الكتاب أشكر العديد من موظفي وكالة حماية البيئة التي جعلت رصد أجريت خلال ICR والمساهمات UCMR3 ممكن، والمحققين القيادي التالية من دراسات أخرى ذكرت وكالة حماية البيئة: دانيال Dahling، ألفريد دوفور، أندري إيغوروف، سوزان Glassmeyer، Asja Korajkic، ريتشارد ليبرمان، روبرت Safferman، وتيم وايد. وشانون غريفين ومايكل وير لمراجعة ناقدة هذه المخطوطة. الكتاب أشكر الأشغال المائية الهندي هيل لاستخدام واحد من المنازل مضخة لإثبات جمع العينات. وعلى الرغم من مراجعة هذا العمل من قبل وكالة حماية البيئة وافق للنشر، قد لا تعكس بالضرورة سياسة الوكالة الرسمية. لا يشكل ذكر أسماء تجارية أو منتجات تجارية تأييد أو توصية للاستخدام.

1. إجراءات أولية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجميع جهاز مرشح القياسية كما هو مبين في الشكل (1) تتكون من وحدة المدخول، وحدة سكنية خرطوشة، ووحدة التفريغ كما هو موضح في المواد التكميلية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> معايرة تدفق متر / عدادا في معدلات تدفق المستخدمة لأخذ العينات قبل أول استخدام. تحقق من معايرة بعد أول استخدام وشهر ثم بعد واحد من الاستخدام. إذا تم تغيير معايرة معدل التدفق بعد إما أول استخدام أو بعد الشهر الأول من الاستخدام، وتحديد التردد لاجراء فحوص المعايرة كما هو موضح في المواد التكميلية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توصيل وحدة التفريغ إلى وحدة كمية ثم قم بتوصيل وحدة كمية إلى الصنبور. ضبط تدفق متر / عدادا لقراءة معدل التدفق. بدوره على الصنبور تماما ثم ضبط معدل تدفق إلى 10 لتر / دقيقة باستخدام صمام البرونزية العالم. وبمجرد أن معدل تدفق مستقر عند 10 لتر / دقيقة، إعادة تدفق متر / عدادا لقراءة الحجم الإجمالي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع خارجدعونا من وحدة التفريغ إلى 4 L أو أكبر تخرج اسطوانة وإعادة تعيين في وقت واحد عدادا إلى الصفر. قياس القراءة عدادا عند علامة 4-L والوقت اللازم للوصول إلى علامة 4 L على الاسطوانة. تغيير تدفق متر / عدادا الإعداد مرة أخرى إلى معدل التدفق. ملاحظة: إذا كان معدل تدفق انخفضت إلى أقل من 9.95 L أو زادت إلى أكثر من 10.05 L بعد الانتهاء من الخطوة 1.2.2، والانتظار حتى معدل التدفق غير مستقرة وتكرار الخطوة 1.2.2. سوف متر معايرة بشكل صحيح وصول إلى علامة 4 L على اسطوانة تخرج في 24 ± 1 ثانية مع قراءة عدادا من 4.0 ± 0.04 L. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا كانت القراءة عدادا أقل من 3.96 أو أكثر من 4.04 L، وحساب معامل التصحيح اللازمة لضبط الفرق ملاحظتها. على سبيل المثال، إذا كان تدفق متر / عدادا يقرأ 3.9 L عند علامة 4 L على الاسطوانة، فإن معامل التصحيح يكون 1.026 (4 ÷ 3.9). وبالتالي إذا كان حجم المطلوب من عينة الحقل 300 L، جمع حجم وفقا صوينبغي أن يكون eading على تدفق متر / عدادا 300 ÷ 1.026 = 292.4 L. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعقيم جهاز مرشح القياسية وتهيئته لجمع العينات. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعقيم تناول وخرطوشة وحدات سكنية مع 0.525٪ هيبوكلوريت الصوديوم لمدة 30 دقيقة على الأقل قبل كل استعمال عن طريق غمر إما بشكل كامل وحدات في الحلول أو من خلال تعميم هيبوكلوريت الصوديوم على الرغم من أن وحدات باستخدام مضخة. شطف مع وحدات درهم معقم 2 O ثم dechlorinate في محلول يحتوي على 50 مل من 1 M ثيوسلفات الصوديوم لكل لتر من الماء الصف كاشف معقم لمدة 5 دقائق. تغطية وحدة جهاز أخذ العينات مرشح تنتهي مع معقم رقائق الألومنيوم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة عامل تصفية خرطوشة كهربي إلى وحدة سكنية خرطوشة جو معقم و مطهر. ملاحظة: احرص على ضمان يجلس هذا المرشح خرطوشة بشكل صحيح في العلب. صحيح سوف المرشحات يجلس لا تسرب وسوف مرشح لن تتحرك داخل السكن عندما اهتزت. وحشيات على ا ف بroperly مرشح يجلس سيكون المسافات البادئة مرئية تظهر فيها الاتصالات مرشح لهم. ينبغي دائما أن يتم التحقق من جوانات لالمسافات البادئة مباشرة بعد إزالة عامل التصفية من السكن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تسجيل عدد عينة فريدة من نوعها على ورقة بيانات عينة (انظر المواد التكميلية للحصول على مثال) ومن ثم اتخاذ أو شحن جهاز أخذ العينات مرشح ورقة بيانات عينة للفرد الذي سيتم جمع عينة الحقل، جنبا إلى جنب مع أي التوجيهات اللازمة بخصوص عينة جمع (على سبيل المثال، حجم العينة، والموقع وأخذ العينات، الخ). </li></ol></li></ol> 2. إعداد لجمع العينات في الموقع أخذ العينات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل اليدين عند وصوله إلى الموقع جمع وارتداء القفازات الجراحية لتقليل احتمال تلوث العينة. لا نجمع عينات إذا تعاني من أعراض معوية أو الجهاز التنفسي. تغيير القفازات في كثير من الأحيان، وخاصة بعد لمس صنابير المياه وغيرها من البنود التي قد يكون تابعaminated. