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摘要

在这里,我们提出一个协议,使用开胸手术方法对小鼠的右心室和肺动脉进行侵入性血液动力学评估。

摘要

肺动脉高血压(PAH)是一种慢性和严重的心肺疾病。老鼠是一种流行的动物模型,用来模仿这种疾病。然而,在小鼠中,右心室压力 (RVP) 和肺动脉压力 (PAP) 的评估在技术上仍然具有挑战性。RVP 和 PAP 比左心室压力更难测量,因为左心和右心系统之间的解剖差异。本文介绍了一种稳定的右心血液动力学测量方法,以及使用健康和PAH小鼠进行的验证。该方法基于开胸手术和机械通气支持。与封闭的胸腔手术相比,这是一个复杂的程序。虽然这种手术需要训练有素的外科医生,但这个程序的优点是它可以同时生成RVP和PAP参数,所以这是评估PAH模型的一个可取的程序。

引言

肺动脉高血压(PAH)是一种慢性、严重的心肺疾病,由小肺动脉细胞增殖和纤维化引起肺动脉压力(PAP)和右心室压力(RVP)升高。1.肺动脉导管,也称为天鹅-甘兹导管2,通常用于RVP和PAP的临床监测。此外,无线PAP监测系统已临床上使用3,4,5。为了模拟小鼠研究的疾病,使用低氧环境来模拟PAH6的人类临床表现。在动物PAP的评估中,大型动物使用与人类受试者相同的技术,通过肺动脉导管进行监测相对容易,但大鼠和小鼠等小动物由于体型小而难以评估。使用超小尺寸1Fr导管7,可以测量小鼠右心室系统的造声法。文献8、9报道了一种测量小鼠RVP和PAP的方法,但该方法缺乏详细的描述。RVP 和 PAP 比左心室压力更具测量性,因为左心和右心系统之间存在解剖学差异。

为了在同一只小鼠中同时获得PAP和RVP参数,我们描述了一种基于开胸手术的右心血液动力学测量方法,其验证与健康和PAH小鼠,以及如何避免在复杂的开胸期间生成人工数据手术。虽然这种技术最好由训练有素的外科医生执行,但它的优点是能够在同一位小鼠中评估 PAP 和 RVP。

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研究方案

动物规程经中国医学科学院福威医院动物护理使用委员会审查通过,北京协和医学院(NO.0000287)。实验动物按照中国动物福利的指导方针进行饲养和喂养。

注:8至12周大的雄性C57BL小鼠被安置在12小时暗/12小时光周期的环境中。PAH小鼠在氧气浓度为10%的情况下被安置4周,由氧气控制的缺氧室维持,以诱发肺高血压,对照小鼠在相同条件下被安置在室内空气(21%氧气)。肥胖。RVP 和 PAP 测量在 4 周的缺氧挑战结束时进行。

1. 术前准备

  1. 在血液动力学实验前,在室温下将压力传感器导管(大小:1 Fr)浸泡在0.9%盐水中至少30分钟。
  2. 过滤2,2,2-三溴二醇溶液,带0.22 μm过滤器,储存在4度冰箱中。
  3. 准备清洁的手术工具和用品,如手术手套。
  4. 准备10 mL的1.0%消化酶溶液,用于导管清洁。
  5. 将压力传感器导管连接到压力体积系统。
  6. 在获得每只鼠标的压力测量值之前,校准压力传感器。
    1. 将校准旋钮转动至 0 mmHg 和 25 mmHg,向数据采集软件发送验证压力信号,并在软件中配置校准设置。
    2. 将旋钮转向传感器,并将平衡旋钮调整为零基线。
  7. 在手术期间设置标准立体显微镜和温度控制小动物手术台,用于体温维护。
  8. 为显微外科建立一个照明系统,为手术区域提供足够的光线。

