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Erratum Notice

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摘要

桥本甲状腺炎的几种动物模型已经建立，NOD小鼠的自发性自身免疫性甲状腺炎也是如此。H-2h4小鼠是一种简单可靠的HT诱导模型。本文介绍了这种方法并评估了病理过程，以便更好地了解SAT小鼠模型。

摘要

近年来，桥本甲状腺炎（HT）已成为最常见的自身免疫性甲状腺疾病。其特征是淋巴细胞浸润和特异性血清自身抗体的检测。虽然潜在的机制尚不清楚，但桥本甲状腺炎的风险与遗传和环境因素有关。目前，自身免疫性甲状腺炎有几种类型的模型，包括实验性自身免疫性甲状腺炎（EAT）和自发性自身免疫性甲状腺炎（SAT）。

小鼠EAT是HT的常见模型，用脂多糖（LPS）联合甲状腺球蛋白（Tg）或补充完全弗氏佐剂（CFA）进行免疫。EAT小鼠模型在许多类型的小鼠中广泛建立。然而，疾病进展更可能与Tg抗体反应有关，Tg抗体反应在不同的实验中可能有所不同。

SAT也被广泛用于NOD中的HT研究。H-2H4鼠标。点点头。H2h4小鼠是从非肥胖糖尿病（NOD）小鼠与B10杂交中获得的新菌株。A（4R），在有或没有喂食碘的情况下显着诱导HT。在入职过程中，点头。H-2h4小鼠具有高水平的TgAb，伴有甲状腺滤泡组织中的淋巴细胞浸润。然而，对于这种类型的小鼠模型，很少有研究来全面评估诱导碘过程中的病理过程。

本研究建立了用于激素研究的SAT小鼠模型，并评价了长时间碘诱导后的病理变化过程。通过该模型，研究人员可以更好地了解HT的病理发展，并筛选HT的新治疗方法。

引言

桥本甲状腺炎（HT），也称为慢性淋巴细胞性甲状腺炎或自身免疫性甲状腺炎，于1912年首次报道1。激素疗法的特征是淋巴细胞浸润和甲状腺滤泡组织损伤。实验室检查主要表现为甲状腺特异性抗体增加，包括抗甲状腺球蛋白抗体（TgAb）和抗甲状腺过氧化物酶抗体（TPOAb）2。激素疗法的发病率在0.4%-1.5%的范围内，占所有甲状腺疾病的20%-25%，近年来该值有所增加3。此外，大量研究报告了激素疗法与甲状腺状癌（PTC）的肿瘤发生和复发有关4，5;潜在的机制仍然存在争议。自身免疫性甲状腺炎也是女性不孕症的重要因素6.因此，激素疗法的发病机制需要明确，为此，稳定简单的动物模型是必不可少的。

为了研究激素疗法的病因，目前的研究采用了两种主要的鼠模型，包括实验性自身免疫性甲状腺炎（EAT）和自发性自身免疫性甲状腺炎（SAT）7，8。用特异性甲状腺抗原（包括粗甲状腺、纯化的甲状腺球蛋白[TG]、甲状腺过氧化物酶[TPO]、重组TPO外域和选定的TPO肽）免疫易感小鼠，以建立EAT鼠模型。此外，佐剂，包括脂多糖（LPS），完全弗氏佐剂（CFA）和其他不寻常的佐剂，在免疫过程中也用于分解免疫耐受9，10，11，12，13，14，15，16，17。

