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  • Zusammenfassung
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  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

Diese Technik macht die Drosophila embryonale neuromusculature für die Immunhistochemie oder elektrophysiologische Ableitung. Es ist für das Studium frühen Ereignisse in neuromuskulären Entwicklung oder Durchführung Elektrophysiologie in Mutanten, die nicht brüten können nützlich.

Zusammenfassung

Drosophila ist ein führender genetisches Modell für die Untersuchung der beiden embryonalen Entwicklung und funktionelle Neurowissenschaften. Traditionell sind diese Felder ganz von einander getrennt, mit weitgehend unabhängigen Geschichten und Wissenschaft. Allerdings ist die Schnittstelle zwischen diesen in der Regel unterschiedliche Felder der Entwicklungsprogramme zugrunde liegenden Erwerb von funktionellen elektrischen Signal-Eigenschaften und die Differenzierung von funktionellen chemischen Synapsen während der letzten Phasen der neuronalen Schaltkreis Bildung. Diese Schnittstelle ist ein äußerst wichtiges Gebiet für die Untersuchung. In Drosophila treten diese Phasen der funktionalen Entwicklung über einen Zeitraum von <8 Stunden (bei ​​25 ° C) während des letzten Drittels der Embryogenese. Diese späte Entwicklungsphase galt lange Zeit als unlösbar zu Ermittlungen wegen der Ablagerung von einem harten, undurchlässigen epidermale Kutikula. Ein Durchbruch Fortschritt war die Anwendung von Wasser-Polymerisation chirurgische Kleber, die lokal an der Nagelhaut kann angewendet werden, um kontrollierte Präparation des Late-Stage-Embryonen zu ermöglichen. Mit einem dorsalen Längsschnitt, kann der Embryo flach gelegt werden, Freilegung der Bauchmark und Körper Wand Muskulatur experimentelle Untersuchung. Dieses System wurde stark genutzt zu isolieren und zu charakterisieren genetische Mutanten, die embryonale Synapsenbildung beeinträchtigen und damit zeigen, die molekularen Mechanismen, über die Spezifikation und Differenzierung von Synapsen-Verbindungen und funktionelle synaptische Signalisierung Eigenschaften.

Protokoll

Teil 1: Ausrüstung und Zubehör

  1. Eine gute Dissektionsmikroskop ist für den Embryo Dissektionen erforderlich; 40-facher Vergrößerung wird vorgeschlagen, mit 25X Okulare bis maximal die Vergrößerung zu erhöhen.
  2. Feine Pinzette (Nummer 5) sind für die manuelle Selektion von Embryonen und devitellinization von Embryonen erforderlich.
  3. Ausrüstung zu machen und zu ändern gutes Glas Nadeln erforderlich ist. Gezogen-Glas-Nadeln sind für die Präparation erforderlich. Wir bevorzugen massivem Glas für die Präparation (länger), aber Standard dickwandigen Glasröhren (Außendurchmesser 1-1,5 mm) arbeitet als gut. Einige Leute benutzen feinen Wolfram-Nadeln, elektrolysiert, um die gewünschte Schärfe in ein Bad von 1M NaOH mit einem 10 + Amp Spartransformator Batterie. Geschärft Wolfram Dissektion Nadeln haben den Vorteil, dass sie relativ robust und langlebig sind. Hohlglas Nadeln (gebildet ähnlich Klemmelektroden Patch) sind Kunststoffschlauch befestigt und verwendet bei der Präparation für Saug-und Ausweisung von Kochsalzlösung, sowie die kontrollierte Abgabe von Leim. Eine Vielzahl von Glas-Abzieher sind für die Herstellung von Glas Nadeln. Computer-Programmierung Abzieher kann voreingestellt werden, um eine Vielzahl von Formen und Größen zu ziehen. Die Brown-Flaming Modelle (Sutter Instrument Co.) sind weit verbreitet begünstigt. Ein zusammengesetztes Mikroskop (20-40fach Objektiv) zur Verfügung stehen sollte untersuchen und verändern Elektroden vor dem Gebrauch.
  4. Zwei Arten von Lösungen werden häufig verwendet, um die Bad embryonalen Gewebe während der Präparation: 1) "Standard" (Jan und Jan, 1976a) oder "modifizierten Standardtarif" (Broadie, 2000) Salinen, basierend auf Lösungen üblicherweise für die Aufnahme in andere wirbellose eingesetzt und 2) "Hämolymphe-like" (HL) Salinen (Stewart et al 1994), einen Kompromiss zwischen den Standard-Kochsalzlösung und die Ionenkonzentrationen in der Drosophila Hämolymphe gemessen. Es wird darauf hingewiesen, dass keines dieser Salinen genau imitieren die chemische Zusammensetzung der Hämolymphe in vivo (Broadie, 2000). Standard-Kochsalzlösung enthält (in mM): 135 NaCl, 5 KCl, 4 MgCl 2, 1,8 CaCl 2, 72 Saccharose, 5 TES, pH 7,2. Experimentatoren möchten vielleicht auch kommerziell hergestellte Insekten Kochsalzlösung (z. B. Schneider Insect Media), die ungeeignet für die elektrophysiologische Ableitung aber wahrscheinlich für die Gesundheit der exponierten Gewebe zu schützen, ist zu prüfen.

