首先，用 42 微升 0.05% Matrigel 包被 Transwell 插入物。在 37 摄氏度下孵育 1 小时，让 Matrigel 凝固。吸出多余的培养基，并在不加盖的情况下干燥 Transwells 30 分钟。
然后向每个插入物中加入 200 微升 DMEM F12 培养基，并在 37 摄氏度下储存直至使用。用 PBS 洗涤含有类器官的 Matrigel 肉饼。在冰上将它们暴露在 500 μL 的细胞回收中，并反复移液混合物以确保在 15 mL试管中充分收集细胞。
然后将试管在 4 摄氏度下以 300 g 离心 5 分钟。去除上清液，将细胞沉淀重悬于目标体积的肠上皮干细胞或 IESC 培养基中。现在，在 IESC 培养基中预涂 1 毫升注射器，通过 16 号针头吸出细胞悬液。
然后用 16 号针头替换 28 号针头并弹出悬浮液以促进类器官的分离。接下来，将 200 微升所得细胞悬液放入涂层 Transwell 的顶端。在基底侧添加 500 微升 IESC 培养基和生长因子。
使用双电极 TEER 测量室量化单层的 TEER。用 1.5 毫升 IESC 培养基填充培养杯，并确保 Transwell 插件中正好存在 200 微升培养基，以便在测量过程中液位匹配。将 Transwell 插入物的基底外侧暴露于白细胞介素-1 β 的炎性细胞因子或暴露于白细胞介素-1 β 的培养物中的神经胶质产物。
将每个 Transwell 放入培养杯中，每 10 到 15 分钟测量一次 TEER，持续 45 分钟。基底外侧暴露于用 10 和 25 ng白细胞介素-1 β 处理的神经胶质细胞培养物的培养基中，显着增加了上皮屏障通透性。暴露于不同浓度的马白细胞介素 6 后，未观察到上皮通透性显着增加。