SAT模型是基于NOD研究自身免疫性甲状腺炎自发发展的重要模型。H-2H4小鼠。点点头。H-2h4小鼠是从NOD和B10的杂交中获得的新品系。A（4R）小鼠，然后多次回交至NOD，自身免疫性甲状腺炎易感基因IAk 18，19。点头。H-2h4小鼠不会发展为糖尿病，但自身免疫性甲状腺炎和干燥综合征（SS）的发病率很高19。研究发现，细胞内粘附分子-1（ICAM-1）在NOD的甲状腺组织中高表达。3-4周龄的H-2h4小鼠。而且，随着碘摄入量的增加，甲状腺球蛋白分子的免疫原性增强，进一步上调ICAM-1的表达，ICAM-1在单核细胞浸润过程中起重要作用21。该模型模拟自身免疫过程，同时验证碘剂量与疾病严重程度之间的关系。所建立的方法稳定，成功概率高。SAT模型已应用于诱导自身免疫性甲状腺炎多年，并且仍然是研究自身免疫性甲状腺炎发病机制的有效方法。然而，目前EAT模型的构造方法更加复杂和昂贵;不同的实验室使用不同的免疫方法和注射部位。此外，具有不同遗传背景的小鼠具有不同的诱导率，这需要进一步研究以揭示其有效机制。

然而，SAT模型中甲状腺炎的发展与碘化钠，性别二态性和饲养条件有关。为了揭示SAT模型中自身免疫性甲状腺炎的适当过程，本文描述了不同条件下诱导自身免疫性甲状腺炎的方法。此外，它允许研究自身免疫性甲状腺炎在该疾病不同阶段的发病机制和免疫学进展。

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研究方案

下面描述的方案已获得四川大学机构动物护理和使用委员会制定的护理和使用指南的批准。

1. 准备

  1. 在12小时明暗循环（分别从07:00a.m和07:00pm开始）下将所有小鼠置于特定的无病原体条件下。将室温保持在22°C。 每周更换床上用品。提供足量的标准啮齿动物食物和水。
  2. 在水中制备NaI储备溶液时，称取2.5g化合物，并在涡旋下将其溶解在50mL无菌纯水中，得到5%的储备溶液。将此储备溶液储存在4°C冰箱中，避光，长达8周。
  3. 要制备NaI的工作溶液，请吸取2.5 mL储备溶液并将其溶解在250 mL常规水中，作为NOD的日常饮用水。H-2h4小鼠，得到0.05%的工作溶液。

2.甲状腺炎的诱发

  1. SAT模型
    1. 准备点头。H-2h4小鼠（8周龄）的研究方法是将所有单性别（无性二态性）的小鼠饲养在屏障笼（每笼五只动物）中，饲喂条件在步骤1.1中描述。
    2. 在NOD中诱发自身免疫性甲状腺炎。H-2h4小鼠，用0.05%NaI喂养所有小鼠8周。每周更换NaI水，并每周评估小鼠的状态，包括外观，体重，食欲，精神状态和活动能力。
  2. EAT模型
    1. 通过将单性别（无性二态性）的所有小鼠饲养在屏障笼（每笼五只动物）中，以步骤1.1中描述的喂养条件准备BALB / c小鼠（8周龄）。用0.05%NaI喂养所有小鼠8周。
    2. 在前2周，每周一次皮下注射CFA和Tg（200μL）的混合物。
    3. 从第三周开始，皮下注射IFA和Tg（200μL）的混合物，每周一次，持续3周。

