JoVE Logo
发表
联系我们

登录

需要订阅 JoVE 才能查看此. 登录或开始免费试用。

本文内容

  • 摘要
  • 摘要
  • 引言
  • 研究方案
  • 结果
  • 讨论
  • 披露声明
  • 致谢
  • 材料
  • 参考文献
  • 转载和许可

摘要

的N-丁基-N-（4 - 羟丁基）亚硝胺的人粘蛋白1（MUC1）测试的目的MUC1基因定向免疫治疗的转基因小鼠中诱导的膀胱癌模型的开发。施用MUC1的目标肽疫苗后，MUC1的细胞毒性T淋巴细胞反应证实，通过测定血清中的细胞因子水平和T细胞的比活性。

摘要

浸润性膀胱癌的临床前模型开发的人粘蛋白1（MUC1）转基因小鼠（MUC1.Tg）的评估免疫治疗和/或细胞毒性化疗的目的。为了诱发膀胱癌，C57BL / 6小鼠（MUC1.Tg和野生型）与致癌物质N-丁基-N-（4 - 羟丁基）亚硝胺（OH-BBN）口服3.0毫克/天，5天/周12周。 OH-BBN血清细胞因子在肿瘤发展的影响进行评估，采集全血，通过颌下出血治疗前，每四个星期。另外，MUC1的定位的肽疫苗和安慰剂给药组小鼠每周八周。多重荧光微珠immunoanalyses的血清细胞因子在肿瘤的发展和疫苗接种后进行。终止时，干扰素γ（IFN-γ）/白细胞介素4（IL-4）的酶联免疫斑点法分析MUC1基因特异性T细胞免疫反应和肿瘤类型的病理组织学评价和档次进行。结果表明：（1）在既MUC1.Tg和野生型小鼠的膀胱癌的发病率是67％，（2）以2:1的比例在开发移行细胞癌（TCC）相比，鳞状细胞癌（SCC） （3）炎性细胞因子随时间而增加肿瘤的发展过程中，及（4）给药的肽疫苗诱导的Th1偏振光血清细胞因子的档案中和MUC1的特定的T细胞应答。所有MUC1.Tg小鼠的肿瘤MUC1表达阳性，并侵入所有肿瘤在MUC1.Tg和野生型小鼠的一半。总之，用团队的方式通过协调药理学家，免疫学家，病理学家和分子生物学家的努力，我们已经开发了一个完整的转基因小鼠模型免疫膀胱癌表达hMUC1。

引言

膀胱癌是最常见的一种癌症第四和第八，在美国男性癌症死亡的首要原因。在美国，膀胱癌新发病例估计有72,500和15,000人死亡，预计在2013年1相结合的男性和女性。膀胱癌的发病率是3倍左右高的妇女相比，在人。在美国超过90％的情况下，移行细胞癌（TCC）帐户，而鳞状细胞癌（SCC）的发生率小于2％2。乳头状台泥整体相对5年生存率为91.5％相比，只有30.9％为鳞状细胞癌2。虽然非侵入性乳 ​​头状的部队派遣国占约75％的病例在诊断时，即使处理超过50％的患者会经历复发5年之内，多达30％的患者进展到肌层浸润性疾病3,4 。典型的治疗方案非肌肉INV意味，疾病，包括经尿道前列腺切除术（TUR），然后通过膀胱内灌注化疗。高档Ta或T1肿瘤患者，可能会重复TUR 3,4化疗前。 TUR对于低同类钽复发的或高档的Ta或T1病变的患者，其次是辅助化疗或免疫治疗中的形式，卡介苗（BCG），可以使用3,4。膀胱内BCG已被证明优于膀胱内丝裂霉素C相对于时间复发5。对于T2肌层浸润性疾病，根治性膀胱切除术，化疗或不推荐的过程中，治疗3。鳞状细胞癌的患者，根治性膀胱切除似乎是最有效的治疗6。给予了很高的复发率，尽管最好的治疗，显然是有一个新的，更有效的治疗膀胱癌的需求。

