ويدعم هذا العمل من قبل المعهد الوطني للسرطان في المعهد الوطني للصحة منح R01 CA140257-01.

<html> ملاحظة: تم الحصول على الموافقة المستنيرة من المرضى. أيضا، وقد تم تنفيذ هذا البحث في الامتثال لجميع المبادئ التوجيهية المؤسسية والوطنية، والدولية من أجل رفاهية الإنسان. 1. إعداد الكمبيوتر <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحويل الكمبيوتر المحمول على وربط USB من DVI2USB بطاقة التقاط. </li></ol> 2. إعداد مراقب <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توصيل كابل DVI لرصد وPinP للسماح للendoscopist لمشاهدة أشرطة الفيديو من هذه الشاشات بدلا من الكمبيوتر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكد من رصد دائمة على وتعيين إلى DVI. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الاتصال PinP إلى الجزء الخلفي من النظام أوليمبوس ثم اضغط على زر الإدخال على النظام أوليمبوس لعرض الصورة على شاشة كبيرة مثبتة على الحائط. </li></ol> 3. ديود ليزر إعداد سائق <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحقق للتأكد من السائق ليزر ديود هو OFF. وينبغي أن تتحول إلا في بضع دقائق قبل إجراء التصوير. </li></ol>e_title &quot;&gt; 4. قطاع الطاقة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سد العجز في جهاز الكمبيوتر المحمول، والمعالج، وسائق ليزر ديود، DVI الخائن، وepiphan التقاط البطاقة في قطاع الطاقة. </li></ol> 5. تشغيل MDE Widefield على سطح المكتب كمبيوتر محمول <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضرب &#39;المجلد الحالي &quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اكتب عدد الأحرف الأولى والمريض واضغط على &quot;إنشاء مجلد المريض &#39;. </li></ol> 6. إعداد كاب وتصفية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عند التعامل مع الفلتر، استخدم دائما قفازات وKimwipes للحد من نقل النفط والحطام إلى التصفية. الشاش مسحات الكحول أو قد يترك الألياف التي يمكن أن تتداخل مع التصوير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع عدد قليل من Kimwipes على جدول لخلق منصة لوضع مرشح وقبعة. وينبغي أن يكون هذا المجال تطهيرها يمكن الوصول إليها بسهولة لأمراض الجهاز الهضمي أثناء العملية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع مرشح وسقف والحفاظ Kimwipes إغلاق طريق للاستخدام أثناء العملية. </li></ol> 7. تحضير المريض <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المريض الموافقة على استخداممن VFI وبروفلافين صبغ قبل وصوله إلى جناح إندو. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> موقف المريض لإجراء التنظير العلوي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> المضي قدما مع معيار البيضاء ضوء التصوير باستخدام مجهر رقمي متعدد الأطياف (MDM) 7. </li></ol> 8. أدخل وبخاخ بروفلافين <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد الانتهاء من التصوير مع الأبيض ضوء، وإدراج رش الصبغة بروفلافين على الأنسجة من الاهتمام. يجب أن تكون 1-5 ملم كافية اعتمادا على المنطقة من أنسجة باريت. عن طريق رش الصبغة بروفلافين في هذه الخطوة، وتعطى وقتا كافيا (1 دقيقة على الأقل) لامتصاص الأنسجة كافية قبل VFI. بروفلافين التي يغطيها تطبيق الفحص دواء جديد من ادارة الاغذية والعقاقير (IND 102217)، هو عامل النقيض الفلورسنت التي يركز داخل نواة الخلية بعد التطبيق قريبا. على الرغم من VFI لا يمكن حل مورفولوجيا الخلوية الفردية، عندما المقالي ليزر ديود على الأنسجة، والضوء المنعكس يمكن أن نقدر endoscopist morpholo غدي العامغراي. </li></ol> 9. بدوره على الليزر ديود <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بدوره على ليزر ديود. القيام بذلك على الأقل 2 دقيقة قبل أن يبدأ التصوير. </li></ol> 10. إعداد التنظير لVFI <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب المنظار تماما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل التعامل مع المنظار، تأكد من أن مساعد واثنين من أزواج من القفازات جرا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وقد عقد في endoscopist المنظار أمام مساعد الذي هو بجانب منصة Kimwipe المفصلة أعلاه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع Kimwipes، لديها مساعد ينظف غيض من المنظار. تأكد من تنظيف السطح الأمامي بلطف وأيضا تنظيف بضعة سنتيمترات على طول الجانب من المنظار لتسهيل التعامل معها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد التنظيف، يكون مساعد تخلص من الزوج الخارجي من القفازات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وقد وضع مساعد على مرشح. إدراج الناشزة أسطوانية قصيرة على مرشح في حفرة التكميلية في المنظار. الحفاظ على المنظار العمودي للمساعدة في العملية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد FILTإيه في المكان، أزح الغطاء على مرشح ودفعها باستمرار على مدى غيض من المنظار. تأكد من أن الحد الأقصى هو آمن ودفعت تماما مع حواف على مطاردة مع المنظار. تأكد من الشفة من الغطاء تمتد قليلا على طرف المنظار. أخيرا، تأكد من أن المرشح هو لا يزال في مكان وطرد مع غيض من المنظار. </li></ol> 11. أدخل التنظير العودة إلى المريء وصورة 12. إزالة التنظير من المريء <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام Kimwipes سحب بعناية غطاء وتصفية قبالة المنظار. رمي بعيدا الغطاء وتنظيف فلتر للقضية المقبل. </li></ol> 13. تصفية النظيفة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بلطف تنظيف فلتر مع Kimwipes. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ملء كوب صغير مع Cydex ويغرق مرشح لمدة 12 دقيقة. كل بضع دقائق تحويل تصفية أكثر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بلطف تنظيف فلتر مع Kimwipes. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يغرق مرشح، وهذه المرة في الماء المعقم. بعد 5 دقائق، واستخدام بخ بottle ورذاذ الماء المعقم برفق على التصفية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع مرشح على عدد قليل من Kimwipes واتركها لتجف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة جافة، ومكان في حاوية تخزين بين Kimwipes. </li></ol>