3. 测量

  1. 外周血样本的制备
    1. 诱导后，通过腹膜内注射用0.01mL / g麻醉剂麻醉小鼠。通过在磷酸盐缓冲盐水 （PBS） 中混合咪达唑仑（40 μg/100 μL 用于镇静）、美托咪定（7.5 μg/100 μL 用于镇静）和酒石酸丁酚（50 μg/100 μL 用于镇痛）来制备麻醉剂。
      注意:麻醉混合物中每种成分的具体浓度为:咪达唑仑13.33μg/ 100μL，美托咪定2.5μg/ 100μL和布托芬醇16.7μg/ 100μL。对于小鼠使用的特定剂量，剂量为:咪达唑仑4μg/g，美托咪定0.75μg/g和布托酚1.67μg/g。当小鼠的肢体肌肉放松时，确认麻醉深度，胡须没有触摸反应，并且踏板反射丧失。
    2. 小鼠麻醉后，通过用一只手固定小鼠并按压眼部皮肤以突出眼球来制备外周血样本。然后，将毛细管插入眼睛的内角，并以30-45度角穿透鼻孔平面。在轻轻旋转毛细管的同时施加压力。血液将通过毛细血管作用流入管中。
    3. 将血液放入4°C冰箱中2小时，然后在4°C下以1，000× g 离心10分钟以获得样品。为了进一步分析，将样品的其余部分储存在-80°C。
  2. 甲状腺组织样本的制备
    1. 根据制度政策对动物实施人道安乐死。然后，解剖胸壁以暴露心脏，切开右心房，并通过连接到 20 mL 注射器的静脉输液针将盐水注入左心室，直到组织变白。
    2. 用针钉将鼠标固定在解剖台上。用75%乙醇消毒颈部。用组织剪刀沿着颈部的正中线从胸骨顶部到下颌切割小鼠的皮肤，以完全暴露颈部组织。
    3. 观察一对粉红色腺体，下颌下腺，下面是气管前肌。用眼科剪刀和镊子分开腺体和肌肉，露出气管和甲状腺软骨。
    4. 分离软骨下的组织，使用弯曲的镊子将软骨和气管一起拾取。分别切开软骨和气管的远端和近端，并将甲状腺与气管一起切除。
    5. 将腺体浸入4%多聚甲醛中12-24小时。然后，将组织转移到70%乙醇中。
    6. 将甲状腺活检材料的单个叶放入处理盒中，并通过以下系列酒精梯度脱水:70%，80%，90%，95%，100%，100%，乙醇每个40分钟;1/2二甲苯+ 1/2无水乙醇2小时;100%二甲苯1.5小时;100%二甲苯1.5小时;1/2二甲苯+ 1/2石蜡2小时;在40°C烘箱40分钟;石蜡I30分钟;和石蜡II30分钟。将它们嵌入石蜡块中。
    7. 染色前，在二甲苯中脱蜡5μm厚的甲状腺组织切片（如下），并通过以下降低浓度的乙醇再水化:二甲苯I10分钟;二甲苯II10分钟;二甲苯III10分钟;无水乙醇I5分钟;无水乙醇II5分钟;90%酒精5分钟;80%酒精5分钟;70%酒精5分钟;和50%酒精5分钟。
    8. 用苏木精和伊红（H&E）染色组织。用苏木精染色15分钟，用自来水冲洗15分钟，加入1%盐酸乙醇10秒，用流水冲洗，然后用50%，70%和80%乙醇冲洗，各3分钟。 进行0.5%伊红乙醇染色2分钟，然后用流水冲洗。将石蜡切片依次置于75%乙醇中2分钟，85%乙醇2分钟，无水乙醇5分钟，二甲苯5分钟。用中性口香糖和载玻片固定切片。
    9. 为了评估淋巴细胞性甲状腺炎的程度，对甲状腺切片进行评分如下:0:甲状腺组织中淋巴细胞浸润很少或没有;1+:超过1/8的腺体浸润在一个或几个病灶中;2+:不超过1/4的腺体被淋巴细胞浸润;3+:1/4-1/2的腺体被淋巴细胞浸润;4+:超过1/2的腺体被破坏。
