, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prolonged+(12+hours)+intravenous+anesthesia+in+the+rat.">Prolonged (12 hours) intravenous anesthesia in the rat.</a> Laboratory animal science. 47, 519-523 (1997).</li><li>Burke, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+Unit+Types+-+Functional+Specializations+in+Motor+Control.">Motor Unit Types - Functional Specializations in Motor Control.</a> Trends Neurosci. 3, 255-258 (1980).</li><li>Kerkut, G. A., Bagust, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+isolated+mammalian+spinal+cord.">The isolated mammalian spinal cord.</a> Prog. Neurobiol. 46, 1-48 (1995).</li><li>Carp, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+in+vitro+protocol+for+recording+from+spinal+motoneurons+of+adult+rats.">An in vitro protocol for recording from spinal motoneurons of adult rats.</a> Journal of Neurophysiology. 100, 474-481 (2008).</li><li>Mitra, P., Brownstone, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+In+Vitro+Spinal+Cord+Slice+Preparation+for+Recording+from+Lumbar+Motoneurons+of+the+Adult+Mouse.">An In Vitro Spinal Cord Slice Preparation for Recording from Lumbar Motoneurons of the Adult Mouse.</a> Journal of Neurophysiology. , (2011).</li><li>Husch, A., Cramer, N., Harris-Warrick, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long+duration+perforated+patch+recordings+from+spinal+interneurons+of+adult+mice.">Long duration perforated patch recordings from spinal interneurons of adult mice.</a> Journal of Neurophysiology. , (2011).</li><li>Manuel, M., Zytnicki, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alpha,+beta+and+gamma+motoneurons:+functional+diversity+in+the+motor+system's+final+pathway.">Alpha, beta and gamma motoneurons: functional diversity in the motor system's final pathway.</a> J. Integr. Neurosci. 10, 243-276 (2011).</li><li>Nakanishi, S. T., Whelan, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+decerebrate+adult+mouse+model+for+examining+the+sensorimotor+control+of+locomotion.">A decerebrate adult mouse model for examining the sensorimotor control of locomotion.</a> Journal of Neurophysiology. 107, 500-515 (2012).</li><li>Meehan, C. F., Grondahl, L., Nielsen, J. B., Hultborn, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fictive+locomotion+in+the+adult+decerebrate+and+spinal+mouse+in+vivo.">Fictive locomotion in the adult decerebrate and spinal mouse in vivo.</a> The Journal of Physiology. 590, 289-300 (2012).</li></ol>

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

إعداد الموصوفة هنا هي الأولى التي تسمح، في الماوس الكبار، وبين الخلايا في وقت واحد تسجيل من العصبون الحركي القطنية وقياس القوة التي تنتجها الألياف العضلية معصب من محور عصبي والخمسين. بسبب صغر حجم الحيوان، يمكن للمهارات الجراحية...

A correction was made to <a href="http://www.jove.com/video/4312">Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In vivo</a>. There was an error in the name of one author, Marin Manuel. The author's name has been corrected to:
Marin Manuel 
 
instead of: 
 
Manuel Marin

A correction to author list has been made for article <a href="http://www.jove.com/video/4312">Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In vivo</a>.

Erratum: Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In Vivo

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> اسم كاشف </td><td> شركة </td><td> كتالوج رقم </td><td> التعليقات (اختياري) </td></tr><tr><td> سلفات الأتروبين </td><td> Aguettant </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Methylprenidsolone </td><td> شركة فايزر </td><td> سولو-Medrol </td><td></td></tr><tr><td> الصوديوم بنتوباربيتون </td><td> سانوفي أفنتيس </td><td> بنتوباربيتال </td><td></td></tr><tr><td> الكيتامين </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> زيلازين </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> جلوكوز </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> البلازما المتوسع </td><td> روجر بيلون </td><td> هلامة بلازمية </td><td></td></tr><tr><td> مقص حادة </td><td> FST </td><td> 14079-10 </td><td></td></tr><tr><td> غرامة مقص حادة </td><td> FST </td><td> 15025-10 </td><td></td></tr><tr><td> Vannas ربيع مقص </td><td> FST </td><td> 15002-08 </td><td></td></tr><tr><td> غرامة ملقط مسنن </td><td> FST </td><td> 11370-32 </td><td></td></tr><tr><td> غرامة ملقط مسنن </td><td> FST </td><td> 11370-31 </td><td></td></tr><tr><td> كننغهام محول العمود الفقري </td><td> شركة Stoelting </td><td></td><td></td></tr><tr><td> كويك الصب تسرب </td><td> WPI </td><td> # كويك-CAST </td><td></td></tr><tr><td> مروحة </td><td> CWE شركة </td><td> SAR-830/AP </td><td></td></tr><tr><td> Capnograph </td><td> CWE شركة </td><td> μcapstar </td><td></td></tr><tr><td> التدفئة بطانية </td><td> جهاز هارفارد </td><td> 507221F </td><td></td></tr><tr><td> مكبر للصوت داخل الخلايا </td><td> محور عصبي Instrumeاليلة </td><td> Axoclamp 2B </td><td></td></tr><tr><td> ماصة مجتذب </td><td> سوتر الآلات </td><td> P-97 </td><td></td></tr><tr><td> بوكل </td><td> سيغما الدريخ </td><td> P9333-500G </td><td></td></tr></tbody></table>