<ol>
	<li>Modiano, N., Gerson, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Barrett's+Esophagus:+Incidence,+etiology,+pathophysiology,+prevention+and+treatment.">Barrett's Esophagus: Incidence, etiology, pathophysiology, prevention and treatment.</a> Therapeutics and Clinical Risk Management. 3, 1035-1145 (2007).</li><li>Brown, L. M., Devesa, S. S., Chow, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Incidence+of+Adenocarcinoma+of+the+esophagus+among+white+Americans+by+sex,+stage,+and+age.">Incidence of Adenocarcinoma of the esophagus among white Americans by sex, stage, and age.</a> Journal of the National Cancer Institute. 100, 1184-1187 (2008).</li><li>Siegel, R., Naishadham, D., Ahmedin, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cancer+Statistics,+2012.">Cancer Statistics, 2012.</a> A Cancer Journal for Clinicians. 62, 10-29 (2012).</li><li>Vieth, M., Ell, C., Gossner, L., May, A., Stolte, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Histological+analysis+of+endoscopic+resection+specimens+from+326+patients+with+Barrett's+esophagus+and+early+neoplasia.">Histological analysis of endoscopic resection specimens from 326 patients with Barrett's esophagus and early neoplasia.</a> Endoscopy. 36, 776-781 (2004).</li><li>Pohl, H., Rosch, T., Vieth, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Miniprobe+confocal+laser+microscopy+for+the+detection+of+invisible+neoplasia+in+patients+with+Barrett's+oesophagus.">Miniprobe confocal laser microscopy for the detection of invisible neoplasia in patients with Barrett's oesophagus.</a> Gut. 57, 1648-1653 (2008).</li><li>Thekkek, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modular+video+endoscopy+for+in+vivo+cross-polarized+and+vital-dye+fluorescence+imaging+of+Barrett's-associated+neoplasia.">Modular video endoscopy for in vivo cross-polarized and vital-dye fluorescence imaging of Barrett's-associated neoplasia.</a> Journal of Biomedical Optics. 18, 026007 (2013).</li><li>Roblyer, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multispectral+optical+imaging+device+for+in+vivo+detection+of+oral+neoplasia.">Multispectral optical imaging device for in vivo detection of oral neoplasia.</a> Journal of Biomedical Optics. 13, 024019 (2008).</li><li>Egger, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biopsy+surveillance+is+still+necessary+in+patients+with+Barrett's+oesophagus+despite+new+endoscopic+imaging+techniques.">Biopsy surveillance is still necessary in patients with Barrett's oesophagus despite new endoscopic imaging techniques.</a> Gut. 52, 18-23 (2003).</li><li>Thekkek, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vital-dye+enhanced+fluorescence+imaging+of+GI+mucosa:+metaplasia,+neoplasia,+inflammation.">Vital-dye enhanced fluorescence imaging of GI mucosa: metaplasia, neoplasia, inflammation.</a> Gastrointestinal Endoscopy. 75, 877-887 (2012).</li><li>Muldoon, T. J., Anandasabapathy, S., Maru, D., Richards-Kortum, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution+imaging+in+Barrett's+esophagus:+a+novel,+low-cost+endoscopic+microscope.">High-resolution imaging in Barrett's esophagus: a novel, low-cost endoscopic microscope.</a> Gastrointestinal Endoscopy. 68, 737-744 (2008).</li></ol>

ليس هناك شيء في الكشف عنها.