      注意:建议切除甲状腺软骨以保持小鼠甲状腺的整个结构，该结构太小而无法从气管中取出。
  3. TPOAb 的测量
    注意:在我们的实验室建立了稳定表达小鼠TPO的中国仓鼠卵巢（CHO）细胞。小鼠TPO cDNA被XbaI和NheI切除。然后，将cDNA转移到pcDNA5 / FRT。质粒构建成功后，转染到CHO细胞中，用潮霉素B（100 g/mL）选择。
    1. 构建mTPO-CHO细胞后，稀释步骤3.1.3（1:50）中的小鼠血清并与mTPO-CHO细胞孵育2小时。孵育后，用碘化丙啶（1 g / mL）排除细胞染色，并使用异硫氰酸荧光素偶联，亲和纯化的山羊抗小鼠IgG通过流式细胞术分析样品。通过FSC-A和SSC-A通道筛选存活的单细胞群，并从单细胞群中选择FITC和PI标记的细胞21。
    2. 包括与IgG结合的未免疫BALB / c或C57BL / 6小鼠的血清作为阴性对照。包括针对人 TPO22 的小鼠单克隆抗体作为识别小鼠TPO 23 的阳性对照。将 TPO 绑定数据表示为几何平均值。
  4. TgAb的测量
    注意:按照制造商的说明，使用 ELISA 试剂盒检测甲状腺球蛋白。
    1. 按照说明稀释微量离心管中的标准样品。将套件从冰箱中取出，在室温下保持30分钟。
    2. 设置标准孔、空白孔和测试孔。空白孔仅获得缓冲液，而标准孔获得标准溶液。向测试孔中加入 10 μL 样品。添加样品时，尽量不要接触孔壁，轻轻摇动板，将样品移动到孔底部。
    3. 包括用Tg，CFA和IFA24 免疫的BALB / c小鼠的血清作为阳性对照和来自8周龄NOD的血清。H-2h4小鼠以常规水为阴性对照。
    4. 将样品在37°C水浴中孵育30分钟。用蒸馏水以1:30的比例稀释洗涤缓冲液。然后，去除密封膜，甩掉酶板内的液体，在吸水纸上拍干，加入 350 μL 洗涤缓冲液 30 秒。重复此过程五次，然后将孔拍干。
    5. 向每个孔中加入50μL酶标记试剂，空白孔除外，并在37°水浴中孵育30分钟。取下密封膜，抖掉酶板内的液体，在吸水纸上拍干。
    6. 向每个孔中加入 50 μL 显影剂 A，然后加入 50 μL 显影剂 B，轻轻摇动孔混合 5 分钟。在每个孔中加入 50 μL 终止溶液 15 分钟以停止反应。使用酶标仪在450nm波长下测量每个孔的吸光度（OD）。将TgAb数据表示为490nm处的光密度（OD）。
  5. T4 和促甲状腺激素 （TSH） 的测量
    注意:按照制造商的说明，通过 ELISA 测量 T4 和 TSH 水平（以 10 μL 等分试样为单位）。
    1. 用测定稀释剂将酶偶联物稀释至1:11;使用0.01M PBS稀释要测量的样品（1:100）。
    2. 将 10 μL 标准品和样品加入相应的孔中，向每个孔中加入 100 μL 酶偶联物，并在室温下孵育 1 小时。
    3. 将液体丢弃在孔中，并用洗涤缓冲液清洁三次。
    4. 加入 100 μL 3，3'，5，5'-四甲基联苯胺 （TMB），并在室温下孵育 15 分钟。
    5. 加入 50 μL 终止液并轻轻混合 15-20 秒。
    6. 使用酶标仪在450nm波长处测定吸光度（OD）并计算样品浓度。
    7. 使用统计软件执行 t 检验或秩和检验并绘制结果。