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سجل عينة ذات الصلة تتبع المعلومات على ورقة بيانات العينة. المعلومات ذات الصلة وتشمل الموقع وتحديد العينة، اسم العينات والنماذج والمعدات والأرقام التسلسلية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بدوره على صنبور الماء لمدة 2-3 دقيقة لمسح أي الحطام الذي استقر في السطر. إذا لزم الأمر، واستخدام خرطوم حديقة أو أنابيب للوصول إلى هجرة خلال هذه الخطوة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا تم توصيل وحدات جهاز أخذ العينات، وقطع لهم وحماية نهايات مفتوحة وحدة سكنية خرطوشة مع احباط العقيمة. ربط الوحدة التفريغ إلى وحدة الإدخال وثم ربط كل من صنبور الماء. قم بتوصيل خرطوم حديقة على نهاية وحدة التفريغ ووضع نهاية خالية في حاوية البولي بروبلين 1 L. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بدوره على الصنبور وتمرير لا يقل عن 75 L من الماء لأخذ عينات من خلال الجهاز. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قياس وتسجيل المعلمات نوعية المياه خلال الفترة دافق على المياه التي تصب في البولي بروبلين الحاويات من الكلور RESIDالسياقية، ودرجة الحموضة، ودرجة الحرارة، والتعكر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد إيقاف تشغيل المياه في الصنبور، افصل وحدة التفريغ من وحدة المدخول، ثم قم بتوصيل وحدة سكنية خرطوشة إلى منفذ وحدة كمية وحدة التفريغ إلى منفذ وحدة سكنية خرطوشة. إعادة تعيين عدادا القراءة إلى الصفر. </li></ol></li></ol> 3. حقل جمع العينات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تسجيل قراءة العداد الأولية جنبا إلى جنب مع التاريخ والوقت ثم قم بفتح صنبور الماء ببطء. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكد من أن السكن خرطوشة هو في وضع مستقيم، وأنه يملأ تماما مع المياه. بعض العلب لديها زر تنفيس التي يمكن الضغط لطرد الهواء من المساكن أثناء عملية التعبئة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فتح الصنبور تماما. ضبط معدل تدفق إلى 10 لتر / دقيقة باستخدام صمام البرونزية العالم ومن ثم تسجيل معدل التدفق الأولي. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تمرير 300 L من المياه السطحية أو 1،500 إلى 1،800 لتر من المياه الجوفية من خلال جهاز باستخدامقراءات عدادا (كما تعديلها، إذا لزم الأمر). إذا كان انسداد فلتر قبل الكمية المطلوبة يتم التوصل إلى وتم جمع أكثر من نصف حجم، واستخدام وحدة سكنية مرشح الثانية لجمع العينة المتبقية، إذا كان متوفرا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مراقبة معدل التدفق مع اقتراب حجم العينة نهاية فترة أخذ العينات ومن ثم إيقاف تدفق المياه في عينة الصنبور. تسجيل معدل التدفق النهائي والتاريخ والوقت من اليوم، القراءة عدادا النهائية، وإجمالي حجم العينة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> افصل جهاز أخذ العينات مرشح من الصنبور. افصل وحدة سكنية خرطوشة من وحدات أخرى. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحويل السكن فلتر (ق) رأسا على عقب والسماح المياه الزائدة لتتدفق حتى لا مزيد من المياه سوف تستنزف من كل من مدخل ومخرج الموانئ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحويل السكن تستقيم وتغطية يربط سريعة على كل نهاية عقيمة مع رقائق الألومنيوم. وضع الإسكان في واحدة أو أكثر من أكياس البلاستيك قابل للغلق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استنزاف المياه من تناول ودوحدات ischarge. وضع وحدات في واحدة أو أكثر من أكياس البلاستيك قابل للغلق. </li></ol></li></ol> 4. الشحن من العينات الميدانية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع وحدات جهاز أخذ العينات مرشح إلى التخزين والنقل معزول برودة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة كمادات الثلج المجمدة أو مكعبات الثلج نقرا مزدوجا حصل لتخزين ونقل مبرد لضمان أن العينة لا تزال بين 1-10 درجة مئوية أثناء الشحن. وينبغي أن يكون اثنين كبير أو 6-8 كمادات الثلج الصغيرة كافية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع جهاز تسجيل درجة الحرارة في التخزين معزول والصدر النقل في موقع دون اتصال لكمادات الثلج أو أكياس الثلج. ملاحظة: الجهاز درجة حرارة تسجيل اختياري إذا المختبر التحليلي سيتم استخدام مقياس الحرارة بالأشعة تحت الحمراء المرئية لقياس درجة حرارة الإسكان خرطوشة فور وصوله وفتح الحاوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ملء أي مساحة الفراغ مع مواد التعبئة وثم ضع ورقة بيانات عينة، محمية في كيس من البلاستيك قابل للغلق، على رمرجع سابق. إغلاق تخزين معزول والصدر النقل وشريط لمنع أي تسرب للمياه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل أو شحن العينة إلى المختبر التحليلي. تأكد من أن عينة تصل في المختبر التحليلي في موعد لا يتجاوز 24 ساعة بعد بدء جمع العينات الميدانية (أي الوقت سجلت في خطوة 3.1). </li></ol>