拓展新的免疫疗法bladdER癌是一种可能的方法，可能有希望延长无病生存。从历史上看，BCG一直是唯一有效的免疫治疗膀胱癌。其作用机制被认为涉及的非特异性的T辅助细胞1（Th1细胞）型免疫应答的诱导，通过增加白细胞介素-2（IL-2）和干扰素-γ（IFN-γ）4。蜂窝或Th1免疫，体液，或Th2癌症免疫疗法中是至关重要的，免疫从来没有被证明是有效的抗实体肿瘤，对生长因子受体7抗体的异常。在试图改善后的好处，单用卡介苗，IFN-α2B/BCG组合的免疫进行了评估，第二阶段的临床试验与不确定的结果8。膀胱癌的免疫治疗的另一种方法可能是针对肿瘤相关抗原（塔斯），鉴定，其中的癌症免疫疗法。具体7 。

一个这样的TAA是粘蛋白1（MUC1的），它是一种细胞表面糖蛋白的过度表达在许多上皮细胞癌，膀胱癌，乳腺癌，肺癌，胰腺癌9,10。癌变过程中MUC1的表达和修改也被大大地改变，使得underglycosylation公开的氨基酸被称为可变数目的串联重复序列（VNTR）上的肽核心抗原序列。 MUC1的是一个自分子，这些免疫VNTR区域通常不暴露，由于广泛的糖基化作用，因此它们被视为由免疫系统的外国11,12。已分离出的肿瘤引流淋巴结的乳腺癌患者13，以及14,15骨髓瘤患者的血液和骨髓，MUC1的一个潜在的目标为细胞毒性T淋巴细胞（CTL）的特异性识别MUC1的抗原决定簇的细胞免疫应答。本的underglycosylate免疫优势的VNTRCTL识别MUC1的D型，从而导致肿瘤细胞的破坏16-19。癌MUC1的原住民蜂窝网络和/或体液免疫反应，但是，没有强大到足以消除肿瘤。为了加强已经存在的免疫反应弱MUC1，合成免疫肽可以通过接种疫苗，以产生足够强大的CTL反应，临床受益18,20。 ÂMUC1脂质体疫苗已经表明，提高肺癌患者的生存21,22，产生的CTL能杀死MUC1阳性肿瘤细胞，并产生Th1细胞极化的细胞因子反应23,24。 MUC1表达高水平的9,11,25，膀胱癌是检测MUC1定向免疫26,27的一个合乎逻辑的候选。此外，MUC1有潜力的舞台和档次明显伴有膀胱癌28，MUC1表达台泥作为预后因子，转移性TCC已被证明，继续表达MUC1的29。

为了评估MUC1定向免疫治疗膀胱癌的潜在效用，我们开发了免疫完好的人MUC1（hMUC1）表达的转基因小鼠模型（MUC1.Tg）膀胱癌同源C57BL / 6的背景30。人MUC1表示为一个自它自己的启动子控制下的蛋白质，从而在组织中的表达模式与观察人类30,31一致。在诱导小鼠膀胱已知的致癌物质N-丁基-N-（4 -羟丁基）亚硝胺（OH-BBN）32，然后所产生的肿瘤进行了评价的hMUC1的表达与肿瘤的类型和等级。 Th1/Th2型细胞因子水平的肿瘤的发生发展过程中的致癌物质的效果进行评估，定期收集血清样品进行多重分析。然后将小鼠治疗与MUC1的定位的肽疫苗，血清中的细胞因子和免疫反应的评价方法的特德多重荧光微珠免疫分析法和酶联免疫斑点。

研究方案

所有动物的研究和实验是由美国加州大学戴维斯分校机构动物护理和使用管理咨询委员会批准的协议下进行。

1。 MUC1.Tg鼠标育种与繁殖

  1. 加州大学戴维斯分校鼠标生物学计划（MBP）品种的野生型C57BL / 6雄性小鼠杂合子MUC1.Tg C57BL / 6雌性小鼠建立繁殖。 MUC1.Tg后代交付研究需要。
  2. MBP人员夹脚趾的后代鼠标识别定义的模式（0-99），以及适用时夹尾巴。趾部或尾部组织用于基因分型使用标准的DNA提取和聚合酶链反应（PCR）分析处理。