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结果

女性和男性的组织学变化、碘摄入的持续时间和NaI的溶液都存在显着差异。如图 1所示，~10%的NOD。H-2h4小鼠在24周龄时即使没有碘诱导也发生了SAT，所有小鼠最终都发展为甲状腺炎。当给予常规水时，男性和女性之间的组织学变化没有显着差异。在饮用水中添加NaI加速了甲状腺炎的发展。在0.005%，0.05%和0.5%的溶液中，SAT在给予NaI水后分别在第16，8和8周达到最大严重程度。一?...

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讨论

激素疗法的发生是由于淋巴细胞浸润甲状腺引起的自身免疫系统疾病，进一步损害甲状腺功能，同时产生甲状腺特异性抗体。激素疗法患者的血清TSH、TgAb和TPOAb水平显著升高27。目前，两种主要类型的小鼠模型被广泛用于研究自身免疫性甲状腺炎的病因:EAT和SAT29。EAT小鼠大多使用蛋白质和佐剂进行免疫，以在体内产生异常的免疫环境。这种方法已经使用?...

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披露声明

所有作者都声明他们没有竞争利益。

致谢

针对人TPO的小鼠单克隆抗体（用作阳性对照）由P. Carayon博士和J. Ruf博士（法国马赛）提供。作者感谢本研究的所有参与者和我们研究团队的成员。这项工作部分得到了中国四川大学华西医院博士后基金（2020HXBH057）和四川省科技支撑计划（项目编号:2021YFS0166）的资助。

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材料

NameCompanyCatalog NumberComments
Butorphanol tartrateSupelcoL-044 
Dexmedetomidine hydrochloride Sigma-Aldrich145108-58-3
Enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) wellSigma-AldrichM9410-1CS
Ethanolmacklin64-17-5 
Freund’s Adjuvant, Complete Sigma-AldrichF5881 
Freund’s Adjuvant, Incomplete Sigma-AldrichF5506
Goat anti-Mouse IgG invitrogenSA5-10275 
Midazolam solution SupelcoM-908 
Mouse/rat thyroxine (T4) ELISACalbiotechDKO045
Paraformaldehydemacklin30525-89-4 
Propidium iodideSigma-AldrichP4864
Sodium IodineSigma-Aldrich 7681-82-5
ThyroglobulinSigma-Aldrich T1126
Thyroglobulin  ELISA KitThermo ScientificEHTGX5
TSH ELISACalbiotechDKO200
Xylenemacklin1330-20-7