<ol>
	<li>Katayama, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=One-year+monthly+quantitative+survey+of+noroviruses,+enteroviruses,+and+adenoviruses+in+wastewater+collected+from+six+plants+in+Japan.">One-year monthly quantitative survey of noroviruses, enteroviruses, and adenoviruses in wastewater collected from six plants in Japan.</a> Water Res. 42 (6-7), 1441-1448 (2008).</li><li>La Rosa, G., Pourshaban, M., Iaconelli, M., Muscillo, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+real-time+PCR+of+enteric+viruses+in+influent+and+effluent+samples+from+wastewater+treatment+plants+in+Italy.">Quantitative real-time PCR of enteric viruses in influent and effluent samples from wastewater treatment plants in Italy.</a> Annali Dell Istituto Superiore Di Sanita. 46 (3), 266-273 (2010).</li><li>Sedmak, G., Bina, D., MacDonald, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+an+enterovirus+sewage+surveillance+system+by+comparison+of+clinical+isolates+with+sewage+isolates+from+milwaukee,+wisconsin,+collected+august+1994+to+december+2002.">Assessment of an enterovirus sewage surveillance system by comparison of clinical isolates with sewage isolates from milwaukee, wisconsin, collected august 1994 to december 2002.</a> Appl. Environ. Microbiol. 69 (12), 7181-7187 (1994).</li><li>Berg, H., Lodder, W., van der Poel, W., Vennema, H., de Roda Husman, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+diversity+of+noroviruses+in+raw+and+treated+sewage+water.">Genetic diversity of noroviruses in raw and treated sewage water.</a> Res Microbiol. 156 (4), 532-540 (2005).</li><li>Haramoto, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Seasonal+profiles+of+human+noroviruses+and+indicator+bacteria+in+a+wastewater+treatment+plant+in+Tokyo,+Japan.">Seasonal profiles of human noroviruses and indicator bacteria in a wastewater treatment plant in Tokyo, Japan.</a> Water Sci Technol. 54 (11-12), 301-308 (2006).</li><li>Denis-Mize, K., Fout, G. S., Dahling, D. R., Francy, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+human+enteric+viruses+in+stream+water+with+RT-PCR+and+cell+culture.">Detection of human enteric viruses in stream water with RT-PCR and cell culture.</a> J Water Health. 2 (1), 37-47 (2004).</li><li>Hamza, I. A., Jurzik, L., Stang, A., Sure, K., Uberla, K., Wilhelm, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+human+viruses+in+rivers+of+a+densly-populated+area+in+Germany+using+a+virus+adsorption+elution+method+optimized+for+PCR+analyses.">Detection of human viruses in rivers of a densly-populated area in Germany using a virus adsorption elution method optimized for PCR analyses.</a> Water Res. 43 (10), 2657-2668 (2009).</li><li>Lieberman, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Microbial monitoring of vulnerable public groundwater supplies. , (2002).</li><li>Parshionikar, S. U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Waterborne+outbreak+of+gastroenteritis+associated+with+a+norovirus.">Waterborne outbreak of gastroenteritis associated with a norovirus.</a> Appl. Environ. Microbiol. 69 (9), 5263-5268 (2003).</li><li>Hewitt, J., Bell, D., Simmons, G. C., Rivera-Aban, M., Wolf, S., Greening, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gastroenteritis+outbreak+caused+by+waterborne+norovirus+at+a+New+Zealand+ski+resort.">Gastroenteritis outbreak caused by waterborne norovirus at a New Zealand ski resort.</a> Appl. Environ. Microbiol. 73 (24), 7853-7857 (2007).</li><li>Shaw, S., Regli, S., Chen, J., Maguire, M. J., McLain, J. L., Odolensky, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Virus+occurrence+and+health+risks+in+drinking+water.">Virus occurrence and health risks in drinking water.</a> Information Collection Rule Data Analysis. , 437-462 (2002).</li><li>Sobsey, M. D., Wallis, C., Henderson, M., Melnick, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Concentration+of+Enteroviruses+from+Large+Volumes+of+Water.">Concentration of Enteroviruses from Large Volumes of Water.</a> Appl Microbiol. 26 (4), 529-534 (1973).</li><li>Hill, W. F., Akin, E. W., Benton, W. H., Metcalf, T. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Virus+in+water.+II.+Evaluation+of+membrane+cartridge+filters+for+recovering+low+multiplicities+of+poliovirus+from+water.">Virus in water. II. Evaluation of membrane cartridge filters for recovering low multiplicities of poliovirus from water.</a> Appl Microbiol. 23 (5), 880-888 (1972).</li><li>USEPA. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=40+CFR+Part+141+National+Primary+Drinking+Water+Regulations:+Monitoring+Requirements+for+Public+Drinking+Water+Supplies;+Final+Rule.">40 CFR Part 141 National Primary Drinking Water Regulations: Monitoring Requirements for Public Drinking Water Supplies; Final Rule.</a> Federal Register. 61 (94), 141 (1996).</li><li>Pang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microbial+removal+rates+in+subsurface+media+estimated+from+published+studies+of+field+experiments+and+large+intact+soil+cores.">Microbial removal rates in subsurface media estimated from published studies of field experiments and large intact soil cores.</a> J Environ Qual. 38 (4), 1531-1559 (2009).</li><li>Johnson, T. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Viruses+and+Bacteria+in+Karst+and+Fractured+Rock+Aquifers+in+East.">Viruses and Bacteria in Karst and Fractured Rock Aquifers in East.</a> Ground Water. 49 (1), 98-110 (2011).</li><li>Fout, G. S., Schaefer, F. W., Messer, J. W., Dahling, D. R., Stetler, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> ICR Microbial Laboratory Manual. , (1996).</li><li>Fout, G. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Method 1615: Measurement of enterovirus and norovirus occurrence in water by culture and RT-qPCR. , 1-91 (2012).</li><li>Borchardt, M. A., Spencer, S. K., Kieke, B. A., Lambertini, E., Loge, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Viruses+in+nondisinfected+drinking+water+from+municipal+wells+and+community+incidence+of+acute+gastrointestinal+illness.">Viruses in nondisinfected drinking water from municipal wells and community incidence of acute gastrointestinal illness.</a> Environ Health Perspect. 120 (9), 1272-1279 (2012).</li><li>Francy, D. S., Bushon, R. N., Stopar, J., Luzano, E. J., Fout, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Scientific+Investigations+Report+2004-5219,+U.S.+Geological+Survey.">Scientific Investigations Report 2004-5219, U.S. Geological Survey.</a> Environmental factors and chemical and microbiological water-quality constituents related to the presence of enteric viruses in ground water from small public water supplies in southeastern Michigan. , 1-54 (2004).</li><li>Regli, S., Rose, J. B., Haas, C. N., Gerba, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+the+Risk+from+Giardia+and+Viruses+in+Drinking-Water.">Modeling the Risk from Giardia and Viruses in Drinking-Water.</a> Journal American Water Works Association. 83 (11), 76-84 (1991).</li><li>USEPA. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parts+141+and+142+Revisions+to+the+Unregulated+Contaminant+Monitoring+Regulation+(UCMR3)+for+Public+Water+Systems;+Final+Rule.">Parts 141 and 142 Revisions to the Unregulated Contaminant Monitoring Regulation (UCMR3) for Public Water Systems; Final Rule.</a> Federal Register. 77 (85), 26072-26101 (2012).</li><li>Lambertini, E., Spencer, S. K., Bertz, P. D., Loge, F. J., Kieke, B. A., Borchardt, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Concentration+of+enteroviruses,+adenoviruses,+and+noroviruses+from+drinking+water+by+use+of+glass+wool+filters.">Concentration of enteroviruses, adenoviruses, and noroviruses from drinking water by use of glass wool filters.</a> Appl. Environ. Microbiol. 74 (10), 2990-2996 (2008).</li><li>Butot, S., Le Guyader, F. S., Krol, J., Putallaz, T., Amoroso, R., Sanchez, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+various+real-time+RT-PCR+assays+for+the+detection+and+quantitation+of+human+norovirus.">Evaluation of various real-time RT-PCR assays for the detection and quantitation of human norovirus.</a> J Virol Methods. 167 (1), 90-94 (2010).</li><li>Cashdollar, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+Evaluation+of+EPA+Method+1615+for+Detection+of+Enterovirus+and+Norovirus+in+Water.">Development and Evaluation of EPA Method 1615 for Detection of Enterovirus and Norovirus in Water.</a> Appl. Environ. Microbiol. 79 (1), 215-223 (2013).</li><li>Cashdollar, J. L., Wymer, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+for+primary+concentration+of+viruses+from+water+samples:+a+review+and+meta-analysis+of+recent+studies.">Methods for primary concentration of viruses from water samples: a review and meta-analysis of recent studies.</a> J Appl Microbiol. 115 (1), 1-11 (2013).</li><li>Rhodes, E. R., Hamilton, D. W., See, M. J., Wymer, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+hollow-fiber+ultrafiltration+primary+concentration+of+pathogens+and+secondary+concentration+of+viruses+from+water.">Evaluation of hollow-fiber ultrafiltration primary concentration of pathogens and secondary concentration of viruses from water.</a> J Virol Methods. 176 (1-2), 38-45 (2011).</li><li>Katayama, H., Shimasaki, A., Ohgaki, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+virus+concentration+method+and+its+application+to+detection+of+enterovirus+and+norwalk+virus+from+coastal+seawater.">Development of a virus concentration method and its application to detection of enterovirus and norwalk virus from coastal seawater.</a> Appl. Environ. Microbiol. 68 (3), 1033-1039 (2002).</li><li>Haramoto, E., Katayama, H., Utagawa, E., Ohgaki, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recovery+of+human+norovirus+from+water+by+virus+concentration+methods.">Recovery of human norovirus from water by virus concentration methods.</a> J Virol Methods. 160 (1-2), 206-209 (2009).</li><li>Sobsey, M. D., Jones, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Concentration+of+poliovirus+from+tap+water+using+positively+charged+microporous+filters.">Concentration of poliovirus from tap water using positively charged microporous filters.</a> Appl. Environ. Microbiol. 37 (3), 588-595 (1979).</li><li>Karim, M. R., Rhodes, E. R., Brinkman, N., Wymer, L., Fout, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+electropositive+filter+for+concentrating+enteroviruses+and+noroviruses+from+large+volumes+of+water.">New electropositive filter for concentrating enteroviruses and noroviruses from large volumes of water.</a> Appl. Environ. Microbiol. 75 (8), 2393-2399 (2009).</li><li>Ko, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+electropositive+filtration+for+recovering+norovirus+in+water.">Evaluation of electropositive filtration for recovering norovirus in water.</a> J Water Health. 9 (1), 27-36 (2011).</li><li>Liu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laboratory+Evidence+of+Norwalk+Virus+Contamination+Levels+on+the+Hands+of+Infected+Individuals.">Laboratory Evidence of Norwalk Virus Contamination Levels on the Hands of Infected Individuals.</a> Appl. Environ. Microbiol. 79 (24), 7875-7881 (2013).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