2。研究设计

  1. 研究组分配
    1. 称量每只小鼠单独在一个天平上，并记录每只小鼠的重量以克计。
    2. 这部分的程序INVolves的方法和设计的研究。对于第一部分的研究中，分配OH-BBN开始诱导膀胱癌与年龄相匹配的MUC1.Tg和野生型小鼠。 8星期后，最后OH-BBN的剂量膀胱肿瘤组织学证实存在小鼠安乐死。
    3. 对于第二部分的研究中，随机男MUC1.Tg小鼠成相应数量的治疗组和对照组。这些小鼠在诱导肿瘤的发展过程中监测血清细胞因子和T细胞的免疫应答，然后OH-BBN的最后剂量后8周的研究终止。
  2. 膀胱癌的感应
    1. OH-BBN是一种致癌物质和剧毒。请阅读并遵循指引的材料安全数据表时，这种化学处理和存储。
    2. 计算计量溶液的浓度，需要提供相应的剂量（3毫克），在一个体积为100μl，每只小鼠的基础上的平均重量和number的每个研究组的小鼠。
    3. 在100％乙醇稀释OH-BBN。使终浓度为30毫克/毫升，用无菌水。最后的乙醇：水的浓度应为20:80，V / V的
    4. 管理OH-BBN口服使用不锈钢，20 G每日灌胃针，5天/周，共12周，根据治疗组的分配开始在8周龄。
  3. 接种治疗
    1. 每一瓶每瓶600微升0.9％的无菌生理盐水彻底重悬绘制解决方案，通过一个0.5英寸的27 G针6X冻干肽疫苗。使用生理盐水的浓度调节，使所需的剂量交付在一个体积为100μl。
    2. 在第20周开始，OH-BBN最后一次给药后，使用25 G针（周数对应的老鼠的年龄）皮下注射100微升八周的周期由每周一次的基础上接种疫苗。
  4. 监测和样品采集
    1. 权衡所有小鼠和触诊每星期一次新的肿瘤的存在。安乐死失去的任何小鼠体重≥20％或者有可触知的肿瘤，尿液中的血液和/或尿潴留。
    2. OH-BBN的第一剂量之前，然后在此后4个星期的时间间隔，采集全血，通过颌下出血。血清凝血管（BD Microtainer），收集血液，并允许30分钟的血液凝块。
    3. 在3500×g离心10分钟，离心的血液样品中的微量离心。小心转移的血清旋盖冻存管，用吸管。
    4. 闪存冷冻在液氮中，并储存于-80°C，直到进一步分析多重。
    5. 八星期后，最后剂量OH-BBN，安乐死所有小鼠CO 2窒息。
    6. 每个鼠标放置在夹层板和牵制的四肢。
    7. 使用镊子和剪刀，马柯水平切口中上腹地区。插入到切口之间的表皮层和腹壁和剪刀的帮助镊子轻轻分开皮肤从下面的组织。
    8. 使从横向切口后，对鼠标的前端的中间轴的垂直切口。分开皮肤，从左肋，用1毫升注射器和一个22 G针，刺破心脏，并收集血液与平稳的平局。
    9. 参照步骤2.4.3和2.4.4血清分离和存储。
    10. 使用镊子和剪刀，剪切和剥离表皮层的其余部分。切透腹壁和腹膜，，无菌取出膀胱肿瘤免疫组化（IHC）和Western blot。
    11. 收集脾细胞活力分析（缪斯）和酶联免疫斑点法。对于IHC，地方组织卡带和膀胱肿瘤标本固定冰鲜甲醛在室温下过夜。
    12. 次日，用70％乙醇取代福尔马林。
    13. 肿瘤免疫印迹分析，同质化的肿瘤，补充蛋白质提取缓冲液加暂停蛋白酶抑制剂，转移到1.5毫升离心管中。
    14. 涡街30-60秒，并保持在冰上5分钟。闪光冻结在液氮环境水解冻。重复该过程，涡旋，冻结和解冻两次。
    15. 样品以10,000 xg离心10分钟，在4℃下，细胞提取物转移到新的标记的试管中。
    16. 量化的浓度进行二喹啉酸蛋白质含量（BCA）蛋白质测量。样品储存在-80°C，直到准备Western blot分析。