参考文献

  1. Ralli, M., et al. Hashimoto's thyroiditis: An update on pathogenic mechanisms, diagnostic protocols, therapeutic strategies, and potential malignant transformation. Autoimmunity Reviews. 19 (10), 102649(2020).
  2. Zhang, Q. Y., et al. Lymphocyte infiltration and thyrocyte destruction are driven by stromal and immune cell components in Hashimoto's thyroiditis. Nature Communications. 13 (1), 775(2022).
  3. Ruggeri, R. M., et al. Autoimmune comorbidities in Hashimoto's thyroiditis: different patterns of association in adulthood and childhood/adolescence. European Journal of Endocrinology. 176 (2), 133-141 (2017).
  4. Resende de Paiva, C., Grønhøj, C., Feldt-Rasmussen, U., von Buchwald, C. Association between Hashimoto's thyroiditis and thyroid cancer in 64,628 patients. Frontiers in Oncology. 7, 53(2017).
  5. Ehlers, M., Schott, M. Hashimoto's thyroiditis and papillary thyroid cancer: are they immunologically linked. Trends in Endocrinology and Metabolism. 25 (12), 656-664 (2014).
  6. Medenica, S., et al. The role of cell and gene therapies in the treatment of infertility in patients with thyroid autoimmunity. International Journal of Endocrinology. 2022, 4842316(2022).
  7. Rose, N. R. The genetics of autoimmune thyroiditis: the first decade. Journal of Autoimmunity. 37 (2), 88-94 (2011).
  8. Kolypetri, P., King, J., Larijani, M., Carayanniotis, G. Genes and environment as predisposing factors in autoimmunity: acceleration of spontaneous thyroiditis by dietary iodide in NOD.H2(h4) mice. International Reviews of Immunology. 34 (6), 542-556 (2015).
  9. Terplan, K. L., Witebsky, E., Rose, N. R., Paine, J. R., Egan, R. W. Experimental thyroiditis in rabbits, guinea pigs and dogs, following immunization with thyroid extracts of their own and of heterologous species. The American Journal of Pathology. 36 (2), 213-239 (1960).
  10. Alexopoulos, H., Dalakas, M. C. The immunobiology of autoimmune encephalitides. Journal of Autoimmunity. 104, 102339(2019).
  11. Noviello, C. M., Kreye, J., Teng, J., Prüss, H., Hibbs, R. E. Structural mechanisms of GABA receptor autoimmune encephalitis. Cell. 185 (14), 2469-2477 (2022).
  12. Pudifin, D. J., Duursma, J., Brain, P. Experimental autoimmune thyroiditis in the vervet monkey. Clinical and Experimental Immunology. 29 (2), 256-260 (1977).
  13. Esquivel, P. S., Rose, N. R., Kong, Y. C. Induction of autoimmunity in good and poor responder mice with mouse thyroglobulin and lipopolysaccharide. The Journal of Experimental Medicine. 145 (5), 1250-1263 (1977).
  14. Kong, Y. C., et al. HLA-DRB1 polymorphism determines susceptibility to autoimmune thyroiditis in transgenic mice: definitive association with HLA-DRB1*0301 (DR3) gene. The Journal of Experimental Medicine. 184 (3), 1167-1172 (1996).
  15. Kotani, T., Umeki, K., Hirai, K., Ohtakia, S. Experimental murine thyroiditis induced by porcine thyroid peroxidase and its transfer by the antigen-specific T cell line. Clinical and Experimental Immunology. 80 (1), 11-18 (1990).
  16. Ng, H. P., Banga, J. P., Kung, A. W. C. Development of a murine model of autoimmune thyroiditis induced with homologous mouse thyroid peroxidase. Endocrinology. 145 (2), 809-816 (2004).
  17. Ng, H. P., Kung, A. W. C. Induction of autoimmune thyroiditis and hypothyroidism by immunization of immunoactive T cell epitope of thyroid peroxidase. Endocrinology. 147 (6), 3085-3092 (2006).
  18. Ellis, J. S., Braley-Mullen, H. Mechanisms by which B cells and regulatory T Cells influence development of murine organ-specific autoimmune diseases. Journal of Clinical Medicine. 6 (2), 13(2017).
  19. Fang, Y., Yu, S., Braley-Mullen, H. Contrasting roles of IFN-gamma in murine models of autoimmune thyroid diseases. Thyroid. 17 (10), 989-994 (2007).
  20. Fang, Y., Zhao, L., Yan, F. Chemokines as novel therapeutic targets in autoimmune thyroiditis. Recent Patents on DNA & Gene Sequences. 4 (1), 52-57 (2010).
  21. Chen, C. R., et al. Antibodies to thyroid peroxidase arise spontaneously with age in NOD.H-2h4 mice and appear after thyroglobulin antibodies. Endocrinology. 151 (9), 4583-4593 (2010).
  22. Ruf, J., et al. Relationship between immunological structure and biochemical properties of human thyroid peroxidase. Endocrinology. 125 (3), 1211-1218 (1989).
  23. McLachlan, S. M., Aliesky, H. A., Chen, C. R., Chong, G., Rapoport, B. Breaking tolerance in transgenic mice expressing the human TSH receptor A-subunit: thyroiditis, epitope spreading and adjuvant as a 'double edged sword'. PLoS One. 7 (9), e43517(2012).
  24. McLachlan, S. M., Aliesky, H. A., Chen, C. R., et al. Breaking tolerance in transgenic mice expressing the human TSH receptor A-subunit: thyroiditis, epitope spreading and adjuvant as a 'double edged sword’[J]. PLoS One. 7 (9), e43517(2012).
  25. Hutchings, P. R., et al. Both CD4(+) T cells and CD8(+) T cells are required for iodine accelerated thyroiditis in NOD mice. Cellular Immunology. 192 (2), 113-121 (1999).
  26. Xue, H., et al. Dynamic changes of CD4+CD25 + regulatory T cells in NOD.H-2h4 mice with iodine-induced autoimmune thyroiditis. Biological Trace Element Research. 143 (1), 292-301 (2011).
  27. Hou, X., et al. Effect of halofuginone on the pathogenesis of autoimmune thyroid disease in different mice models. Endocrine, Metabolic & Immune Disorders Drug Targets. 17 (2), 141-148 (2017).
  28. McLachlan, S. M., et al. Dissociation between iodide-induced thyroiditis and antibody-mediated hyperthyroidism in NOD.H-2h4 mice. Endocrinology. 146 (1), 294-300 (2005).
  29. Danailova, Y., et al. Nutritional management of thyroiditis of hashimoto. International Journal of Molecular Sciences. 23 (9), 5144(2022).
  30. Carayanniotis, G. Molecular parameters linking thyroglobulin iodination with autoimmune thyroiditis. Hormones. 10 (1), 27-35 (2011).
  31. Verginis, P., Li, H. S., Carayanniotis, G. Tolerogenic semimature dendritic cells suppress experimental autoimmune thyroiditis by activation of thyroglobulin-specific CD4+CD25+ T cells. Journal of Immunology. 174 (11), 7433-7439 (2005).
  32. Flynn, J. C., et al. Superiority of thyroid peroxidase DNA over protein immunization in replicating human thyroid autoimmunity in HLA-DRB1*0301 (DR3) transgenic mice. Clinical and Experimental Immunology. 137 (3), 503-512 (2004).
  33. Akeno, N., et al. IFN-α mediates the development of autoimmunity both by direct tissue toxicity and through immune cell recruitment mechanisms. Journal of Immunology. 186 (8), 4693-4706 (2011).