وقد استخدمت أنواع مختلفة مرشح لتركيز الفيروسات من مياه البيئية على مدى 26 عاما. الأساليب الحالية توظف ultrafilters 27، والمرشحات كهربية 13،28،29، والمرشحات الصوف الزجاجي 23، والمرشحات كهربي 30. واستخدمت مرشحات كهربية على نطاق واسع لسنوات عديدة، ولكن شرط لإضافة الملح وتعديل الرقم الهيدروجيني للمياه في حقل قبل أو أثناء أخذ العينات يحد فائدتها 13. إن اختيار المرشح الأكثر عملية لأخذ العينات الحقل مرشحات كهربي. هذه الفلاتر تسمح للأخذ العينات كميات كبيرة من المياه في معدلات تدفق عالية وبدون أي تكييف للمياه. مرشحات الصوف الزجاجي هي الخيار الأقل كلفة، ولكن لديها أبطأ معدلات تدفق من المرشحات كهربي وغير متوفرة تجاريا. توفر Ultrafilters أعلى المبالغ المستردة الفيروس على نطاق واسع لنوعية المياه، ولكن المعدات اللازمة لsampliنانوغرام ليس بسهولة ميدانيا المحمولة والوقت اللازم لجمع عينات هو أطول بكثير 27. مؤخرا تم تطوير الأساليب التي شروطا مسبقة استخدام مرشحات كهربية لتجنب الحاجة إلى تعديل في الميدان، ولكن هذه قد لا تكون قابلة للتطبيق لجمع كميات كبيرة عينة 28،29. EPA أسلوب 1615 تستخدم مرشحات خرطوشة موجب الشحنة الكهربائية التي تحصل على شحنة موجبة إما من ألياف النانو أكسيد الألومنيوم أو الأمينات الرباعية. مزايا السابق على هذا الأخير هو أنه أقل تكلفة ويجمع بكفاءة الفيروس من المياه على نطاق أوسع من درجة الحموضة الطبيعية تقدر 30،31. ومع ذلك، كل خرطوشة، وكذلك مرشحات الصوف الزجاجي المستخدمة من قبل بوركهارت وزملاؤه تعطي المبالغ المستردة مماثلة من الفيروس المعوي ونوروفيروس من 23،31،32 المياه (Cashdollar، بيانات غير منشورة). توضع المرشحات خرطوشة في جهاز أخذ العينات بسيطة التي تم تصميمها لتسهيل عملية جمع العيناتوالحد من التلوث أثناء أخذ العينات. الأساليب القياسية لا تقدر بثمن عندما يتم إجراء دراسات كبيرة باستخدام المختبرات التحليلية المتعددة. EPA أسلوب 1615 على إجراءات وإرشادات لتقليل اثنين من القضايا الرئيسية جمع العينات التي يمكن أن تؤثر البيانات التي تم جمعها خلال هذه القياسية دراسات كاذبة النتائج الإيجابية الناجمة عن التلوث أثناء جمع العينات أو من مكونات جهاز تطهيرها بشكل كاف، وانسداد المسام مرشح من قبل عناصر في الماء يجري عينات. مثلما الفيروسات المعوية يمكن أن ينتشر من شخص إلى شخص وذلك بسبب عدم كفاية النظافة الصحية، ويمكن إدخال الفيروسات في عينات من أيدي سيئة غسلها أو اليدين بقفازات الملوثة 33. ومن الضروري أن العينات فهم الطرق المحتملة للتلوث واستخدام تقنية العقيم خلال أخذ العينات. يجب أن يفهموا أن أخذ العينات والقفازات وتستخدم في المقام الأول لحماية العينات من التعرض وليس إلى protect الجهاز من التلوث. يجب غسل اليدين قبل ويجب أن تؤخذ في بداية أخذ العينات والرعاية أثناء الارتداء من القفازات لمنع يد لقفاز التلوث. العينات مع التهاب المعدة والأمعاء أو الجهاز التنفسي أعراض لا يجب أن جمع العينات، كما يمكن تسليط الفيروسات المعوية أو النوروفيروس في مستويات عالية. ثانيا، يجب توخي الحذر لمنع المرحل من الفيروس من الأحداث أخذ العينات السابقة. لتقليل هذا مصدر محتمل للتلوث، تم تعديل جهاز أخذ العينات في أسلوب 1615 من أن من ICR بعدم بما في ذلك منظم الضغط والضغط متر بين مدخل وحدة سكنية خرطوشة. تمت إزالة هذه المكونات بسبب الضغوط التي لوحظت خلال أحداث أخذ العينات كانت دائما أقل من الحد الأقصى للتصنيف السكن (على سبيل المثال، 125 رطل لمدة 5 بوصة أغلفة خرطوشة)، ولأن كان من الصعب تطهير. وقد ظهرت المشكلة الأخيرة من خلال استخدام معدات التحكم فارغة في شارعudies اللاحقة لICR 6،20. الدرجة التي تتأثر البيانات ICR غير معروف، ولكن كان صغيرا على الأرجح. كان هناك اثنان فقط كاذبة عينات تقييم الأداء السلبية الإيجابية أثناء الدراسة (لا تظهر البيانات). لمزيد من خفض إمكانية التلوث المرحل، كما أنه من المستحسن أن مدخل وحدة أنابيب الاستعاضة بعد كل حدث أخذ العينات. ومن المهم بشكل خاص لضمان التطهير الكافي إذا تم استخدام الجهاز للحصول على جودة أو أداء الرقابة التي كان المصنف مع الفيروس. قبل إجراء التطهير، ينبغي قياس تركيز الكلور الحر عن أي خسارة أثناء التخزين. وبالإضافة إلى التغييرات في تكوين جهاز المذكورة أعلاه، فإنه من الضروري أن يتم تشغيل الفراغات المعدات العادية لإثبات أن التطهير فعال. طريقة 1615 الولايات التي يتعين القيام بها الفراغات المعدات التي تستخدم الأجهزة التي تم تطهيرها بعد استخدامها لضوابط للفيروسات المصنف، وبالتالي تبسيطالإجراء من خلال القضاء على الحاجة لتمرير حل للفيروسات المصنف من خلال الجهاز قبل التطهير. تم زيادة تركيز مطهر إلى 0.525٪ هيبوكلوريت لأسلوب 1615، كما يلزم هذا التركيز على حد سواء لتعطيل أي الفيروسات قابلة للحياة على المعدات وأن تتحلل الأحماض النووية. لذلك، يجب تحليل الفراغات المعدات باستخدام كل ثقافة الخلية والمقايسات QPCR. وكانت كلا النوعين من المرشحات كهربي تخضع للانسداد خلال الدراسات الواردة في الجدول 1. وهناك عدد غير معروف من العينات مع انخفاض أحجام قد يكون بسبب أخطاء أخذ العينات، مثل القراءة الخاطئة للعدادا أو توقف في وقت مبكر المتعمد لأخذ العينات لتلبية أخرى الموعد النهائي، خاصة بالنسبة للمياه مع التعكر قراءات أقل من 20 NTU. درجة انسداد تعتمد على حد سواء على نوع الفلتر ونوعية المياه المعلمات. توفر Prefilters قدرا من التحسن، ولكن إذا ما استخدمت، ينبغي معالجتها وتحليلهابشكل منفصل عن فلتر كهربي. التوصية الحالية لUCMR3 هي أن يتم جمع عينة من دون prefilters باستخدام مرشحات القائمة على ألياف نانوية أكسيد الألومنيوم اثنين إذا لا يقل عن نصف حجم يمكن جمعها باستخدام فلتر الأول.