2. 开胸手术和血液动力学测量

  1. 通过腹内注射(即p.p.)对小鼠进行250mg/kg2,2,2-三溴二苯醚乙醇的麻醉。如果需要,在手术过程中以原始剂量的1/3至1/2重复补充剂量。
  2. 使用除洗和脱毛化妆水去除胸部和颈部毛皮(图1A,2A)。
  3. 将每只小鼠固定在温度控制的小型动物手术台上,以帮助在手术过程中保持体温(37 °C)。
  4. 用70%的伊森来清洁手术部位。
  5. 一旦麻醉生效,使用脚趾捏确认足够的麻醉诱导。
  6. 在颈部皮肤上做一个中线切口 (图 1A)。
  7. 使用弯曲的钳子解剖骨骼肌肉,并暴露气管(图1B,1C)。
  8. 使用经过修饰的 22 G 静脉注射护套导管通过口腔进行插管。使用钳子确认管子在气管中(图1D)。
  9. 将管子连接到小型动物呼吸机。根据呼吸机用户手册10计算和设置呼吸速率和潮汐体积,根据体重。例如,根据所述计算,将 30 克鼠标的呼吸速率设置为 133/min,将潮汐体积设置为 180 μL。
  10. 用胶带固定管道进行通风。
  11. 使用脚趾捏确认足够的麻醉诱导。
  12. 在胸部皮肤上进行中线切口,并使用烧焦工具仔细解剖胸部肌肉(图2B,2C)。
  13. 用剪刀在中间切开胸骨,露出胸腔(图2D)。
  14. 在开胸手术过程中,使用烧灼工具防止任何出血。
  15. 用伸缩器露出右心室 (图 2E)。
  16. 将盐水浸透的压力传感器导管插入用25G针头制作的小隧道,以测量RVP(图2F和图3A,3C)。
  17. 握住导管电缆,以肺动脉同轴方式穿过肺瓣。观察压力波形并获得稳定的PAP信号(图3B,3D)。
  18. 使用数据采集系统和软件记录血液动力学数据。
  19. 经过最后的测量,通过i.p.注射过量剂量为2,2,2-三溴二苯基乙醇溶液,人道地对小鼠实施安乐死。
  20. 小心地从右心脏系统取出导管,放入含有1%消化酶溶液的1mL注射器中。
  21. 使用蒸馏水持续冲洗导管仔细,并将其存储在原始框中。

3. 流体动力学数据分析

注:使用分析软件11(材料表)记录和分析血液动力学数据。

  1. 对于每只鼠标,选择至少 10 个连续且稳定的检测周期,无噪声,以获得每个参数的 RVP 或 PAP 数据的平均数据。
  2. 使用学生t-测试比较正常的空气控制和缺氧组。注: p < 0.05 被认为具有统计显著性。数据以均值 = SD 的形式显示。

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结果

压力传感器导管通过25G指针膨胀的隧道插入右心室(图3A),获得典型的RVP波形(图3C)。导管不断调整,缓慢推进,与肺动脉保持同一轴,同时通过肺瓣膜(图3B)。当压力传感器成功插入肺动脉时,出现了典型的具有双分波槽的PAP波形(图3D)。为了避免...

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讨论

气管插管是开胸手术的第一步。对于小动物(如大鼠或小鼠)来说,气管插管的经典方法包括在气管上做一个T形切口,并将Y型气管直接插入气管。在实践中,我们发现这种方法在操作过程中并不容易。Y 型气管管对于小动物来说太大,与气管形成一个角度。因此,很难将管固定到位。此外,一旦插管在开胸手术过程中意外地从气道流出,它通常会导致动物死亡,因为失去机械通气支持。因此,我...

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披露声明

作者没有什么可透露的。

致谢

本研究由北京协和医学院研究生教育教学改革项目(10023-2016-002-03)、福威医院青年基金(2018-F09)和北京临床前研究重点实验室主任基金资助。心血管植入材料评估 (2018-PT2-ZR05)。

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材料

NameCompanyCatalog NumberComments
2,2,2-TribromoethanolSigma-AldrichT48402-5GFor anesthesia
Animal temperature controllerPhysitemp Instruments, Inc.TCAT-2LVFor temperature control
Dissection forcepsFine Science Tools, Inc.11274-20For surgery
Gemini Cautery SystemGeminiGEM 5917For surgery
Intravenous catheter (22G)BD angiocath381123For intubation
LabChart 7.3ADInstrumentsFor data analysis
Light illumination systemOlympusFor surgery
Mikro-Tip catheterMillar Instruments, Houston, TXSPR-1000For pressure measurement
Millar Pressure-Volume SystemsMillar Instruments, Houston, TXMVPS-300For pressure measurement
O2 Controller and Hypoxia chamberBiospherixProOx 110For chronic hypoxia
PowerLab Data Acquisition SystemADInstrumentsPowerLab 16/30For data recording
ScissorsFine Science Tools, Inc.14084-08For surgery
Small animal ventilatorHarvard ApparatusMini-Vent 845For surgery
StereomicroscopeOlympusSZ61For surgery
Surgery tape3MFor surgery
Terg-a-zyme enzymeSigma-AldrichZ273287-1EAFor catheter cleaning