مع المراقبة بالمنظار القياسية، وغالبا ما غاب عن الأورام في 8 BE لأن حؤول حميدة يمكن أن يكون تمييزه عن خلل التنسج عالية الجودة وغدية. كأداة من شأنها أن تمكن أخصائي أمراض الباطنة أفضل لمعالجة هذا الخطأ لا مفر منه حاليا، حيوية صبغ تعزيز التصوير مضان يسلط الضوء على م?...

على مدى الأربعين سنة الماضية، ازداد انتشار غدية المريء (EAC) بشكل ملحوظ 1،2؛ بعد نظرا لتأخر التشخيص ومعدل البقاء على قيد الحياة لمدة خمس سنوات هو أقل من 20٪ 3. المعيار الحالي للمراقبة بالمنظار في BE، مقدمة لمجموعة شرق افريقيا، هو ضوء التنظير الأبيض مع الخزعات عشوائية ملقط أربع سنوات quandrant &#39;من هذا الجزء. للأسف، هذا الأسلوب غالبا ما يفتقد الأورام، والتي يمكن أن تكون مسطحة، خفية ويصعب التفريق على مستوى الضوء الأبيض التصوير 4. في حين كان هناك نجاح في استخدام متحد البؤر المجهري ليزر لتسليط الضوء على الميزات الخلوية في الجسم الحي، لا يزال من الممكن غاب الآفات بسبب انخفاض مجال الرؤية 5. أن وجود التكنولوجيا &quot;الجسر&quot; التي يمكن تسليط الضوء على المجالات التي تحتاج إلى مزيد من التصوير microendoscopic متحد البؤر تكون ذات قيمة بشكل ملحوظ. بالتالي، معزز الحمراء العلم طريقة التصوير الذي يحسن من القدرة على targeسوف ر وخزعة الأورام في وقت مبكر من BE تكون مفيدة في الكشف عن EAC في ل، مرحلة قابل للشفاء في وقت مبكر، ويمكن أن يؤدي إلى علاج أكثر فعالية وتحسين معدلات البقاء على قيد الحياة في وقت لاحق. VFI هو أسلوب الرواية التي يجمع عالية الدقة الظهارية التصوير مع الخارجية الموضعية الفلورسنت النقيض من ذلك، بروفلافين، لتسليط الضوء على التشكل غدي وترسيم الأورام (خلل التنسج درجة عالية والسرطان) في المريء القاصي وتأمل في تحسين التشخيص في الجسم الحي 6. على الإثارة من بروفلافين، الذي يركز داخل نواة الخلية بعد التطبيق بوقت قصير، الصور الفلورسنت توفير القرار المكانية من 50-100 ميكرون، ومجال الرؤية يصل إلى 2.5 سم، مما يسمح جراحي المناظير لتصور مورفولوجيا غدي. ونتيجة لذلك، فإن هذا النهج تمكن أخصائي أمراض الباطنة للتمييز حؤول الكلاسيكية باريت، الذي لديه المستمر والغدد متباعدة بشكل متساو، ومورفولوجيا متجانسة عموما، من يكون مع الأورام، التي لديها obliteraنشوئها من العمارة غدي. نحن هنا تصف البروتوكول لهذه التقنية الجديدة مع المنظار متعدد الأطياف، وتقديم نتائج ممثل للتدليل على فائدة هذا الجهاز في تصور التحول المورفولوجية من حؤول حميدة لخلل التنسج عالية الجودة والسرطان.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="650">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Filter*</td>
			<td>Schott North America, Inc., Duryea, Pennsylvania</td>
			<td>Not Applicable</td>
			<td>495-nm long-pass filter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Halo Cap &#8211; Medium*</td>
			<td>Barrx Medical</td>
			<td>CP-002A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Processor*</td>
			<td>Pentax</td>
			<td>EPK-i</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Multispectral Digital Microscope**</td>
			<td>Not Applicable</td>
			<td>Not Applicable</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kimwipes</td>
			<td>Kimberly-Clark</td>
			<td>KimTech Science</td>
			<td>S-8115</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cidex</td>
			<td>Advanced Sterilization Products&#160;</td>
			<td>CIDEX OPA Solution</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Proflavine hemisulfate (0.01% w/v)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>FDA (IND 102,217)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laser Diode*</td>
			<td>Nichia Corporation</td>
			<td>Not Applicable</td>
			<td>455-nm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Image Capture*</td>
			<td>Labview</td>
			<td>Not Applicable</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spray Catheter</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>Not Applicable</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>*Equipment specifics within Reference 6. **Equipment specifics within Reference 7</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

diagnosis of neoplasia in barrett&#8217;s esophagus using vital-dye enhanced fluorescence imaging