3。分子生物学/西方

下列程序进行验证表达MUC1在小鼠膀胱肿瘤组织使用标准的免疫印迹协议（数据未显示n）的。

  1. 通过SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳（SDS-PAGE）分离蛋白提取物，然后转移到PVDF膜用半干法装置。
  2. 座将蛋白转移膜用5％脱脂牛奶，0.1％Tween-20的磷酸盐缓冲生理盐水（PBS-T）的pH值为7.4，上轨道摇床在室温下进行1小时。
  3. 用0.1％的PBS-T中的的抗MUC1或抗β-肌动蛋白抗体，在室温下在振荡器上孵育膜1小时。
  4. 滗出溶液，加入0.1％PBS-T洗膜。旋流膜振动筛上5分钟，然后倾析。重复此步骤两次。
  5. 用辣根过氧化物酶（HRP）标记的二抗在室温下孵育膜1小时。
  6. 洗3倍（步骤3.4）。
  7. 按照协议，增强化学发光（ECL）试剂盒，荧光自激活和读取。

4。多重荧光微珠免疫

<醇>
  • 设置和计算
    1. 使用96 - 孔的板图，分配到各孔中的空白，标准，控制，和未知。计算分析物的数量和体积，捕捉抗体和链霉亲和素 - 藻红蛋白（SA-PE）所需的检测。
    2. 允许所有的缓冲区和稀释剂，以平衡至室温。准备的标准和使用一个空的96 - 孔板的样品稀释液的稀释倍数。
    3. 每瓶血清基质和冻干的标准，根据制造商的方案的是标准的1:5系列稀释液，并用适当的稀释剂中的96 - 孔板。对于空白井，使用适当的稀释剂。
    4. 所有的控制和未知样品1:2稀释在适当的稀释剂中的其余部分的96 - 孔板。
    5. 珠混合到15毫升管中，吸液管将所需体积的适当的稀释剂。涡每个珠瓶和吸管20秒到15毫升管所需体积的每个分析物。
    6. 始终保护的珠子光，以避免漂白。不要将96孔板吸水材料，以避免样品的损失通过排汗。
  • 含量协议
    1. 预湿用200μl的检测缓冲液的96孔过滤的底板，并允许完全浸泡过滤器。轻轻地使用的96 - 孔板的真空装置中排出，并涂抹的底部板用纸巾干燥。
    2. 使用多道移液器吸取25微升血清基质的空白，标准和吸管25微升的缓冲液分配的控制和未知的井井分配。
    3. 移液器25微升的空白，标准，监控，和未知各自分配井。涡珠混合，持续20秒，并转让珠水库。
    4. 吸取25微升到每口井珠混合。用铝箔或不透明避光板盖盖上板。
      5. 摇动板的板振动筛上以500rpm的转速在室温下两小时。排水和洗板200微升0.1％吐温20的磷酸盐缓冲液（PBS-T）两次。排水和吸干。
    5. 准备捕获抗体溶液。用移液管将所需量的0.1％的PBS-T，并在10秒到15毫升管和涡捕获抗体。捕获抗体组合转移到每口井水库和吸管25微升。
    6. 一小时的板振动筛上，在室温下，在500rpm下摇动板。漏，用200μl0.1％的PBS-T洗板两次。排水和吸干。
    7. 准备SA-PE解决方案。移液器所需体积的0.1％PBS-T和SA-PE到15毫升管和旋涡，持续10秒。将溶液转移到每口井水库和吸管25微升。
    8. 以500rpm摇板的板振动筛上，在室温下30分钟。漏，用200μl0.1％的PBS-T洗板两次。排水和b很多干燥。
    9. 吸取100μl的0.1％PBS-T和屋顶板的一盘摇床至少两分钟，在500 rpm离心悬浮珠粒。阅读和分析Luminex公司LX200机板。