الفيروسات المعوية الإنسان تكرار داخل الجهاز الهضمي وتنتشر من خلال الفم برازي الطريق. وغالبا ما توجد هذه الفيروسات في مياه الصرف الصحي في تركيزات عالية 1-3. ويمكن أن تستمر في نفايات مياه المجارير 4،5، وفي سطح 6،7، 8-10 الأرض، وتعامل شرب المياه 11. عندما تكون موجودة، وتركيز الفيروس في المياه البيئية في الولايات المتحدة هو عادة منخفضة جدا لقياس المباشر 12،13. وهذا يتطلب أن الفيروسات أن تتركز من كميات كبيرة من المياه. خلال جمع المعلومات القاعدة (ICR) الرصد التي تقوم بها وكالة حماية البيئة الأمريكية (USEPA) 14، وتركيزات فيروس من عينات إيجابية في الماء مصدر من المرافق كبيرة تراوحت البلاد ،009-19،7 الرقم الأكثر احتمالا من وحدات المعدية (MPN) / L. وكانت تركيزات متوسط ​​ومتوسط ​​العينات الإيجابية 0.03 و 0.17 MPN / L للمياه مصدر من مصادر المتدفقة، 0.01إلى 0.07 MPN / L لأولئك من البحيرات والخزانات، و0،04-0،74 MPN / L لأولئك الذين يستخدمون المياه الجوفية 11 (البيانات من قاعدة بيانات الوصول ICR Aux1 18 شهرا بتاريخ 2000/4/25). وتراوحت تركيزات فيروس من عينات إيجابية من دراسة USEPA من المياه الجوفية وطنية ،009-2،12 الوحدات المعدية / L مع الوسيط وتركيزات متوسط ​​0.13 و 0.29 وحدة المعدية / L 8. وكان تركيز الفيروس في عينات المياه الجوفية إيجابية أعلى من تلك الموجودة في الجداول المتدفقة. الحصول على معظم المرافق باستخدام المياه الجوفية في هذه الدراسات المياه من طبقات المياه الجوفية الواقعة في المناطق الكارستية. هذه، جنبا إلى جنب مع تلك التي تقع في الحجر الجيري والبلورية من المرجح أن يكون تركيزات أعلى من الفيروس في مواقع أخرى 8،15،16 الإعدادات (بكسر حجر الأساس). طرق فيروس USEPA تحدد حجم عينة من 200 L (ICR) إلى 300 L (الطريقة 1615) من المياه السطحية و 1،000 L (ICR) إلى 1،500 L (الطريقة 1615) من المياه الجوفية 17،18. ولكن، حتى مع استخدامأحجام عينة كبيرة، ومعظم عينات المياه السطحية والجوفية سلبية لفيروس 8،11،19،20. الفيروسات الموجودة في المياه السطحية تشكل خطرا محتملا على الصحة للمستهلكين من مياه الشرب. سطح معالجة المياه القاعدة يتطلب من جميع محطات المعالجة باستخدام المياه السطحية للحد من تركيزات الفيروس عن طريق السجل-4 على الأقل. حتى مع انخفاض سجل-4، يمكن أن تركيزات فيروس المعدية في مصدر مياه صغيرة مثل 0.0044 MPN / L يؤدي إلى إصابة واحدة يوميا على افتراض مثل هذه متوسط ​​التعرض والمعالجة الشروط والمعلمات الاستجابة للجرعة لفيروس الروتا 11،21. خطر من الفيروس في المياه الجوفية غير المعالجة يمكن أن تكون أكبر بسبب نقص العلاج وحدوث الفيروسي. بوركهارت والزملاء ويقدر أن ما يصل إلى 22٪ من التهاب المعدة والأمعاء الحاد في البالغين و 63٪ في الأطفال أقل من خمس سنوات يمكن أن تكون بسبب فيروس في مياه الشرب في المجتمعات باستخدام المياه الجوفية غير المعالجة 19. USEPA Mوقد تم تطوير ethod 1615 للكشف عن الفيروس المعوي ونوروفيروس خلال الرصد الثالث دورة اللائحة رصد ملوثات غير المنظم في (UCMR3) 22 كمواطن متابعة لنتائج بوركهارت وزملاؤه 19،23. وقد تم تصميم طريقة USEPA في المقام الأول لقياس الفيروس في النظم التي تستخدم المياه الجوفية غير المعالجة، ولكن كانت مكتوبة بشكل عام لتشمل أنواعا المصفوفة المائية الأخرى. الطريقة الجديدة هو مزيج الحفاظ على العديد من المكونات من طريقة الفيروس السابق استخدمت خلال ICR 17، إضافة إجراءات الجزيئية استنادا إلى طريقة بوركهارت وآخرون 19،23، ومجموعات التمهيدي إضافية لنوروفيروس 24. والغرض من هذه الورقة هو وصف الإجراء أخذ العينات والخطوات اللازمة للحفاظ على سلامة العينة أثناء جمع والشحن. يوصف تقييما لطريقة الشامل في Cashdollar وآخرون. 25. هذا البروتوكول يغطي collectio الحقل بسيطن من المياه السطحية والجوفية حيث مضخة وprefilter ليست ضرورية والتي لا تتطلب تعديلات لدرجة الحموضة أو وجود مطهر في الماء لأخذ عينات. يتم وصف متطلبات أكثر تعقيدا أخذ العينات في Fout وآخرون. 17،18.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="711">
	<tbody>
		<tr height="46">
			<td height="46" style="height:46px;width:215px;">Name of the reagent/Equipment</td>
			<td style="width:99px;">Company</td>
			<td style="width:129px;">Catalogue number</td>
			<td style="width:271px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">1-L polypropylene bottle</td>
			<td style="width:99px;">Nalgene</td>
			<td style="width:129px;">2104-0032</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Aluminum foil squares</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">06275-40</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Autoclave</td>
			<td style="width:99px;">Steris</td>
			<td style="width:129px;">Amsco Lab Series</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Bubble wrap</td>
			<td style="width:99px;">U.S. Plastics</td>
			<td style="width:129px;">50776</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Closable bag</td>
			<td style="width:99px;">Uline</td>
			<td style="width:129px;">S-12283</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Closable bag</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">S31798C</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Commercial ice packs</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">06345-20</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Cool safe box</td>
			<td style="width:99px;">Diversified Biotech</td>
			<td style="width:129px;">CSF-BOX</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Gauze sponge</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">22-415-469</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Graduated cylinder</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">06135-90</td>
			<td style="width:271px;">4-L or larger</td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Hype Wipe</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">14-412-56</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">iButtons temperature data logger</td>
			<td style="width:99px;">Maxim</td>
			<td style="width:129px;">DS1921G</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Insulated storage and transport chest</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">11-676-12</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Packing tape</td>
			<td style="width:99px;">U.S. Plastics</td>
			<td style="width:129px;">50083</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Portable chlorine colorimeter II test kit</td>
			<td style="width:99px;">Hach</td>
			<td style="width:129px;">5870062</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Portable pH and temperature probe</td>
			<td style="width:99px;">Omega</td>
			<td style="width:129px;">PHH-830</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Portable turbidity meter</td>
			<td style="width:99px;">Omega</td>
			<td style="width:129px;">TRB-2020-E</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">PTFE thread tape</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">08270-34</td>
			<td style="width:271px;">Use on all threaded connections</td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Pump, Centrifugal Magnetic Drive</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">72010-20</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Reduction nipple</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">06349-87</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Sodium hypochlorite (NaClO)</td>
			<td style="width:99px;"></td>
			<td style="width:129px;"></td>
			<td style="width:271px;">Use locally available household bleach</td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Sodium thiosulfate (Na2S2O3)</td>
			<td style="width:99px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:129px;">217247</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Surgical gloves</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">19-058-800</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Waterproof marker</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">22-290546</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;"></td>
			<td style="width:99px;"></td>
			<td style="width:129px;"></td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:215px;">Media</td>
			<td style="width:99px;">Composition</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="299">
			<td height="299" style="height:299px;width:215px;">0.525% sodium hypochlorite (NaClO)</td>
			<td style="width:99px;">Prepare a 0.525% NaClO solution by diluting household bleach 1:10 in dH2O.&#160; Store 0.525% NaClO solutions for up to 1 week at room temperature.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="240">
			<td height="240" style="height:240px;width:215px;">1 M sodium thiosulfate (Na2S2O3) pentahydrate</td>
			<td style="width:99px;">Prepare a 1 M solution by dissolving 248.2 g of Na2S2O3 in 1 L of dH2O.&#160; Store sodium thiosulfate for up to 6 months at room temperature.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