لا تزال القدرة على التفريق حؤول حميدة في المريء باريت (BE) من الأورام في الجسم الحي من الصعب على حد سواء أنواع الأنسجة يمكن أن تكون مسطحة ويمكن تمييزها مع ضوء التصوير الأبيض وحده. ونتيجة لذلك، فإن الطريقة التي تسلط الضوء على العمارة غدي تكون مفيدة للتمييز الأورام من ظهارة حميدة في المريء القاصي. VFI هو أسلوب الرواية التي يستخدم موضعيا وكيل النقيض الفلورسنت الخارجية لتحديد خلل التنسج درجة عالية والسرطان من ظهارة حميدة. على وجه التحديد، والصور الفلورسنت توفير القرار المكانية من 50-100 ميكرون، ومجال الرؤية يصل إلى 2.5 سم، مما يسمح جراحي المناظير لتصور مورفولوجيا غدي. عند الإثارة، يظهر الكلاسيكية حؤول باريت المستمر كما والغدد متباعدة بشكل متساو، ومورفولوجيا متجانسة عموما؛ في المقابل، يبدو الأنسجة الورمية مزدحمة مع طمس كامل للإطار غدي. نحن هنا تقديم لمحة عامة عنوالأجهزة وتعداد بروتوكول لهذه التقنية الجديدة. بينما VFI يتيح أمراض المعدة والأمعاء مع بنية الأنسجة الغدية المشبوهة، وخلل التنسج الخلوية لا يمكن حلها مع هذه الطريقة. على هذا النحو، لا يمكن للمرء التمييز شكليا حؤول باريت من يكون مع انخفاض درجة النمو الشاذ عبر هذه طريقة التصوير. من خلال تداول من انخفاض في القرار مع حقل أكبر من رأي، وهذا نظام التصوير يمكن أن تستخدم على الأقل كجهاز التصوير الحمراء العلم لاستهداف وخزعة الآفات المشبوهة؛ حتى الآن، وإذا كانت التدابير الدقة واعدة، VFI قد تصبح تقنية التصوير القياسية لتشخيص الأورام (الذي يعرف بأنه إما الدرجة العالية خلل التنسج أو سرطان) في المريء القاصي.

الرقم 1B يصور الكلاسيكية المريء باريت مع عدم وجود خلل التنسج محاطة على الحدود من قبل ظهارة الحرشفية العادية. بدءا من الأنسجة الحرشفية تملق، والذي يقع محيطيا ويتضح من الأسهم الزرقاء، منطقة متجانسة من مضان مملة موجودا مع عدم وجود بنية غدي. الأسهم الخضراء تشير ?...

Watch this Scientific Journal Video about Diagnosis of Neoplasia in BarrettÃ¢â‚¬â„¢s Esophagus using Vital-dye Enhanced Fluorescence Imaging at JoVE.com

Diagnosis of Neoplasia in Barrett&#8217;s Esophagus using Vital-dye Enhanced Fluorescence Imaging

حيوية صبغ تعزيز التصوير مضان (VFI) هي رواية في الجسم الحي الذي يجمع بين تقنية التصوير ذات الدقة العالية الظهارية مع الخارجية النقيض الفلورسنت موضعي لتسليط الضوء على التشكل غدي وترسيم الأورام (خلل التنسج درجة عالية والسرطان) في المريء القاصي.

تشخيص الأورام في المريء باريت باستخدام الحيوية صبغ المحسن التصوير الإسفار

The ability to differentiate benign metaplasia in Barrett&#8217;s Esophagus (BE) from neoplasia in vivo remains difficult as both tissue types can be flat ...

diagnosis-neoplasia-barretts-esophagus-using-vital-dye-enhanced

Research

Education

JoVE Core

JoVE Journal

Medical-Surgical Nursing

Bioengineering

Unit 1

Disorders of the Esophagus

SCIENTISTS IN ACTION

11.9K Views.  Icahn School of Medicine at Mount Sinai.  حيوية صبغ تعزيز التصوير مضان (VFI) هي رواية في الجسم الحي الذي يجمع بين تقنية التصوير ذات الدقة العالية الظهارية مع الخارجية النقيض الفلورسنت موضعي لتسليط الضوء على التشكل غدي وترسيم الأورام (خلل التنسج درجة عالية والسرطان) في المريء ال...