    • 5。 IFN-γ/IL-4酶联免疫斑点法的制备及分析

    1. 在生物安全柜，通过100微米的尼龙组织处理脾脏筛到5毫升无菌磷酸盐缓冲液（PBS）在无菌培养皿中。到的脾细胞在无菌的15毫升管中的3ml淋巴细胞分离液层。
    2. 以600×g离心管15分钟，从红血细胞中分离淋巴细胞。以上的梯度分层淋巴细胞转移到新的15毫升无菌管。
    3. 将音量调整到10毫升用无菌PBS。该悬浮液在600×g离心10分钟沉淀细胞。
    4. 吸出上清，重悬在1ml的PBS细胞活力的细胞计数缪斯分析仪。按照缪斯计数与活力套件协议。
    5. 不断的淋巴细胞的系列稀释液1.5毫升螺旋盖离心管中，在1:10的稀释因子，1:20，计数及生存力试剂（最小总体积300微升）和1:40（或根据需要）。移液器每个稀释度上下几次，以混合和分析上的缪斯。
    6. 准备一盘地图ELISPOT板样品和条件。根据制造商的方案和移液管将100μl的培养基，肽（10微克/毫升），或加扰的肽（10微克/毫升）以每孔准备的酶联免疫斑点法板。
    7. 吸取100μl的细胞悬浮液，提供1.0×10 6个细胞的各孔中，于37℃培养过夜孵育板。
    8. 按照制造商的协议酶联免疫斑点法。分析解剖镜下发达的酶联免疫斑点板使用。
    9. 量化结果通过计算相应的色斑数量纳克在每口井每个待测。这些点对应于各孔中的斑点形成细胞（SFC）的数目。

    6。免疫组织化学（IHC）和苏木精 - 伊红染色（H＆E）

    1. 上述保存膀胱肿瘤组织（2.4.11节），在4微米，免疫组化分析中嵌入的石蜡和步骤节。
    2. 执行IHC使用MUC1抗体识别MUC1串联重复区域。动物研究试剂盒使用过氧化物酶的二次小鼠抗体的反应性，以尽量减少与内源性免疫球蛋白存在于组织中。
    3. 执行H＆E染色，使用标准协议。

    7。统计方法

    对于多重荧光微珠免疫，使用双尾学生的t检验，观察血清细胞因子治疗组与对照组之间的比较平均。酶联免疫斑点法，使用一个-W唉ANOVA比较斑点形成殖民地之间的媒体控制，炒肽和多肽组。使用Dunnett的多重比较试验，以减少假阳性结果的可能性。 p值≤0.05被认为是显着不同的分析。

    结果

    新型免疫疗法和组合的影响，在膀胱癌的临床前评估需要一个合适的动物模型的发展。在我们的转基因小鼠模型，用化学致癌剂诱导OH-BBN导致膀胱癌的发病主要与一些SCC，这类似于在人类膀胱癌TCC率很高。要确定肿瘤的组织学，MUC1表达状态和免疫反应的肽疫苗治疗，21的MUC1.Tg和18个野生型小鼠处死后收集血液，膀胱，脾脏（ 图1）八周OH-BBN诱导（28周）。两个MUC1.Tg（14/21）和野生型小?...

    讨论

    浸润性移行膀胱癌和鳞状细胞在人类MUC1.Tg小鼠成功诱导免疫发展提供了临床前模型。免疫治疗的研究需要使用一个自发的，免疫的完整的模型，以评估随着时间的推移，以及免疫治疗的免疫反应的肿瘤进展的炎症反应。在自发肿瘤的发展模式，在肿瘤微环境保持完好，肿瘤发展一个更具代表性的增长率，允许的抗肿瘤治疗的效果进行评估。此外，免疫系统可以测量和监测通过的生物标志物，可以...