Teil 2: Embryo Staging und Dissection

  1. Für eine optimale Eiersammlung, halten jung (<7 Tage), gesunde männliche und weibliche Fliegen (20-40) auf frischen Verlegung Töpfe für 2-3 Tage. Legen Töpfen häufig bestehen aus 100 ml Kunststoffbecher (Tri-Pour) perforiert, um eine ausreichende Luftzirkulation, für eine 60 mm-Agar-Platte geben. Agar-Platten enthalten Apfel-oder Traubensaft mit Agar gehärtet. Einige Rezepte gibt, aber ein Beispiel ist wie folgt: 700 ml Wasser, 25-30 g Agar, 300 ml Saft-Konzentrat (Trauben-oder Apfel), 0,5 g Methylparaben (p-hydroxymethylbenzoate) und 30g Zucker. Autoclave das Wasser und Agar-Agar, und separat kochen p-hydroxymethylbenzoate mit dem Zucker und Saft. Mix der Agar-und Saft-Lösungen und schnell in 60 mm-Platten zu gießen, Entfernung von Blasen.
  2. Vor Entnahme der Eizellen, sind Fliegen mit Hefepaste (7 Gramm Bäckerhefe in 9 ml Wasser bei 4 ° C gelagert) auf frische Platten, mindestens zweimal täglich für mindestens zwei Tage gewechselt zugeführt. Am Tag 3, sollte ein guter Topf produzieren 100-200 Eier pro Stunde. Bessere Eiablage befindet sich auf einem Topf auf die Seite mit dem Agar in eine Metallplatte geritzt gepflegt beobachtet. Viele Embryonen werden in gelegt werden oder neben dem Kratzer.
  3. Zum Sammeln einer großen Anzahl von Embryonen, sanft Transfer der Embryonen von der Agarplatte in einen Korb mit einem Pinsel. Ein Korb kann mit einem 15 oder 50 ml Zentrifugenröhrchen erfolgen. Schneiden Sie den unteren, wobei genügend Fläche, um einen Bildschirm (70 um Maschenweite) zwischen dem Deckel und dem oberen Ende des Röhrchens Falle. Spülen Sie die Embryonen mit dH 2 0 und in einer Petrischale mit frischem 50% bis 100% Bleichmittel auf die äußere Chorion zu entfernen. Alternativ können Eier einzeln gesammelt werden mit feinen Pinzetten und dechorionated, indem man sie manuell in einen Tropfen Bleichmittel. De-chorionation kann von 30 Sekunden bis 2 Minuten (frische Bleiche ist viel schneller) zu nehmen, und sollte unter der Dissektionsmikroskop überwacht werden. Die Entfernung des Chorion macht die glänzenden, transparent Dotterhaut. Dechorionated Eier sollten kurz abgespült werden, oder die in Kochsalzlösung, als Bleichmittel schnell zerstört devitellinized Gewebe.
  4. Es ist wichtig, sorgfältig zu Embryonen, um die gewünschte Entwicklungsalter. Die definierten Drosophila Embryonalstadien (1-17; Campos-Ortega und Hartenstein, 1985) sind nicht sinnvoll, da alle funktionellen neuromuskulären Entwicklung tritt im späten Stadium 16 oder Stufe 17. So Embryonen werden von Entwicklungs-Stunden inszeniert bei 25 ° C in einem befeuchteten Inkubator, in Stunden nach der Befruchtung oder, häufiger, nach der Eiablage (AEL). Unter diesen Bedingungen dauert der Embryogenese 21 + / - 1 Stunde bei 25 ° C.