Video: Diagnosis of Neoplasia in Barrett’s Esophagus using Vital-dye Enhanced Fluorescence Imaging

Three-dimensional Optical-resolution Photoacoustic Microscopy

Optical microscopy, providing valuable insights at the cellular and organelle levels, has been widely recognized as an enabling biomedical technology. As the mainstays of in vivo three-dimensional (3-D) optical microscopy, single-/multi-photon fluorescence microscopy and optical coherence tomography (OCT) have demonstrated their extraordinary sensitivities to fluorescence and optical scattering contrasts, respectively. However, the optical absorption contrast of biological tissues, which encodes essential physiological/pathological information, has not yet been assessable. 
The emergence of biomedical photoacoustics has led to a new branch of optical microscopy optical-resolution photoacoustic microscopy (OR-PAM)1, where the optical irradiation is focused to the diffraction limit to achieve cellular1 or even subcellular2 level lateral resolution. As a valuable complement to existing optical microscopy technologies, OR-PAM brings in at least two novelties. First and most importantly, OR-PAM detects optical absorption contrasts with extraordinary sensitivity (i.e., 100%). Combining OR-PAM with fluorescence microscopy3 or with optical-scattering-based OCT4 (or with both) provides comprehensive optical properties of biological tissues. Second, OR-PAM encodes optical absorption into acoustic waves, in contrast to the pure optical processes in fluorescence microscopy and OCT, and provides background-free detection. The acoustic detection in OR-PAM mitigates the impacts of optical scattering on signal degradation and naturally eliminates possible interferences (i.e., crosstalks) between excitation and detection, which is a common problem in fluorescence microscopy due to the overlap between the excitation and fluorescence spectra. 
Unique for optical absorption imaging, OR-PAM has demonstrated broad biomedical applications since its invention, including, but not limited to, neurology5, 6, ophthalmology7, 8, vascular biology9, and dermatology10. In this video, we teach the system configuration and alignment of OR-PAM as well as the experimental procedures for in vivo functional microvascular imaging.

Optical-resolution photoacoustic microscopy (OR-PAM) is an emerging technology capable of imaging optical absorption contrasts in vivo with cellular resolution and sensitivity. Here, we provide a visualized instruction on the experimental protocols of OR-PAM, including system configuration, system alignment, typical in vivo experimental procedures, and functional imaging schemes.

ثلاثي الأبعاد البصرية الميكروسكوب الضوئي الاستبانة

Optical microscopy, providing valuable insights at the cellular and organelle levels, has been widely recognized as an enabling biomedical technology. As ...

Fluorescence Lifetime Imaging of Molecular Rotors in Living Cells

Diffusion is often an important rate-determining step in chemical reactions or biological processes and plays a role in a wide range of intracellular events. Viscosity is one of the key parameters affecting the diffusion of molecules and proteins, and changes in viscosity have been linked to disease and malfunction at the cellular level.1-3 While methods to measure the bulk viscosity are well developed, imaging microviscosity remains a challenge. Viscosity maps of microscopic objects, such as single cells, have until recently been hard to obtain. Mapping viscosity with fluorescence techniques is advantageous because, similar to other optical techniques, it is minimally invasive, non-destructive and can be applied to living cells and tissues.
Fluorescent molecular rotors exhibit fluorescence lifetimes and quantum yields which are a function of the viscosity of their microenvironment.4,5 Intramolecular twisting or rotation leads to non-radiative decay from the excited state back to the ground state. A viscous environment slows this rotation or twisting, restricting access to this non-radiative decay pathway. This leads to an increase in the fluorescence quantum yield and the fluorescence lifetime. Fluorescence Lifetime Imaging (FLIM) of modified hydrophobic BODIPY dyes that act as fluorescent molecular rotors show that the fluorescence lifetime of these probes is a function of the microviscosity of their environment.6-8 A logarithmic plot of the fluorescence lifetime versus the solvent viscosity yields a straight line that obeys the F&ouml;rster Hoffman equation.9 This plot also serves as a calibration graph to convert fluorescence lifetime into viscosity.
Following incubation of living cells with the modified BODIPY fluorescent molecular rotor, a punctate dye distribution is observed in the fluorescence images. The viscosity value obtained in the puncta in live cells is around 100 times higher than that of water and of cellular cytoplasm.6,7 Time-resolved fluorescence anisotropy measurements yield rotational correlation times in agreement with these large microviscosity values. Mapping the fluorescence lifetime is independent of the fluorescence intensity, and thus allows the separation of probe concentration and viscosity effects. 
In summary, we have developed a practical and versatile approach to map the microviscosity in cells based on FLIM of fluorescent molecular rotors.

Fluorescence Lifetime Imaging (FLIM) has emerged as a key technique to image the environment and interaction of specific proteins and dyes in living cells. FLIM of fluorescent molecular rotors allows mapping of viscosity in living cells.

مضان التصوير عمر الدوار الجزيئية في الخلايا الحية

Diffusion is often an important rate-determining step in chemical reactions or biological processes and plays a role in a wide range of intracellular ...