    披露声明

    深水铺管起重船，GTW，SMG，中日韩，AMG，GKH声明没有利益冲突。 MWD是从默克公司收到的赠款项目的首席研究员，分子量是默克公司的雇员。

    致谢

    笔者想感谢加州大学戴维斯分校的鼠标老鼠繁殖生物学计划。这项研究是从默克公司，德国达姆施塔特的赠款支持。

    材料

    NameCompanyCatalog NumberComments
    Reagent 
    N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)-nitrosamine (OH-BBN)TCI AmericaB0938
    20 G Gavage NeedlesPopper Sons, Inc.7921Stainless steel
    Peptide VaccineN/AN/Ainvestigational agent
    BD MicrotainersBD365957
    Tissue CassettesSimportM490-12
    10% Neutral Buffered FormalinFisher ScientificSF100-4
    Lysis BufferPierce87787
    Halt Protease & Phosphatase inhibitor cocktailThermo Scientific78444
    Pierce BCA Protein Assay KitPierce23225
    Mouse Cytokine 20plex KitInvitrogenLMC006
    Magnetic Microsphere BeadsLuminexMC100xx-01xx is the bead region
    Anti-mouse TNF- Capture AntibodyBD Pharmingen551225
    Anti-mouse TNF- Detection AntibodyBD Pharmingen554415
    Anti-mouse IFN- Capture AntibodyAbcamab10742
    Anti-mouse IFN- Detection AntibodyAbcamab83136
    PBS, pH 7.4SigmaP3813-10PAK
    Tween-20FisherBP337-500
    Assay BufferMilliporeL-MAB
    Cytokine StandardMilliporeMXM8070
    Multi-screen HTS 96well filter platesMilliporeMSBVN1210
    SA-PEInvitrogenSA10044
    100 m Nylon Tissue SievesBD352360
    Splenocyte Separation MediaLonza17-829E
    TNF- /IL-4 ELISpot platesR&D SystemsELD5217
    Rabbit Anti-MUC1 monoclonal antibodyEpitomics2900-1
    Goat Anti-actin monoclonal antibodySigmaA1978
    Anti-rabbit HRP antibodyPromegaW401B
    Goat anti-mouse HRP antibodySanta Cruz Biotechnology, Inc.SC-2005
    PVDF membraneBioRad162-0174
    Mini Protean TGX Precast GelsBioRad456-1083
    Muse Count & Viability KitMilliporeMCH100104
    MUC1 AntibodyBD Pharmingen550486IHC antibody
    Animal Research Peroxidase KitDakoK3954IHC staining
    Equipment and Software
    Millipore plate vaccum apparatusMilliporeMSVMHTS00
    Luminex Lx200Millipore / Luminex40-013Manufactured by Luminex, distributed by Millipore
    Luminex Xponent SoftwareMillipore / LuminexN/AVersion 3.1; included with Luminex Lx200
    Milliple Analyst SoftwareMilliplex / VigeneTech40-086Version 5.1
    Muse Cell AnalyzerMillipore0500-3115
    Muse SoftwareMilliporeN/AVersion 1.1.0.0; included with Analyzer
    Dissecting MicroscopeUnitronZ730
    Graphpad Prism SoftwareGraphpad Software Inc.N/AVersion 5.1
    Mini Protean Tetra Cell Gel apparatusBioRad165-8001
    Trans Blot SD Cell and PowerPacBioRad170-3849