epa method 1615. measurement of enterovirus and norovirus occurrence in water by culture and rt-qpcr. i. collection of virus samples

EPA Method 1615 was developed with a goal of providing a standard method for measuring enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. The standardized sampling component of the method concentrates viruses that may be present in water by passage of a minimum specified volume of water through an electropositive cartridge filter. The minimum specified volumes for surface and finished/ground water are 300 L and 1,500 L, respectively. A major method limitation is the tendency for the filters to clog before meeting the sample volume requirement. Studies using two different, but equivalent, cartridge filter options showed that filter clogging was a problem with 10% of the samples with one of the filter types compared to 6% with the other filter type. Clogging tends to increase with turbidity, but cannot be predicted based on turbidity measurements only. From a cost standpoint one of the filter options is preferable over the other, but the water quality and experience with the water system to be sampled should be taken into consideration in making filter selections.

مرشح انسداد مشكلة الرئيسية المحتملة التي يمكن أن يواجهها مع أسلوب 1615. يقلل انسداد معدل تدفق المياه من خلال مرشح. في بعض الحالات وهذا يمكن التغلب عليها عن طريق فتح صمام العالم للسماح بمزيد من التدفق. وفي حالات أخرى سوف تصبح انسداد الفلتر تماما قبل اجتاز حجم المطلوب من خلال ذلك. ويبين الجدول 1 النسبة المئوية للعينات مع انخفاض أحجام بوصفها وظيفة من نوع فلتر، نوع المياه، والتعكر. حدث انسداد مع كل من المياه الجوفية والمياه السطحية العينات، مع مرشح القائمة على ألياف نانوية أكسيد الألومنيوم تفوق مرشح رباعي القائم على أمين لعينات المياه الجوفية في حين كان العكس هو الحال بالنسبة لعينات المياه السطحية. وعموما، كانت 6٪ من العينات التي تم جمعها باستخدام فلتر مقرها أمين-رباعي نقص في حجم حين فشلت 10٪ من العينات التي تم جمعها مع مرشحات تستند ألياف نانوية أكسيد الألومنيوم لتلبية الحد الأدنى المحدد الحجم المطلوب وذلك بسبب انسداد. في أجناسل، وانسداد زاد مع التعكر، ولكن تساهم عدد من مكونات مختلفة لالعكارة وبعض هذه لا تؤدي إلى انسداد. على سبيل المثال، اقتصرت 43٪ من جميع الأحداث التي تحدث انسداد أثناء الدراسة ICR لأنظمة الأنهار اثنين (لا تظهر البيانات). خلال ICR كان الحد الأدنى للحجم المستهدف للمياه السطحية 200 L. وكان متوسط ​​حجم جمعها أثناء الدراسة 217 ± 32 L مع حجم متوسط ​​208 L (البيانات من قاعدة البيانات وصول 18 شهرا ICR Aux1 بتاريخ 2000/04/25) . وهكذا، فإن حجم كامل يمكن جمع من مياه كثيرة حتى مع turbidities عالية. وICR المطلوبة العينات لاستخدام prefilter عندما كانت turbidities أكثر من 75 جامعة تايوان الوطنية، ولكن حتى مع وجود prefilter، و 34٪ من العينات التي تم جمعها في المياه مع turbidities أكثر من 75 NTU انسداد. طريقة 1615 توصي استخدام prefilter مع المياه أكثر من 50 NTU. ومع ذلك، منذ نشر أسلوب 1615، كانت عدة خيارات prefilter مختلفة بالإضافة إلى أن مدرجة في طريقةاختبارها. أيا من هذه أدى إلى تحسن كبير في حجم العينة (لا تظهر البيانات). <img alt="الشكل (1)" src="/files/ftp_upload/52067/52067fig1.jpg" /> الشكل 1. أجهزة تصفية قياسي. ويتكون جهاز مرشح القياسي لتناول والسكن التصفية، وحدات التفريغ (انظر المواد التكميلية للحصول على وصف كل وحدة). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52067/52067fig1large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> مجموع العينات ل </td><td> عدد المعيبة عينات ب </td><td> في المئة عينات المعيبة </td><td> التعكر (NTU) </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="200px" style="text-align:center"> المياه الجوفية باستخدام NanoCeram<html> مرشحات ج </td></tr><tr><td> 113 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> &lt;20 </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="200px" style="text-align:center"> المياه السطحية باستخدام الفلاتر NanoCeram ج </td></tr><tr><td> 83 </td><td> 12 </td><td> 14 </td><td> &lt;20 د </td></tr><tr><td> 8 </td><td> 4 </td><td> 50 </td><td> 20 - &lt;50 </td></tr><tr><td> 6 </td><td> 5 </td><td> 83 </td><td> ≥ 50 د </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="230px" style="text-align:center"> مجموع NanoCeram ج </td></tr><tr><td> 210 </td><td> 22 </td><td> 10 </td><td> ≥ 0 </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="200px" style="text-align:center"> المياه الجوفية باستخدام مرشحات 1MDS ج </td></tr><tr><td> 374 </td><td> 75 </td><td> 20 </td><td> &lt;20 </td></tr><tr>تحويلة محاذاة: مركز &quot;&gt; المياه السطحية باستخدام الفلاتر 1MDS ج </td></tr><tr><td> 2،693 </td><td> 27 </td><td> 1 ه </td><td> &lt;20 ه </td></tr><tr><td> 505 </td><td> 36 </td><td> 7 و </td><td> 20 - &lt;50 و </td></tr><tr><td> 122 </td><td> 19 </td><td> 16 ه </td><td> 50 - &lt;75 غ </td></tr><tr><td> 175 </td><td> 60 </td><td> 34 ه، و </td><td> ≥ 75 ه، و، ز </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="240px" style="text-align:center"> إجمالي 1MDS ج </td></tr><tr><td> 3،869 </td><td> 217 </td><td> 6 </td><td> ≥ 0 </td></tr></tbody></table> الجدول 1. تصفية (فلترة) القدرة على عينات من الدراسات التالية التي هي حجم البيانات وتعكر المتاحة: 1) دراسة ICR USEPA في (البيانات من الوصول ICR Aux1 قاعدة بيانات 18 شهرا بتاريخ 4/25/2000)، 2) دراسة USEPA المياه الجوفية 8، 3) USEPA لورانس وويل، MA دراسة (بيانات غير منشورة)، 4) دراسة USEPA نهر المسيسبي (بيانات غير منشورة)، 5) دراسة محطة معالجة مياه الشرب USEPA (بيانات غير منشورة)، 6) USEPA أسلوب 1615 دراسة تقييمية 25، و 7) خلال الأشهر الثلاثة الأولى من UCMR3 الرصد (بيانات غير منشورة). عينات b حيث تم جمع المرشح انسداد قبل الحد الأدنى للكمية المياه المحددة لكل دراسة. هذا كان 200 L للمياه السطحية و 1،500 L للمياه الجوفية، ولكن كان 200 L لمياه المصدر التي كانت الجوفية تحت USEPA ICR و1،893 L لدراسة المياه الجوفية وكالة حماية البيئة. ج القدرة على جمع الحد الأدنى الكامل محدد حجم يختلف بشكل كبير عن عينات جمعها باستخدام NanoCeram والمرشحات 1MDS (P = 0.002) وبين المياه السطحية والمياه الجوفية على حد سواء عموما (P &lt;0.001) ولكل نوع فلتر (P &lt;0.001) باستخدام اختبار مان ويتني الرتبة مجموع. د &amp; #8211، المجموعات غ مع نفس القيمة مرتفع تختلف اختلافا كبيرا (P &lt;0.05) وفقا لكروسكال-اليس تحليل التباين الأحادي في صفوف الاختبار ودان البشرى متعددة مقارنة الداخلي. لجميع الاختبارات الإحصائية المتغير التابع هو حجم مرت من خلال مرشح ككسر من الحد الأدنى المحدد للحجم، ولكن مع الحد الأقصى لقيمة 1.0.

Watch this Scientific Journal Video about EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. I. Collection of Virus Samples at JoVE.com

EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. I. Collection of Virus Samples

EPA Method 1615 uses an electropositive filter to concentrate enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. This manuscript describes the procedure for collecting samples for Method 1615 analyses.

EPA الطريقة 1615. قياس الفيروسة المعوية ونوروفيروس حدوثها في المياه عن طريق الثقافة وRT-QPCR. I. جمع عينات الفيروسات

EPA Method 1615 was developed with a goal of providing a standard method for measuring enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. ...

epa-method-1615-measurement-enterovirus-norovirus-occurrence-water

Research

JoVE Journal

Environment

12.0K Views.  U.S Environmental Protection Agency. EPA Method 1615 uses an electropositive filter to concentrate enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. This manuscript describes the procedure for collecting samples for Method 1615 analyses.

Video: EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. I. Collection of Virus Samples

A Small Volume Procedure for Viral Concentration from Water

Small-scale concentration of viruses (sample volumes 1-10 L, here simulated with spiked 100 ml water samples) is an efficient, cost-effective way to identify optimal parameters for virus concentration. Viruses can be concentrated from water using filtration (electropositive, electronegative, glass wool or size exclusion), followed by secondary concentration with beef extract to release viruses from filter surfaces, and finally tertiary concentration resulting in a 5-30 ml volume virus concentrate. In order to identify optimal concentration procedures, two different electropositive filters were evaluated (a glass/cellulose filter [1MDS] and a nano-alumina/glass filter [NanoCeram]), as well as different secondary concentration techniques; the celite technique where three different celite particle sizes were evaluated (fine, medium and large) followed by comparing this technique with that of the established organic flocculation method. Various elution additives were also evaluated for their ability to enhance the release of adenovirus (AdV) particles from filter surfaces. Fine particle celite recovered similar levels of AdV40 and 41 to that of the established organic flocculation method when viral spikes were added during secondary concentration. The glass/cellulose filter recovered higher levels of both, AdV40 and 41, compared to that of a nano-alumina/glass fiber filter. Although not statistically significant, the addition of 0.1% sodium polyphosphate amended beef extract eluant recovered 10% more AdV particles compared to unamended beef extract.

An approach was developed for identifying optimal viral concentration conditions for small volume water samples using spikes of human adenovirus. The techniques described here are used to identify concentration parameters for other viral targets, and applied to large-scale viral concentration experimentation.