Time-lapse Fluorescence Imaging of Arabidopsis Root Growth with Rapid Manipulation of The Root Environment Using The RootChip

The root functions as the physical anchor of the plant and is the organ responsible for uptake of water and mineral nutrients such as nitrogen, phosphorus, sulfate and trace elements that plants acquire from the soil. If we want to develop sustainable approaches to producing high crop yield, we need to better understand how the root develops, takes up a wide spectrum of nutrients, and interacts with symbiotic and pathogenic organisms. To accomplish these goals, we need to be able to explore roots in microscopic detail over time periods ranging from minutes to days.
We developed the RootChip, a polydimethylsiloxane (PDMS)- based microfluidic device, which allows us to grow and image roots from Arabidopsis seedlings while avoiding any physical stress to roots during preparation for imaging1 (Figure 1). The device contains a bifurcated channel structure featuring micromechanical valves to guide the fluid flow from solution inlets to each of the eight observation chambers2. This perfusion system allows the root microenvironment to be controlled and modified with precision and speed. The volume of the chambers is approximately 400 nl, thus requiring only minimal amounts of test solution.
Here we provide a detailed protocol for studying root biology on the RootChip using imaging-based approaches with real time resolution. Roots can be analyzed over several days using time lapse microscopy. Roots can be perfused with nutrient solutions or inhibitors, and up to eight seedlings can be analyzed in parallel. This system has the potential for a wide range of applications, including analysis of root growth in the presence or absence of chemicals, fluorescence-based analysis of gene expression, and the analysis of biosensors, e.g. FRET nanosensors3.

This article provides a protocol for cultivation of Arabidopsis seedlings in the RootChip, a microfluidic imaging platform that combines automated control of growth conditions with microscopic root monitoring and FRET-based measurement of intracellular metabolite levels.

الوقت الفاصل بين التصوير الإسفار من نمو الجذور Arabidopsis مع التلاعب السريع للبيئة الجذر باستخدام RootChip

The root functions as the physical anchor of the plant and is the organ responsible for uptake of water and mineral nutrients such as nitrogen, ...

High-resolution Spatiotemporal Analysis of Receptor Dynamics by Single-molecule Fluorescence Microscopy

Single-molecule microscopy is emerging as a powerful approach to analyze the behavior of signaling molecules, in particular concerning those aspect (e.g., kinetics, coexistence of different states and populations, transient interactions), which are typically hidden in ensemble measurements, such as those obtained with standard biochemical or microscopy methods. Thus, dynamic events, such as receptor-receptor interactions, can be followed in real time in a living cell with high spatiotemporal resolution. This protocol describes a method based on labeling with small and bright organic fluorophores and total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy to directly visualize single receptors on the surface of living cells. This approach allows one to precisely localize receptors, measure the size of receptor complexes, and capture dynamic events such as transient receptor-receptor interactions. The protocol provides a detailed description of how to perform a single-molecule experiment, including sample preparation, image acquisition and image analysis. As an example, the application of this method to analyze two G-protein-coupled receptors, i.e., &#946;2-adrenergic and &#947;-aminobutyric acid type B (GABAB) receptor, is reported. The protocol can be adapted to other membrane proteins and different cell models, transfection methods and labeling strategies.

This protocol describes how to use total internal reflection fluorescence microscopy to visualize and track single receptors on the surface of living cells and thereby analyze receptor lateral mobility, size of receptor complexes as well as to visualize transient receptor-receptor interactions. This protocol can be extended to other membrane proteins.

عالية الدقة تحليل الزمانية المكانية من مستقبلات حيوية من قبل جزيء واحدة الإسفار الميكروسكوب

Single-molecule microscopy is emerging as a powerful approach to analyze the behavior of signaling molecules, in particular concerning those aspect (e.g., ...

3D Orbital Tracking in a Modified Two-photon Microscope: An Application to the Tracking of Intracellular Vesicles

The objective of this video protocol is to discuss how to perform and analyze a three-dimensional fluorescent orbital particle tracking experiment using a modified two-photon microscope1. As opposed to conventional approaches (raster scan or wide field based on a stack of frames), the 3D orbital tracking allows to localize and follow with a high spatial (10 nm accuracy) and temporal resolution (50 Hz frequency response) the 3D displacement of a moving fluorescent particle on length-scales of hundreds of microns2. The method is based on a feedback algorithm that controls the hardware of a two-photon laser scanning microscope in order to perform a circular orbit around the object to be tracked: the feedback mechanism will maintain the fluorescent object in the center by controlling the displacement of the scanning beam3-5. To demonstrate the advantages of this technique, we followed a fast moving organelle, the lysosome, within a living cell6,7. Cells were plated according to standard protocols, and stained using a commercially lysosome dye. We discuss briefly the hardware configuration and in more detail the control software, to perform a 3D orbital tracking experiment inside living cells. We discuss in detail the parameters required in order to control the scanning microscope and enable the motion of the beam in a closed orbit around the particle. We conclude by demonstrating how this method can be effectively used to track the fast motion of a labeled lysosome along microtubules in 3D within a live cell. Lysosomes can move with speeds in the range of 0.4-0.5 &#181;m/sec, typically displaying a directed motion along the microtubule network8.