simultaneous intracellular recording of a lumbar motoneuron and the force produced by its motor unit in the adult mouse in vivo

كان العصبون الحركي الشوكي طويلة نظام نموذجا جيدا لدراسة وظيفة العصبية لأنها من الخلايا العصبية في الجهاز العصبي المركزي مع خصائص فريدة من (1) وجود أهداف محددة بسهولة (ألياف العضلات)، وبعد ذلك وظيفة معروفة جدا (للسيطرة على تقلص العضلات)، (2) أن يكون الهدف من العديد من شبكات متقاربة في العمود الفقري والهابطة، ومن هنا جاء اسم &quot;الطريق الشائع النهائي&quot;؛ و (3) وجود سوما كبيرة مما يجعل من الممكن لاختراق لهم الأقطاب داخل الخلايا حادة . وعلاوة على ذلك، عندما درس في الجسم الحي، فمن الممكن لتسجيل النشاط الكهربائي في وقت واحد من العصبونات الحركية والقوة التي وضعها أهداف عضلاتهم. أداء التسجيلات داخل الخلايا في الجسم الحي من العصبونات الحركية بالتالي وضع experimentalist في موقف فريد من القدرة على دراسة، في الوقت نفسه، كل من المقصورات &quot;وحدة موتور&quot; (الاسم الذي يطلق على العصبون الحركي، محور عصبي والخمسين، وألياف العضلات أنه يعصب 1): المدخلات التي تؤثر على العصبون الحركي، والخصائص الكهربية للالعصبون الحركي، وأثر هذه الخصائص على وظيفة العصبونات الحركية الفسيولوجية لل، أي القوة التي تنتجها وحدة المحرك لها. ومع ذلك، فإن هذا النهج هو صعبة للغاية لأن إعداد لا يمكن أن تكون مشلولة، وبالتالي يتم تقليل الاستقرار الميكانيكية للتسجيل داخل الخلايا. وهكذا، تم فقط هذا النوع من التجارب التي تحققت في القطط والفئران في. ومع ذلك، يمكن دراسة نظم المحركات الشوكي إحداث نقلة هائلة إذا كان من الممكن إجراء تجارب مماثلة في الفئران العادية والمعدلة وراثيا. لأسباب فنية، ومعظمها تم دراسة شبكات العمود الفقري في الفئران حديثي الولادة تقتصر على الأعمال التحضيرية في المختبر، حيث العصبونات الحركية في العمود الفقري والشبكات هي غير ناضجة، يتم فصل العصبونات الحركية من أهدافها، وعندما درس في شرائح، مويتم فصل toneurons من معظم مدخلاتها. حتى وقت قريب، لم يحصل إلا على مجموعات قليلة تمكنت من تنفيذ تسجيلات العصبونات الحركية داخل الخلايا في الجسم الحي 2-4، بما في ذلك فريق العمل لدينا الذي نشر على إعداد الجديد الذي سمح لنا للحصول على تسجيلات مستقرة جدا من العصبونات الحركية في الجسم الحي في الفئران البالغة 5،6. ومع ذلك، تم الحصول على هذه التسجيلات في الحيوانات بالشلل، أي دون أن يتمكن من تسجيل الإخراج قوة هذه العصبونات الحركية. هنا نقدم امتدادا لهذا المستحضر الأصلي الذي تمكنا من الحصول على تسجيلات في وقت واحد من الخصائص الكهربية للالعصبونات الحركية والقوة التي وضعتها وحدة السيارات الخاصة بهم. هذا إنجاز هام، لأنه يتيح لنا التعرف على أنواع مختلفة من العصبونات الحركية استنادا الى البيانات الشخصية قوتها، وبالتالي الكشف عن وظيفتها. إلى جانب النماذج الوراثية إزعاج الدوائر قطعي الشوكي 7-9، أو reproducting disea الإنسانSE 10،11، فإننا نتوقع أن تكون هذه التقنية أداة أساسية لدراسة الجهاز الحركي الشوكي.