参考文献

  1. Humbert, M., et al. Advances in therapeutic interventions for patients with pulmonary arterial hypertension. Circulation. 130 (24), 2189-2208 (2014).
  2. Chatterjee, K. The Swan-Ganz catheters: past, present, and future: a viewpoint. Circulation. 119 (1), 147-152 (2009).
  3. Adamson, P. B., et al. CHAMPION trial rationale and design: the long-term safety and clinical efficacy of a wireless pulmonary artery pressure monitoring system. Journal of Cardiac Failure. 17 (1), 3-10 (2011).
  4. Abraham, W. T., et al. Wireless pulmonary artery haemodynamic monitoring in chronic heart failure: a randomised controlled trial. The Lancet. 377 (9766), 658-666 (2011).
  5. Adamson, P. B., et al. Wireless pulmonary artery pressure monitoring guides management to reduce decompensation in heart failure with preserved ejection fraction. Circulation: Heart Failure. 7 (6), 935-944 (2014).
  6. Shatat, M. A., et al. Endothelial Kruppel-like Factor 4 modulates pulmonary arterial hypertension. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 50 (3), 647-653 (2014).
  7. SPR-1000 Mouse Pressure Catheter. , Available from: https://millar.com/products/research/pressure/single-pressure-no-lumen/spr-1000 (2019).
  8. Tabima, D. M., Hacker, T. A., Chesler, N. C. Measuring right ventricular function in the normal and hypertensive mouse hearts using admittance-derived pressure-volume loops. American Journal of Physiology Heart and Circulatory Physiology. 299 (6), 2069-2075 (2010).
  9. Skuli, N., et al. Endothelial deletion of hypoxia-inducible factor-2alpha (HIF-2alpha) alters vascular function and tumor angiogenesis. Blood. 114 (2), 469-477 (2009).
  10. Harvard Inspira Advanced Safety Ventilator User's Manual. , Available from: http://www.harvardapparatus.com/media/harvard/pdf/Inspira_557058_9.pdf. (2019).
  11. LabChart. , Available from: https://www.adinstruments.com/products/labchart?creative=290739105773_keyword=labchart_matchtype=e_network=g_device=_gclid=CjwKCAjwxrzoBRBBEiwAbtX1n42I2S06KmccVncUHkmExU8KKOXXREyzx8bvTrxYMSze-ooE0atcbRoCliwQAvD_BwE (2019).
  12. Marius, M. H., et al. Definitions and diagnosis of pulmonary hypertension. Journal of the American College of Cardiology. 62 (25), 42-50 (2013).
  13. Ciuclan, L., et al. A novel murine model of severe pulmonary arterial hypertension. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 184 (10), 1171-1182 (2011).
  14. Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).
  15. Chen, W. C., et al. Right ventricular systolic pressure measurements in combination with harvest of lung and immune tissue samples in mice. Journal of Visualized Experiments. (71), 50023(2013).
  16. Ma, Z., Mao, L., Rajagopal, S. Hemodynamic characterization of rodent models of pulmonary arterial hypertension. Journal of Visualized Experiments. (110), 53335(2016).
  17. Chen, M. Berberine attenuates hypoxia-induced pulmonary arterial hypertension via bone morphogenetic protein and transforming growth factor-β signaling. Journal of Cellular Physiology. , (2019).
  18. Bueno-Beti, C., Hadri, L., Hajjar, R. J., Sassi, Y. The Sugen 5416/Hypoxia mouse model of pulmonary arterial hypertension. Experimental Models of Cardiovascular Diseases. Methods in Molecular Biology. vol 1816. Ishikawa, K. , Humana Press. New York, NY. (2018).

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