In this video protocol we track - at high speed and in three dimensions - fluorescently labeled lysosomes within living cells, using the orbital tracking method in a modified two-photon microscope.

3D تتبع المداري في التعديل المجهر ثنائي الفوتون: دراسة تطبيقية على تتبع من بين الخلايا الحويصلات

The objective of this video protocol is to discuss how to perform and analyze a three-dimensional fluorescent orbital particle tracking experiment using a ...

From Fast Fluorescence Imaging to Molecular Diffusion Law on Live Cell Membranes in a Commercial Microscope

It has become increasingly evident that the spatial distribution and the motion of membrane components like lipids and proteins are key factors in the regulation of many cellular functions. However, due to the fast dynamics and the tiny structures involved, a very high spatio-temporal resolution is required to catch the real behavior of molecules. Here we present the experimental protocol for studying the dynamics of fluorescently-labeled plasma-membrane proteins and lipids in live cells with high spatiotemporal resolution. Notably, this approach doesn&#8217;t need to track each molecule, but it calculates population behavior using all molecules in a given region of the membrane. The starting point is a fast imaging of a given region on the membrane. Afterwards, a complete spatio-temporal autocorrelation function is calculated correlating acquired images at increasing time delays, for example each 2, 3, n repetitions. It is possible to demonstrate that the width of the peak of the spatial autocorrelation function increases at increasing time delay as a function of particle movement due to diffusion. Therefore, fitting of the series of autocorrelation functions enables to extract the actual protein mean square displacement from imaging (iMSD), here presented in the form of apparent diffusivity vs average displacement. This yields a quantitative view of the average dynamics of single molecules with nanometer accuracy. By using a GFP-tagged variant of the Transferrin Receptor (TfR) and an ATTO488 labeled 1-palmitoyl-2-hydroxy-sn-glycero-3-phosphoethanolamine (PPE) it is possible to observe the spatiotemporal regulation of protein and lipid diffusion on &#181;m-sized membrane regions in the micro-to-milli-second time range.

Spatial distribution and temporal dynamics of plasma membrane proteins and lipids is a hot topic in biology. Here this issue is addressed by a spatio-temporal image fluctuation analysis that provides conceptually the same physical quantities of single particle tracking, but it uses small molecular labels and standard microscopy setups.

من السريع إلى التصوير الإسفار الجزيئية قانون إنتشار على أغشية الخلايا الحية في المجهر التجاري

It has become increasingly evident that the spatial distribution and the motion of membrane components like lipids and proteins are key factors in the ...

Conducting Multiple Imaging Modes with One Fluorescence Microscope

Fluorescence microscopy is a powerful tool to detect biological molecules in situ and monitor their dynamics and interactions in real-time. In addition to conventional epi-fluorescence microscopy, various imaging techniques have been developed to achieve specific experimental goals. Some of the widely used techniques include single-molecule fluorescence resonance energy transfer (smFRET), which can report conformational changes and molecular interactions with angstrom resolution, and single-molecule detection-based super-resolution (SR) imaging, which can enhance the spatial resolution approximately ten&#160;to twentyfold compared to diffraction-limited microscopy. Here we present a customer-designed integrated system, which merges multiple imaging methods in one microscope, including conventional epi-fluorescent imaging, single-molecule detection-based SR imaging, and multi-color single-molecule detection, including smFRET imaging. Different imaging methods can be achieved easily and reproducibly by switching optical elements. This set-up is easy to adopt by any research laboratory in biological sciences with a need for routine and diverse imaging experiments at a reduced cost and space relative to building separate microscopes for individual purposes.

Here we present a practical guide of building an integrated microscopy system, which merges conventional epi-fluorescent imaging, single-molecule detection-based super-resolution imaging, and multi-color single-molecule detection, including single-molecule fluorescence resonance energy transfer imaging, into one set-up in a cost-efficient way.

إجراء وسائط تصوير متعددة مع واحد Fluorescence المجهر

Fluorescence microscopy is a powerful tool to detect biological molecules in situ and monitor their dynamics and interactions in real-time. In addition to ...