إجراء بأحجام صغيرة للتركيز الفيروسي من المياه

Small-scale concentration of viruses (sample volumes 1-10 L, here simulated with spiked 100 ml water samples) is an efficient, cost-effective way to ...

EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. II. Total Culturable Virus Assay

A standardized method is required when national studies on virus occurrence in environmental and drinking waters utilize multiple analytical laboratories. The U.S Environmental Protection Agency&#8217;s (USEPA) Method 1615 was developed with the goal of providing such a standard for measuring Enterovirus and Norovirus in these waters. Virus is concentrated from water using an electropositive filter, eluted from the filter surface with beef extract, and then concentrated further using organic flocculation. Herein we present the protocol from Method 1615 for filter elution, secondary concentration, and measurement of total culturable viruses. A portion of the concentrated eluate from each sample is inoculated onto ten replicate flasks of Buffalo Green Monkey kidney cells. The number of flasks demonstrating cytopathic effects is used to quantify the most probable number (MPN) of infectious units per liter. The method uses a number of quality controls to increase data quality and to reduce interlaboratory and intralaboratory variation. Laboratories must meet defined performance standards. Method 1615 was evaluated by examining virus recovery from reagent-grade and ground waters seeded with Sabin poliovirus type 3. Mean poliovirus recoveries with the total culturable assay were 111% in reagent grade water and 58% in groundwaters.

Here we present a procedure to measure total culturable viruses using the Buffalo Green Monkey kidney cell line. The procedure provides a standardized tool for measuring the occurrence of infectious viruses in environmental and drinking waters.

وكالة حماية البيئة الطريقة 1615. قياس الفيروسة المعوية وقوع نوروفيروس في المياه عن طريق الثقافة وRT-QPCR. II. مجموع زروع الفحص الفيروسات

A standardized method is required when national studies on virus occurrence in environmental and drinking waters utilize multiple analytical laboratories. ...

EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. Part III. Virus Detection by RT-qPCR

EPA Method 1615 measures enteroviruses and noroviruses present in environmental and drinking waters. This method was developed with the goal of having a standardized method for use in multiple analytical laboratories during monitoring period 3 of the Unregulated Contaminant Monitoring Rule. Herein we present the protocol for extraction of viral ribonucleic acid (RNA) from water sample concentrates and for quantitatively measuring enterovirus and norovirus concentrations using reverse transcription-quantitative PCR (RT-qPCR). Virus concentrations for the molecular assay are calculated in terms of genomic copies of viral RNA per liter based upon a standard curve. The method uses a number of quality controls to increase data quality and to reduce interlaboratory and intralaboratory variation. The method has been evaluated by examining virus recovery from ground and reagent grade waters seeded with poliovirus type 3 and murine norovirus as a surrogate for human noroviruses. Mean poliovirus recoveries were 20% in groundwaters and 44% in reagent grade water. Mean murine norovirus recoveries with the RT-qPCR assay were 30% in groundwaters and 4% in reagent grade water.

Here we present a procedure to quantify enterovirus and norovirus in environmental and drinking waters using reverse transcription-quantitative PCR. Mean virus recovery from groundwater with this standardized procedure from EPA Method 1615 was 20% for poliovirus and 30% for murine norovirus.

EPA الطريقة 1615. قياس الفيروسة المعوية ونوروفيروس التواجد في المياه عن طريق الثقافة وRT-QPCR. الجزء الثالث. كشف الفيروس عن طريق RT-QPCR

EPA Method 1615 measures enteroviruses and noroviruses present in environmental and drinking waters. This method was developed with the goal of having a ...

Automated Gel Size Selection to Improve the Quality of Next-generation Sequencing Libraries Prepared from Environmental Water Samples

Next-generation sequencing of environmental samples can be challenging because of the variable DNA quantity and quality in these samples. High quality DNA libraries are needed for optimal results from next-generation sequencing. Environmental samples such as water may have low quality and quantities of DNA as well as contaminants that co-precipitate with DNA. The mechanical and enzymatic processes involved in extraction and library preparation may further damage the DNA. Gel size selection enables purification and recovery of DNA fragments of a defined size for sequencing applications. Nevertheless, this task is one of the most time-consuming steps in the DNA library preparation workflow. The protocol described here enables complete automation of agarose gel loading, electrophoretic analysis, and recovery of targeted DNA fragments. 
In this study, we describe a high-throughput approach to prepare high quality DNA libraries from freshwater samples that can be applied also to other environmental samples. We used an indirect approach to concentrate bacterial cells from environmental freshwater samples; DNA was extracted using a commercially available DNA extraction kit, and DNA libraries were prepared using a commercial transposon-based protocol. DNA fragments of 500 to 800 bp were gel size selected using Ranger Technology, an automated electrophoresis workstation. Sequencing of the size-selected DNA libraries demonstrated significant improvements to read length and quality of the sequencing reads.

This manuscript describes an automated gel size selection approach for purifying DNA fragments for next-generation sequencing. The Ranger Technology provides complete automation of the entire process of agarose gel loading, electrophoretic analysis, and recovery of targeted DNA fragments allowing for high-throughput and high quality next-generation sequencing libraries.

جل الآلي الحجم التحديد لتحسين نوعية المكتبات تسلسل الجيل المقبل من إعداد من عينات المياه البيئة

Next-generation sequencing of environmental samples can be challenging because of the variable DNA quantity and quality in these samples. High quality DNA ...

A Simple Method for Automated Solid Phase Extraction of Water Samples for Immunological Analysis of Small Pollutants

A new method for solid phase extraction (SPE) of environmental water samples is proposed. The developed prototype is cost-efficient and user friendly, and enables to perform rapid, automated and simple SPE. The pre-concentrated solution is compatible with analysis by immunoassay, with a low organic solvent content. A method is described for the extraction and pre-concentration of natural hormone 17&#946;-estradiol in 100 ml water samples. Reverse phase SPE is performed with octadecyl-silica sorbent and elution is done with 200 &#181;l of methanol 50% v/v. Eluent is diluted by adding di-water to lower the amount of methanol. After preparing manually the SPE column, the overall procedure is performed automatically within 1 hr. At the end of the process, estradiol concentration is measured by using a commercial enzyme-linked immune-sorbent assay (ELISA). 100-fold pre-concentration is achieved and the methanol content in only 10% v/v. Full recoveries of the molecule are achieved with 1 ng/L spiked de-ionized and synthetic sea water samples.

A protocol for the extraction and pre-concentration of estradiol from water samples by using an automated and miniaturized system is presented.

طريقة بسيطة لالآلي المرحلة الصلبة استخراج عينات المياه للتحليل المناعية من الملوثات الصغيرة

A new method for solid phase extraction (SPE) of environmental water samples is proposed. The developed prototype is cost-efficient and user friendly, and ...

VacuSIP, an Improved InEx Method for In Situ Measurement of Particulate and Dissolved Compounds Processed by Active Suspension Feeders

Benthic suspension feeders play essential roles in the functioning of marine ecosystems. By filtering large volumes of water, removing plankton and detritus, and excreting particulate and dissolved compounds, they serve as important agents for benthic-pelagic coupling. Accurately measuring the compounds removed and excreted by suspension feeders (such as sponges, ascidians, polychaetes, bivalves) is crucial for the study of their physiology, metabolism, and feeding ecology, and is fundamental to determine the ecological relevance of the nutrient fluxes mediated by these organisms. However, the assessment of the rate by which suspension feeders process particulate and dissolved compounds in nature is restricted by the limitations of the currently available methodologies. Our goal was to develop a simple, reliable, and non-intrusive method that would allow clean and controlled water sampling from a specific point, such as the excurrent aperture of benthic suspension feeders, in situ. Our method allows simultaneous sampling of inhaled and exhaled water of the studied organism by using minute tubes installed on a custom-built manipulator device and carefully positioned inside the exhalant orifice of the sampled organism. Piercing a septum on the collecting vessel with a syringe needle attached to the distal end of each tube allows the external pressure to slowly force the sampled water into the vessel through the sampling tube. The slow and controlled sampling rate allows integrating the inherent patchiness in the water while ensuring contamination free sampling. We provide recommendations for the most suitable filtering devices, collection vessel, and storing procedures for the analyses of different particulate and dissolved compounds. The VacuSIP system offers a reliable method for the quantification of undisturbed suspension feeder metabolism in natural conditions that is cheap and easy to learn and apply to assess the physiology and functional role of filter feeders in different ecosystems.