الشكل 1 يوضح كيفية تحديد العصبون الحركي من مجموعة ثلاثية الرؤوس الربلية بعد الاختراق. في كثافة منخفضة التحفيز، يمكن ملاحظة فقط الكامن الاستثاري بعد المشبكي أحادي المشبك (الشكل 1A). في أعلى كثافة، قد الكامن الاستثاري بعد المشبكي تكون كبيرة بما يكفي ل?...

Watch this Scientific Journal Video about Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In vivo at JoVE.com

Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In vivo

هذه الطريقة الجديدة تسمح وقت واحد تسجيل من داخل الخلايا العصبون الحركي الكبار ماوس واحدة وقياس القوة التي تنتجها الألياف العضلية لها. التحقيق الجمع بين الخصائص الكهربائية والميكانيكية من الوحدات الحركية في الحيوانات المعدلة وراثيا والعادي هو طفرة لدراسة الجهاز العصبي العضلي.

بين الخلايا تسجيل في وقت واحد من العصبون الحركي القطني والقوة التي تنتجها وحدة موتور في الماوس الكبار<em&gt; في الجسم الحي</em

The  spinal motoneuron has long been a good model system for studying neural  function because it is a neuron of the central nervous system with the ...

simultaneous-intracellular-recording-lumbar-motoneuron-force-produced

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In vivo

14.6K Views.  Northwestern University Feinberg School of Medicine. هذه الطريقة الجديدة تسمح وقت واحد تسجيل من داخل الخلايا العصبون الحركي الكبار ماوس واحدة وقياس القوة التي تنتجها الألياف العضلية لها. التحقيق الجمع بين الخصائص الكهربائية والميكانيكية من الوحدات الحركية في الحيوانات المعدلة وراثيا والعادي هو طفرة لدراسة الجه...

Video: Simultaneous Intracellular Recording of a Lumbar Motoneuron and the Force Produced by its Motor Unit in the Adult Mouse In vivo

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural connectivity form during development. In mice, retinofugal projections are arranged in a topographic manner and form eye-specific layers in the Lateral Geniculate Nucleus (dLGN) of the thalamus and the Superior Colliculus (SC). The development of these precise patterns of retinofugal projections has typically been studied by labeling populations of RGCs with fluorescent dyes and tracers, such as horseradish peroxidase1-4. However, these methods are too coarse to provide insight into developmental changes in individual RGC axonal arbor morphology that are the basis of retinotopic map formation. They also do not allow for the genetic manipulation of RGCs.
Recently, electroporation has become an effective method for providing precise spatial and temporal control for delivery of charged molecules into the retina5-11. Current retinal electroporation protocols do not allow for genetic manipulation and tracing of retinofugal projections of a single or small cluster of RGCs in postnatal mice. It has been argued that postnatal in vivo electroporation is not a viable method for transfecting RGCs since the labeling efficiency is extremely low and hence requires targeting at embryonic ages when RGC progenitors are undergoing differentiation and proliferation6. 
In this video we describe an in vivo electroporation protocol for targeted delivery of genes, shRNA, and fluorescent dextrans to murine RGCs postnatally. This technique provides a cost effective, fast and relatively easy platform for efficient screening of candidate genes involved in several aspects of neural development including axon retraction, branching, lamination, regeneration and synapse formation at various stages of circuit development. In summary we describe here a valuable tool which will provide further insights into the molecular mechanisms underlying sensory map development.

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

We demonstrate an in vivo electroporation protocol for transfecting single or small clusters of retinal ganglion cells (RGCs) and other retinal cell types in postnatal mice over a wide range of ages. The ability to label and genetically manipulate postnatal RGCs in vivo is a powerful tool for developmental studies.

ترنسفكأيشن من خلايا الشبكية بواسطة الماوس العقدة في الجسم الحي Electroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural ...