Visualizing Adhesion Formation in Cells by Means of Advanced Spinning Disk-Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy

In living cells, processes such as adhesion formation involve extensive structural changes in the plasma membrane and the cell interior. In order to visualize these highly dynamic events, two complementary light microscopy techniques that allow fast imaging of live samples were combined: spinning disk microscopy (SD) for fast and high-resolution volume recording and total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy for precise localization and visualization of the plasma membrane. A comprehensive and complete imaging protocol will be shown for guiding through sample preparation, microscope calibration, image formation and acquisition, resulting in multi-color SD-TIRF live imaging series with high spatio-temporal resolution. All necessary image post-processing steps to generate multi-dimensional live imaging datasets, i.e. registration and combination of the individual channels, are provided in a self-written macro for the open source software ImageJ. The imaging of fluorescent proteins during initiation and maturation of adhesion complexes, as well as the formation of the actin cytoskeletal network, was used as a proof of principle for this novel approach. The combination of high resolution 3D microscopy and TIRF provided a detailed description of these complex processes within the cellular environment and, at the same time, precise localization of the membrane-associated molecules detected with a high signal-to-background ratio.

An advanced microscope that permit fast and high-resolution imaging of both, the isolated plasma membrane and the surrounding intracellular volume, will be presented. The integration of spinning disk and total internal reflection fluorescence microscopy in one setup allows live imaging experiments at high acquisition rates up to 3.5 s per image stack.

تصور تشكيل الالتصاق في الخلايا من خلال متقدم الغزل مجهرية Fluorescence انعكاس الداخلية القرص--المجموع

In living cells, processes such as adhesion formation involve extensive structural changes in the plasma membrane and the cell interior. In order to ...

Using Nanoplasmon-Enhanced Scattering and Low-Magnification Microscope Imaging to Quantify Tumor-Derived Exosomes

Infected or malignant cells frequently secrete more exosomes, leading to elevated levels of disease-associated exosomes in the circulation. These exosomes have the potential to serve as biomarkers for disease diagnosis and to monitor disease progression and treatment response. However, most exosome analysis procedures require exosome isolation and purification steps, which are usually time-consuming and labor-intensive, and thus of limited utility in clinical settings. This report describes a rapid procedure to analyze specific biomarkers on the outer membrane of exosomes without requiring separate isolation and purification steps. In this method, exosomes are captured on the surface of a slide by exosome-specific antibodies and then hybridized with nanoparticle-conjugated antibody probes specific to a disease. After hybridization, the abundance of the target exosome population is determined by analyzing low-magnification dark-field microscope (LMDFM) images of the bound nanoparticles. This approach can be easily adopted for research and clinical use to analyze membrane-associated exosome biomarkers linked to disease.

Clinical translation of exosome-derived biomarkers for diseased and malignant cells is hindered by the lack of rapid and accurate quantification methods. This report describes the use of low-magnification dark-field microscope images to quantify specific exosome subtypes in small volume serum or plasma samples.

باستخدام نانوبلازمون-تعزيز تشتت والتصوير المجهر منخفضه التكبير لقياس الأورام المشتقة من الورم

Infected or malignant cells frequently secrete more exosomes, leading to elevated levels of disease-associated exosomes in the circulation. These exosomes ...

Contrast-Enhanced Subharmonic Aided Pressure Estimation (SHAPE) Using Ultrasound Imaging with a Focus on Identifying Portal Hypertension

Noninvasive, accurate measurement of pressures within the human body has long been an important but elusive clinical goal. Contrast agents for ultrasound imaging are gas-filled, encapsulated microbubbles (diameter &#60; 10 &#956;m) that traverse the entire vasculature and enhance signals by up to 30 dB. These microbubbles also produce nonlinear oscillations at frequencies ranging from the subharmonic (half of the transmit frequency) to higher harmonics. The subharmonic amplitude has an inverse linear relationship with the ambient hydrostatic pressure. Here an ultrasound system capable of performing real-time, subharmonic aided pressure estimation (SHAPE) is presented. During ultrasound contrast agent infusion, an algorithm for optimizing acoustic outputs is activated. Following this calibration, subharmonic microbubble signals (i.e., SHAPE) have the highest sensitivity to pressure changes and can be used to noninvasively quantify pressure. The utility of the SHAPE procedure for identifying portal hypertension in the liver is the emphasis here, but the technique has applicability across many clinical scenarios.

Contrast-Enhanced Subharmonic Aided Pressure Estimation SHAPE Using Ultrasound Imaging with a Focus on Identifying Portal Hypertension

A protocol for noninvasively estimating ambient pressures utilizing subharmonic ultrasound imaging of infused contrast microbubbles (following appropriate calibration) is described with examples from human patients with chronic liver disease.

تقدير الضغط بمساعدة دون التوافقي المعزز بالتباين (SHAPE) باستخدام التصوير بالموجات فوق الصوتية مع التركيز على تحديد ارتفاع ضغط الدم البابي

Noninvasive, accurate measurement of pressures within the human body has long been an important but elusive clinical goal. Contrast agents for ultrasound ...