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Erratum


Formal Correction: Erratum: Generation of a Mouse Spontaneous Autoimmune Thyroiditis Model
Posted by JoVE Editors on 6/05/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: Generation of a Mouse Spontaneous Autoimmune Thyroiditis Model. The Protocol section was updated.

Step 3.1.1 of the Protocol was updated from:

After the induction, anesthetize the mice with a volume of 0.01 mL/g anesthetic by intraperitoneal injection. Prepare the anesthetic by mixing midazolam (40 µg/100 µL for sedation), medetomidine (7.5 µg/100 µL for sedation), and butorphanol tartrate (50 µg/100 µL for analgesia) in phosphate-buffered saline (PBS).

to

After the induction, anesthetize the mice with a volume of 0.01 mL/g anesthetic by intraperitoneal injection. Prepare the anesthetic by mixing midazolam (40 µg/100 µL for sedation), medetomidine (7.5 µg/100 µL for sedation), and butorphanol tartrate (50 µg/100 µL for analgesia) in phosphate-buffered saline (PBS).
NOTE: The specific concentrations of each component in the anesthesia mixture are: midazolam 13.33µg/100µL, medetomidine 2.5µg/100µL, and butorphanol 16.7µg/100µL. For specific dosages used in mice, the doses are: midazolam 4µg/g, medetomidine 0.75µg/g, and butorphanol 1.67µg/g. Anesthesia depth was confirmed when the mouse's limb muscles relaxed, the whiskers had no touch response, and there was loss of  pedal reflex.

Step 3.1.2 of the Protocol was updated from:

After the mice are anesthetized, cut off their whiskers with ophthalmic scissors to prevent blood from flowing down the whiskers and causing hemolysis. Fix the mouse with one hand and press the skin of the eye to make the eyeball protrude. Quickly remove the eyeball and draw 1 mL of blood into the microcentrifuge tube via a capillary tube.

to

After the mice are anesthetized, prepare the peripheral blood samples, by fixing the mouse with one hand and pressing the eye skin to protrude the eyeball. Then, insert the capillary tube into the inner corner of the eye and penetrate at a 30-45 degree angle to the plane of the nostril. Apply pressure while gently rotating the capillary tube. Blood will flow into the tube via capillary action.

Step 3.2.1 of the Protocol was updated from:

Dissect the chest wall to expose the heart, cut open the right atrium, and infuse saline into the left ventricle by an intravenous infusion needle attached to a 20 mL syringe until the tissue turns white.

to

Humanely euthanize the animal according to the institutional policies. Then, dissect the chest wall to expose the heart, cut open the right atrium, and infuse saline into the left ventricle by an intravenous infusion needle attached to a 20 mL syringe until the tissue turns white.

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