A Functional Motor Unit in the Culture Dish: Co-culture of Spinal Cord Explants and Muscle Cells

Human primary muscle cells cultured aneurally in monolayer rarely contract spontaneously because, in the absence of a nerve component, cell differentiation is limited and motor neuron stimulation is missing1. These limitations hamper the in vitro study of many neuromuscular diseases in cultured muscle cells. Importantly, the experimental constraints of monolayered, cultured muscle cells can be overcome by functional innervation of myofibers with spinal cord explants in co-cultures.
Here, we show the different steps required to achieve an efficient, proper innervation of human primary muscle cells, leading to complete differentiation and fiber contraction according to the method developed by Askanas2. To do so, muscle cells are co-cultured with spinal cord explants of rat embryos at ED 13.5, with the dorsal root ganglia still attached to the spinal cord slices. After a few days, the muscle fibers start to contract and eventually become cross-striated through innervation by functional neurites projecting from the spinal cord explants that connecting to the muscle cells. This structure can be maintained for many months, simply by regular exchange of the culture medium.
The applications of this invaluable tool are numerous, as it represents a functional model for multidisciplinary analyses of human muscle development and innervation. In fact, a complete de novo neuromuscular junction installation occurs in a culture dish, allowing an easy measurement of many parameters at each step, in a fundamental and physiological context.
Just to cite a few examples, genomic and/or proteomic studies can be performed directly on the co-cultures. Furthermore, pre- and post-synaptic effects can be specifically and separately assessed at the neuromuscular junction, because both components come from different species, rat and human, respectively. The nerve-muscle co-culture can also be performed with human muscle cells isolated from patients suffering from muscle or neuromuscular diseases3, and thus can be used as a screening tool for candidate drugs. Finally, no special equipment but a regular BSL2 facility is needed to reproduce a functional motor unit in a culture dish. This method thus is valuable for both the muscle as well as the neuromuscular research communities for physiological and mechanistic studies of neuromuscular function, in a normal and disease context.

Cultured muscle cells are an inadequate model to recapitulate innervated muscle in vivo. A functional motor unit can be reproduced in vitro by innervation of differentiated human primary muscle cells using rat embryo spinal cord explants. This article describes how co-cultures of spinal cord explants and muscle cells are established.

وحدة للسيارات وظيفية في صحن الثقافة: شارك في ثقافة Explants النخاع الشوكي وخلايا العضلات

Human primary muscle cells cultured  aneurally in monolayer rarely contract spontaneously because, in the absence of  a nerve component, cell ...

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

الفلورسنت وصفها الوراء يسمح لخارج الخلية المستهدفة واحدة وحدة التسجيل من الخلايا العصبية التي تم تحديدها<em&gt; في الجسم الحي</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Acute Slices of the Adult Mouse Forebrain

There is a substantial body of evidence indicating that new functional neurons are constitutively generated from an endogenous pool of neural stem cells in restricted areas of the adult mammalian brain. Newborn neuroblasts from the subventricular zone (SVZ) migrate along the rostral migratory stream (RMS) to their final destination in the olfactory bulb (OB)1. In the RMS, neuroblasts migrate tangentially in chains ensheathed by astrocytic processes2,3 using blood vessels as a structural support and a source of molecular factors required for migration4,5. In the OB, neuroblasts detach from the chains and migrate radially into the different bulbar layers where they differentiate into interneurons and integrate into the existing network1, 6.
In this manuscript we describe the procedure for monitoring cell migration in acute slices of the rodent brain. The use of acute slices allows the assessment of cell migration in the microenvironment that closely resembling to in vivo conditions and in brain regions that are difficult to access for in vivo imaging. In addition, it avoids long culturing condition as in the case of organotypic and cell cultures that may eventually alter the migration properties of the cells. Neuronal precursors in acute slices can be visualized using DIC optics or fluorescent proteins. Viral labeling of neuronal precursors in the SVZ, grafting neuroblasts from reporter mice into the SVZ of wild-type mice, and using transgenic mice that express fluorescent protein in neuroblasts are all suitable methods for visualizing neuroblasts and following their migration. The later method, however, does not allow individual cells to be tracked for long periods of time because of the high density of labeled cells. We used a wide-field fluorescent upright microscope equipped with a CCD camera to achieve a relatively rapid acquisition interval (one image every 15 or 30 sec) to reliably identify the stationary and migratory phases. A precise identification of the duration of the stationary and migratory phases is crucial for the unambiguous interpretation of results. We also performed multiple z-step acquisitions to monitor neuroblasts migration in 3D. Wide-field fluorescent imaging has been used extensively to visualize neuronal migration7-10. Here, we describe detailed protocol for labeling neuroblasts, performing real-time video-imaging of neuroblast migration in acute slices of the adult mouse forebrain, and analyzing cell migration. While the described protocol exemplified the migration of neuroblasts in the adult RMS, it can also be used to follow cell migration in embryonic and early postnatal brains.