    参考文献

    1. Siegel, R., Naishadham, D., et al. . CA Cancer J. Clin. 63, 11-30 (2013).
    2. Lynch, C. F., Davila, J. A., Ries, L. A. G., Young, J. L., et al. Chapter 23. Cancer of the urinary bladder. SEER Survival Monograph: Cancer Survival Among Adults: U.S. SEER Program, 1988-2001, Patient and Tumor Characteristics. , 07-6215 (2007).
    3. Jacobs, B. L., Lee, C. T., et al. Bladder cancer in 2010: how far have we come. CA Cancer J. Clin. 60 (4), 244-272 (2010).
    4. Sexton, W. J., Wiegand, L. R., et al. Bladder cancer: a review of non-muscle invasive disease. Cancer Control. 17 (4), 256-268 (2010).
    5. Bohle, A., Jocham, D., et al. Intravesical bacillus Calmette-Guerin versus mitomycin C for superficial bladder cancer: a formal meta-analysis of comparative studies on recurrence and toxicity. J. Urol. 169 (1), 90-95 (2003).
    6. Shokeir, A. A. Squamous cell carcinoma of the bladder: pathology, diagnosis and treatment. BJU Int. 93 (2), 216-220 (2004).
    7. Rosenberg, S. A. Progress in human tumour immunology and immunotherapy. Nature. 411 (6835), 380-384 (2001).
    8. Joudi, F. N., Smith, B. J., et al. Final results from a national multicenter phase II trial of combination bacillus Calmette-Guerin plus interferon alpha-2B for reducing recurrence of superficial bladder cancer. Urol. Oncol. 24 (4), 344-348 (2006).
    9. Lau, S. K., Weiss, L. M., et al. Differential expression of MUC1, MUC2, and MUC5AC in carcinomas of various sites: an immunohistochemical study. Am. J. Clin. Pathol. 122 (1), 61-69 (2004).
    10. Hollingsworth, M. A., Swanson, B. J. Mucins in cancer: protection and control of the cell surface. Nat. Rev. Cancer. 4 (1), 45-60 (2004).
    11. Scholfield, D. P., Simms, M. S., et al. MUC1 mucin in urological malignancy. BJU Int. 91 (6), 560-566 (2003).
    12. Devine, P. L., McKenzie, I. F. Mucins: structure, function, and association with malignancy. Bioessays. 14 (9), 619-625 (1992).
    13. Jerome, K. R., Barnd, D. L., et al. Cytotoxic T-lymphocytes derived from patients with breast adenocarcinomas recognize an epitope present on the protein core of a mucin molecule preferentially expressed by malignant cells. Cancer Res. 51 (11), 2908-2916 (1991).
    14. Takahashi, T., Makiguchi, Y., et al. Expression of MUC1 on myeloma cells and induction of HLA-unrestricted CTL against MUC1 from a multiple myeloma patient. J. Immunol. 153 (5), 2102-2109 (1994).
    15. Choi, C., Witzens, M., et al. Enrichment of functional CD8 memory T cells specific for MUC1 in bone marrow of patients with multiple myeloma. Blood. 105 (5), 2132-2134 (2005).
    16. Barnd, D. L., Lan, M. S., et al. Specific, major histocompatibility complex- unrestricted recognition of tumor-associated mucins by human cytotoxic T-cells. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 86 (18), 7159-7163 (1989).
    17. Ioannides, C. G., Fisk, B., et al. Cytotoxic T-cells from ovarian malignant tumors can recognize polymorphic epithelial mucin core peptides. J. Immunol. 151 (7), 3693-3703 (1993).
    18. Tang, C. K., Katsara, M., et al. Strategies used for MUC1 immunotherapy: human clinical studies. Expert Rev. Vaccines. 7 (7), 963-975 (2008).
    19. Mukherjee, P., Ginardi, A. R., et al. MUC1-specific cytotoxic T lymphocytes eradicate tumors when adoptively transferred in vivo. Clin. Cancer Res. 7, 848-855 (2001).
    20. Acres, B., Limacher, J. M. MUC1 as a target antigen for cancer immunotherapy. Expert Rev. Vaccines. 4 (4), 493-502 (2005).
    21. Butts, C., Murray, N., et al. Randomized phase IIB trial of BLP25 liposome vaccine in stage IIIB and IV non-small-cell lung cancer. J. Clin. Oncol. 23 (27), 6674-6681 (2005).
    22. Butts, C., Maksymiuk, A., et al. Updated survival analysis in patients with stage IIIB or IV non-small-cell lung cancer receiving BLP25 liposome vaccine (L-BLP25), phase IIB randomized, multicenter, open-label trial. J. Cancer. Res. Clin. Oncol. 137 (9), 1337-1342 (2011).