VacuSIP, an Improved InEx Method for In Situ Measurement of Particulate and Dissolved Compounds Processed by Active Suspension Feeders

We introduce the VacuSIP, a simple, non-intrusive, and reliable method for clean and accurate point sampling of water. The system was developed and evaluated for the simultaneous collection of the water inhaled and exhaled by benthic suspension feeders in situ, to cleanly measure removal and excretion of particulate and dissolved compounds.

VacuSIP، وتحسين أسلوب INEX ل<em&gt; في الموقع</em&gt; قياس الجسيمات والمذاب المركبات التي تتم معالجتها بواسطة مغذيات تعليق النشطة

Benthic suspension feeders play essential roles in the functioning of marine ecosystems. By filtering large volumes of water, removing plankton and ...

Use of a Filter Cartridge for Filtration of Water Samples and Extraction of Environmental DNA

Recent studies demonstrated the use of environmental DNA (eDNA) from fishes to be appropriate as a non-invasive monitoring tool. Most of these studies employed disk fiber filters to collect eDNA from water samples, although a number of microbial studies in aquatic environments have employed filter cartridges, because the cartridge has the advantage of accommodating large water volumes and of overall ease of use. Here we provide a protocol for filtration of water samples using the filter cartridge and extraction of eDNA from the filter without having to cut open the housing. The main portions of this protocol consists of 1) filtration of water samples (water volumes &#8804;4 L or &gt;4 L); (2) extraction of DNA on the filter using a roller shaker placed in a preheated incubator; and (3) purification of DNA using a commercial kit. With the use of this and previously-used protocols, we perform metabarcoding analysis of eDNA taken from a huge aquarium tank (7,500 m3) with known species composition, and show the number of detected species per library from the two protocols as the representative results. This protocol has been developed for metabarcoding eDNA from fishes, but is also applicable to eDNA from other organisms.

We describe a protocol for filtration of water samples with a filter cartridge and extraction of environmental DNA (eDNA) without having to cut open the housing to remove the filter. This protocol is developed for metabarcoding eDNA from fishes, but is also applicable to eDNA from other organisms.

استخدام خرطوشة مرشح للترشيح المياه العينات واستخلاص الحمض النووي البيئي

Recent studies demonstrated the use of environmental DNA (eDNA) from fishes to be appropriate as a non-invasive monitoring tool. Most of these studies ...

A Lipid Extraction and Analysis Method for Characterizing Soil Microbes in Experiments with Many Samples

Microbial communities are important drivers and regulators of ecosystem processes. To understand how management of ecosystems may affect microbial communities, a relatively precise but effort-intensive technique to assay microbial community composition is phospholipid fatty acid (PLFA) analysis. PLFA was developed to analyze phospholipid biomarkers, which can be used as indicators of microbial biomass and the composition of broad functional groups of fungi and bacteria. It has commonly been used to compare soils under alternative plant communities, ecology, and management regimes. The PLFA method has been shown to be sensitive to detecting shifts in microbial community composition.
An alternative method, fatty acid methyl ester extraction and analysis (MIDI-FA) was developed for rapid extraction of total lipids, without separation of the phospholipid fraction, from pure cultures as a microbial identification technique. This method is rapid but is less suited for soil samples because it lacks an initial step separating soil particles and begins instead with a saponification reaction that likely produces artifacts from the background organic matter in the soil. 
This article describes a method that increases throughput while balancing effort and accuracy for extraction of lipids from the cell membranes of microorganisms for use in characterizing both total lipids and the relative abundance of indicator lipids to determine soil microbial community structure in studies with many samples. The method combines the accuracy achieved through PLFA profiling by extracting and concentrating soil lipids as a first step, and a reduction in effort by saponifying the organic material extracted and processing with the MIDI-FA method as a second step.

The article describes a method that increases throughput while balancing effort and accuracy for extraction of lipids from the cell membranes of microorganisms for use in characterizing both total lipids and the relative abundance of indicator lipids to determine soil microbial community structure in studies with many samples.

A استخراج الدهون وتحليل طريقة لتوصيف ميكروبات التربة في تجارب مع العديد من العينات

Microbial communities are important drivers and regulators of ecosystem processes. To understand how management of ecosystems may affect microbial ...

Collection and Extraction of Occupational Air Samples for Analysis of Fungal DNA

Traditional methods of identifying fungal exposures in occupational environments, such as culture and microscopy-based approaches, have several limitations that have resulted in the exclusion of many species. Advances in the field over the last two decades have led occupational health researchers to turn to molecular-based approaches for identifying fungal hazards. These methods have resulted in the detection of many species within indoor and occupational environments that have not been detected using traditional methods. This protocol details an approach for determining fungal diversity within air samples through genomic DNA extraction, amplification, sequencing, and taxonomic identification of fungal internal transcribed spacer (ITS) regions. ITS sequencing results in the detection of many fungal species that are either not detected or difficult to identify to species level using culture or microscopy. While these methods do not provide quantitative measures of fungal burden, they offer a new approach to hazard identification and can be used to determine overall species richness and diversity within an occupational environment.

Determining the fungal diversity within an environment is a method utilized in occupational health studies to identify health hazards. This protocol describes DNA extraction from occupational air samples for amplification and sequencing of fungal ITS regions. This approach detects many fungal species that can be overlooked by traditional assessment methods.

جمع واستخراج عينات من الهواء المهنية لتحليل الحمض النووي الفطرية

Traditional methods of identifying fungal exposures in occupational environments, such as culture and microscopy-based approaches, have several ...

Optimized Procedure for Determining the Adsorption of Phosphonates onto Granular Ferric Hydroxide using a Miniaturized Phosphorus Determination Method

This paper introduces a procedure to investigate the adsorption of phosphonates onto iron-containing filter materials, particularly granular ferric hydroxide (GFH), with little effort and high reliability. The phosphonate, e.g., nitrilotrimethylphosphonic acid (NTMP), is brought into contact with the GFH in a rotator in a solution buffered by an organic acid (e.g., acetic acid) or Good buffer (e.g., 2-(N-morpholino)ethanesulfonic acid) [MES] and N-cyclohexyl-2-hydroxyl-3-aminopropanesulfonic acid [CAPSO]) in a concentration of 10 mM for a specific time in 50 mL centrifuge tubes. Subsequently, after membrane filtration (0.45 &#181;m pore size), the total phosphorus (total P) concentration is measured using a specifically developed determination method (ISOmini). This method is a modification and simplification of the ISO 6878 method: a 4 mL sample is mixed with H2SO4 and K2S2O8 in a screw cap vial, heated to 148-150 &#176;C for 1 h and then mixed with NaOH, ascorbic acid and acidified molybdate with antimony(III) (final volume of 10 mL) to produce a blue complex. The color intensity, which is linearly proportional to the phosphorus concentration, is measured spectrophotometrically (880 nm). It is demonstrated that the buffer concentration used has no significant effect on the adsorption of phosphonate between pH 4 and 12. The buffers, therefore, do not compete with the phosphonate for adsorption sites. Furthermore, the relatively high concentration of the buffer requires a higher dosage concentration of oxidizing agent (K2S2O8) for digestion than that specified in ISO 6878, which, together with the NaOH dosage, is matched to each buffer. Despite the simplification, the ISOmini method does not lose any of its accuracy compared to the standardized method.

This paper introduces a procedure to investigate the adsorption of phosphonates onto iron-containing filter materials, particularly granular ferric hydroxide, with little effort and high reliability. In a buffered solution, the phosphonate is brought into contact with the adsorbent using a rotator and then analyzed via a miniaturized phosphorus determination method.

الإجراء الأمثل لتحديد "الامتزاز فوسفوناتيس" على "هيدروكسيد الحديديك الحبيبية" باستخدام "أسلوب تحديد الفوسفور المنمنمة"

This paper introduces a procedure to investigate the adsorption of phosphonates onto iron-containing filter materials, particularly granular ferric ...