We describe a protocol for real-time videoimaging of neuronal migration in the mouse forebrain. The migration of virally-labeled or grafted neuronal precursors was recorded in acute live slices using wide-field fluorescent imaging with a relatively rapid acquisition interval to study the different phases of cell migration, including the durations of the stationary and migration phases and the speed of migration.

الوقت الفاصل بين التصوير للهجرة أرومة عصبية في شرائح الدماغ الأمامي الحاد للماوس الكبار

There is a substantial body of evidence indicating that new functional neurons are constitutively generated from an endogenous pool of neural stem cells ...

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar olfactory systems suggesting that the biological approach to chemical sensing has been optimized over evolutionary time1. In the insect olfactory system, odorants are transduced by olfactory receptor neurons (ORN) in the antenna, which convert chemical stimuli into trains of action potentials. Sensory input from the ORNs is then relayed to the antennal lobe (AL; a structure analogous to the vertebrate olfactory bulb). In the AL, neural representations for odors take the form of spatiotemporal firing patterns distributed across ensembles of principal neurons (PNs; also referred to as projection neurons)2,3. The AL output is subsequently processed by Kenyon cells (KCs) in the downstream mushroom body (MB), a structure associated with olfactory memory and learning4,5. Here, we present electrophysiological recording techniques to monitor odor-evoked neural responses in these olfactory circuits.
First, we present a single sensillum recording method to study odor-evoked responses at the level of populations of ORNs6,7. We discuss the use of saline filled sharpened glass pipettes as electrodes to extracellularly monitor ORN responses. Next, we present a method to extracellularly monitor PN responses using a commercial 16-channel electrode3. A similar approach using a custom-made 8-channel twisted wire tetrode is demonstrated for Kenyon cell recordings8. We provide details of our experimental setup and present representative recording traces for each of these techniques.

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

We demonstrate variations of the extracellular multi-unit recording technique to characterize odor-evoked responses in the first three stages of the invertebrate olfactory pathway. These techniques can easily be adapted to examine ensemble activity in other neural systems as well.

طرق تسجيل متعددة الوحدات لوصف النشاط العصبي في الجراد (<em&gt; الجراد الصحراوي أمريكانا</em&gt;) الدوائر الشم

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral cortex. We here share our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex using a method developed by Lima and colleagues1. Recordings are performed in mice expressing Channelrhodopsin-2 (ChR2) in specific neuronal subpopulations. Members of the population are identified by their response to a brief flash of blue light. This technique &#8211; termed &#8220;PINP&#8221;, or Photostimulation-assisted Identification of Neuronal Populations &#8211; can be implemented with standard extracellular recording equipment. It can serve as an inexpensive and accessible alternative to calcium imaging or visually-guided patching, for the purpose of targeting extracellular recordings to genetically-identified cells. Here we provide a set of guidelines for optimizing the method in everyday practice. We refined our strategy specifically for targeting parvalbumin-positive (PV+) cells, but have found that it works for other interneuron types as well, such as somatostatin-expressing (SOM+) and calretinin-expressing (CR+) interneurons.

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

Here we describe our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex. Neurons expressing ChR2 are identified by their response to blue light. The method uses standard extracellular recording equipment, and serves as an inexpensive alternative to calcium imaging or visually-guided patching.

دليل ل<em&gt; في الجسم الحي</em&gt; تسجيل وحدة واحدة من التي تم تحديدها Optogenetically القشرية التثبيطي Interneurons

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral ...

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise from extra-retinal sources. Ex vivo ERG provides an efficient method to dissect the function of retinal cells directly from an intact isolated retina of animals or donor eyes. In addition, ex vivo ERG can be used to test the efficacy and safety of potential therapeutic agents on retina tissue from animals or humans. We show here how commercially available in vivo ERG systems can be used to conduct ex vivo ERG recordings from isolated mouse retinas. We combine the light stimulation, electronic and heating units of a standard in vivo system with custom-designed specimen holder, gravity-controlled perfusion system and electromagnetic noise shielding to record low-noise ex vivo ERG signals simultaneously from two retinas with the acquisition software included in commercial in vivo systems. Further, we demonstrate how to use this method in combination with pharmacological treatments that remove specific ERG components in order to dissect the function of certain retinal cell types.

