首先，在 100 毫米培养皿中的 10 毫升完全生长培养基中，以 6MCA205 纤维肉瘤细胞的 3 倍 10 倍进行接种。用紫外线照射细胞，并在 37 摄氏度和 5% 二氧化碳下孵育至少 6 小时，让它们死亡。在完全生长培养基中以 1100G 的浓度洗涤体外分化的树突状细胞 （DC） 两次，持续 4 分钟。
使用台盼蓝染料排除试验对骨髓衍生的空 DC 进行计数。将辐照后的癌细胞以 1100G 离心 5 分钟。将空 DC 与辐照凋亡细胞在 12 孔板中以 2：1 的比例在 37 摄氏度和 5% 二氧化碳下共培养 24 小时。
第二天，在 15 mL 试管中的 10 mL 完全生长培养基中，以 1100G 洗涤细胞两次，每次 5 分钟。对于细胞表面染色，将骨髓衍生的 DC 重悬于 20 μL 的冷 FACS 缓冲液中，并在 4 摄氏度下避光孵育 20 分钟。用 FACS 缓冲液洗涤细胞后，加入 100 微升含有活力固定近红外染料的 PBS，持续 30 分钟。
用 PBS 洗涤细胞一次，然后将它们重新悬浮在 FACS 缓冲液中。根据 FSCA 和 SSCA 特性识别感兴趣的细胞。然后绘制 FSCA 和 FSCH 图，以从分析中排除细胞双峰和团块。
绘制 780 至 60 纳米发射带通滤光片面积和 SSCA 以去除死细胞。使用 575 至 26 和 530 至 30 纳米发射带通滤光片，在两个参数密度图中检测 CD11C 标志物和 PKH67 荧光细胞接头的细胞阳性。计数后，用骨髓来源的 DC 培养 CD8 T 细胞，这些 DC 在 37 摄氏度和 5% 二氧化碳下以 2 比 5 的比例摄取凋亡的 MCA205 细胞 72 小时。
将 EdU 以 10 微摩尔终浓度添加到共培养基中，并孵育 16 至 20 小时。将 CD8 交叉引物以 1100G 离心两次，持续 5 分钟，然后在 4 摄氏度下在低温 FACS 缓冲液中避光染色 20 分钟。在 FACS 缓冲液中洗涤细胞两次后，将它们重悬于 100 微升含有活力可固定水染料的 PBS 中 30 分钟。
在流流管中用 3 毫升 1% BSA 的 PBS 溶液洗涤细胞悬液一次。加入 100 μL 4% 多聚甲醛 15 分钟用于细胞固定。将细胞在 100 μL 基于皂苷的透化中孵育，并洗涤试剂 15 分钟。
加入 500 μL 反应混合物，并在黑暗中孵育 30 分钟。洗涤后，将细胞重悬于 100 μL 基于皂苷的透化和洗涤试剂中。根据 FSEA 和 SSEA 属性识别感兴趣的细胞。
然后绘制 FSEA 和 FSEH 以从分析中排除细胞双峰和团块。绘制 525 至 50 纳米发射带通滤光片面积和 SSCA 以去除死细胞。使用 530 至 30 和 575 至 26 纳米发射带通滤光片密度图，检测细胞对 CD8a 和 CD3 的阳性。
使用 660 至 620 纳米带通发射滤光片在单个参数直方图中分析细胞中 Alexa Fluor 647 EdU 掺入情况。CD11c 阳性树突状细胞在 37 摄氏度下有效吞噬凋亡的 MCA205 癌细胞，在早期癌症免疫周期阶段表现出温度依赖性吞噬作用。吞噬作用后，树突状细胞显示 CD86 和 MHC-II 水平升高，同时 PDL1 水平降低。
一旦被成熟的树突状细胞激活，CD8 阳性 T 细胞的克隆扩增就很明显，增殖率约为 20%。使用肿瘤芯片模型，观察到这些 T 细胞对癌细胞释放的警报蛋白的趋化反应。