    23. Agrawal, B., Krantz, M. J., et al. Rapid induction of primary human CD4+ and CD8+ T cell responses against cancer-associated MUC1 peptide epitopes. Int. Immunol. 10 (12), 1907-1916 (1998).
    24. Palmer, M., Parker, J., et al. Phase I study of the BLP25 (MUC1 peptide) liposomal vaccine for active specific immunotherapy in stage IIIB/IV non-small-cell lung cancer. Clin. Lung Cancer. 3 (1), 49-57 (2001).
    25. Walsh, M. D., Hohn, B. G., et al. Mucin expression by transitional cell carcinomas of the bladder. Br. J. Urol. 73 (3), 256-262 (1994).
    26. Murray, A., Simms, M., et al. Production and characterization of rhenium-188-C595 antibody for radioimmunotherapy of transitional cell bladder cancer. J. Nucl. Med. 42 (5), 726-732 (2001).
    27. Hughes, O., Bishop, M., et al. Targeting superficial bladder cancer by the intravesical administration of 67copper-labelled anti-MUC1 mucin monoclonal antibody C595. J. Clin. Oncol. 18 (2), 363-370 (2000).
    28. Conn, I. G., Crocker, J., et al. HMFG-2 as a prognostic indicator in superficial bladder cancer. J. Clin. Pathol. 41 (11), 1191-1195 (1988).
    29. Hughes, O., Denley, H., et al. MUC1 mucin expression in transitional cell carcinoma of the bladder: a target for diagnosis and therapy with monoclonal antibody C595. J. Urol. Pathol. 12, 185-197 (2000).
    30. Rowse, G. J., Tempero, R. M., et al. Tolerance and immunity to MUC1 in a human MUC1 transgenic murine model. Cancer Res. 58 (2), 315-321 (1998).
    31. Mukherjee, P., Madsen, C. S., et al. Mucin-1 specific immunotherapy in a mouse model of spontaneous breast cancer. J. Immunother. 26 (1), 47-62 (2003).
    32. McCormick, D. L., Ronan, S. S., et al. Influence of total dose and dose schedule on induction of urinary bladder cancer in the mouse by N-butyl-N-(4-hydroxy-butyl)nitrosamine. Carcinogenesis. 2 (3), 251-254 (1981).
    33. Wurz, G. T., Gutierrez, A. M., et al. Antitumor effects of L-BLP25 antigen-specific tumor immunotherapy in a novel human MUC1 transgenic lung cancer mouse model. J. Transl. Med. 11, 10-1186 (2013).
    34. Kunze, E., Schauer, A., et al. Stages of transformation in the development of N-butyl-N-(4hydroxybutyl)-nitrosamine-induced transitional cell carcinomas in the urinary bladder of rats. Z Krebsforsch Klin. Onkol. Cancer Res. Clin. Oncol. 87 (2), 139-160 (1976).
    35. Crallan, R. A., Georgopoulos, N. T., et al. Experimental models of human bladder carcinogenesis. Carcinogenesis. 27 (3), 374-381 (2006).
    36. Samma, S., Uemura, H., et al. Rapid induction of carcinoma in situ in dog urinary bladder by sequential treatment with N-methyl-N'-nitrosourea and N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)-nitrosamine. Gann. 75 (5), 385-387 (1984).
    37. Bornhof, C., Wolfrath, G., et al. Induction of urinary bladder urothelial cancers in the rabbit by dibutylnitrosamine with an artificial bladder calculus as cocarcinogen. Urologe A. 28 (6), 339-343 (1989).
    38. Irving, C. C., Tice, A. J., et al. Inhibition of N-n-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine-induced urinary bladder cancer in rats by administration of disulfiram in the diet. Cancer Res. 39 (8), 3040-3043 (1979).
    39. Mehta, N. R., Wurz, G. T., et al. L-BLP25 vaccine plus letrozole induces a TH1 immune response and has additive antitumor activity in MUC1-expresssing mammary tumors in mice. Clin. Cancer Res. 18 (10), 2861-2871 (2012).

    转载和许可

    请求许可使用此 JoVE 文章的文本或图形

    请求许可

    探索更多文章

    80 C57BL 6 MUC1

    This article has been published

    Video Coming Soon

    JoVE Logo

    政策

    使用条款

    隐私

    联系我们

    向图书馆推荐

    JoVE 新闻简报

    科研

    教育

    发表

    图书馆员

    关于 JoVE

    版权所属 © 2025 MyJoVE 公司版权所有，本公司不涉及任何医疗业务和医疗服务。