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

Ex vivo ERG can be used to record electrical activity of retinal cells directly from isolated intact retinas of animals or humans. We demonstrate here how common in vivo ERG systems can be adapted for ex vivo ERG recordings in order to dissect the electrical activity of retinal cells.

متزامنة<em&gt; فيفو السابقين</em&gt; اختبار وظيفي اثنين من شبكية العين من قبل<em&gt; في الجسم الحي</em&gt; نظام مخطط كهربية

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise ...

Simultaneous Two-photon In Vivo Imaging of Synaptic Inputs and Postsynaptic Targets in the Mouse Retrosplenial Cortex

This video shows the craniotomy procedure that allows chronic imaging of neurons in the mouse retrosplenial cortex (RSC) using in vivo two-photon microscopy in Thy1-GFP transgenic mouse line. This approach creates a possibility to investigate the correlation of behavioural manipulations with changes in neuronal morphology in vivo.
The cranial window implantation procedure was considered to be limited only to the easily accessible cortex regions such as the barrel field. Our approach allows visualization of neurons in the highly vascularized RSC. RSC is an important element of the brain circuit responsible for spatial memory, previously deemed to be problematic for in vivo two-photon imaging.
The cranial window implantation over the RSC is combined with an injection of mCherry-expressing recombinant adeno-associated virus (rAAVmCherry) into the dorsal hippocampus. The expressed mCherry spreads out to axonal projections from the hippocampus to RSC, enabling the visualization of changes in both presynaptic axonal boutons and postsynaptic dendritic spines in the cortex. 
This technique allows long-term monitoring of experience-dependent structural plasticity in RSC.

Simultaneous Two-photon In Vivo Imaging of Synaptic Inputs and Postsynaptic Targets in the Mouse Retrosplenial Cortex

This video shows the craniotomy procedure that allows chronic imaging of neurons in mouse retrosplenial cortex using in vivo two photon microscopy in Thy1-GFP transgenic line. This approach is combined with injection of mCherry-expressing adeno-associated virus into dorsal hippocampus. These techniques allow long-term monitoring of experience-dependent structural plasticity in RSC.

في وقت واحد ثنائي الفوتون<em&gt; في فيفو</em&gt; تصوير متشابك المدخلات والأهداف بعد المشبكي في اللحاء ماوس خلف الطحال

This video shows the craniotomy procedure that allows chronic imaging of neurons in the mouse retrosplenial cortex (RSC) using in vivo two-photon ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

الطريقة الكهربية لالردود تسجيل بين الخلايا الجهد ل<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; خلايا مستقبلة للضوء وInterneurons إلى النور المحفزات<em&gt; في فيفو</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

In Vivo Single-Molecule Tracking at the Drosophila Presynaptic Motor Nerve Terminal

An increasing number of super-resolution microscopy techniques are helping to uncover the mechanisms that govern the nanoscale cellular world. Single-molecule imaging is gaining momentum as it provides exceptional access to the visualization of individual molecules in living cells. Here, we describe a technique that we developed to perform single-particle tracking photo-activated localization microscopy (sptPALM) in Drosophila larvae. Synaptic communication relies on key presynaptic proteins that act by docking, priming, and promoting the fusion of neurotransmitter-containing vesicles with the plasma membrane. A range of protein-protein and protein-lipid interactions tightly regulates these processes and the presynaptic proteins therefore exhibit changes in mobility associated with each of these key events. Investigating how mobility of these proteins correlates with their physiological function in an intact live animal is essential to understanding their precise mechanism of action. Extracting protein mobility with high resolution in vivo requires overcoming limitations such as optical transparency, accessibility, and penetration depth. We describe how photoconvertible fluorescent proteins tagged to the presynaptic protein Syntaxin-1A can be visualized via slight oblique illumination and tracked at the motor nerve terminal or along the motor neuron axon of the third instar Drosophila larva.

In Vivo Single-Molecule Tracking at the Drosophila Presynaptic Motor Nerve Terminal

Here we illustrate how single molecule photo-activated localization microscopy can be carried out on the motor nerve terminal of a live Drosophila melanogaster third instar larva.