  5. Eier von einer zeitlich Ei-lay (1-2 Std.s), die entsprechend gealtert sind als nächstes für morphologischen Kriterien angesehen. Nach gründlichem Waschen in dH 2 O, sind die dechorionated Eier in einer Kunststoff-Petrischale (unter dH 2 O) für die Anzeige platziert. Richtig Inszenierung kann mit morphologischen Kriterien mit reflektierte Licht mit einem Dissektionsmikroskop (Campos-Ortega und Hartenstein, 1985) bestätigt werden. Ältere im Spätstadium Embryonen (22-24h AEL) am Rande der Schlupf in der Regel durch die Segmentierung der Kutikula und aufgeblasen Luftröhre anerkannt. Embryonen können auch genotypisiert mit GFP-Balancer und ein Fluoreszenz-Dissektionsmikroskop mit geeigneten Filtern werden.
  6. Für Dissektion sind dechorionated und entwicklungspolitisch inszeniert Embryonen beigefügt (Rückenseite nach oben) auf einem Deckglas unter einem Tropfen Kochsalzlösung (siehe Schritt 1.5). Die Embryonen werden von der Dotterhaut durch Punktion der Membran in der Nähe der vorderen oder hinteren Ende mit einem Glas-Mikropipette oder Wolfram Nadel, und dann vorsichtig die Befreiung der Embryo aus der Membran entfernt. In Vorbereitung für die Präparation, sollte der Embryo auf dem Deckglas mit der dorsalen Fläche nach oben (dorsal bis Dissektion wird das ventrale Nervensystem und neuromusculature für Experimente aussetzen positioniert werden. Doch der Embryo kann natürlich auch auf andere Weise positioniert werden, um Zugang zu anderen zu erleichtern Gewebe.)
  7. Embryonen im Frühstadium (<16 Stunden AEL) direkt an Glas oder Glas mit Polylysin (Poly-L-Lysin-Hydrobromid; Broadie und Bate, 1993a, b) beschichtet reinigen. Ältere Embryonen (> 16 Stunden AEL), folgende Nagelhaut Bildung muss geklebt werden, ideal für Sylgard-beschichtet (Dow Corning) Deckgläser. Ein Wasser-Polymerisation von Cyanacrylat chirurgische oder tierärztliche Klebstoff verwendet wird (Broadie und Bate, 1993c, d). Der Leim wird durch einen kleinen Glaselektrode Pipette (10-20 Mikrometer Innendurchmesser Spitze) an einen Gummischlauch mit dem Leimfluss durch den Mund Druck gesteuert ausgeliefert. Es muss während der Leim Lieferung genommen werden, da der Kleber polymerisiert schnell bei Kontakt mit der Salzlösung. Beachten Sie auch, dass Kleben nicht in Kochsalzlösung mit keinen oder geringen zweiwertigen Ionen-Konzentrationen durchgeführt werden, wie der Klebstoff erfordert zweiwertige Ionen zu polymerisieren. Kleine Mengen von Klebstoff werden zuerst verwendet werden, um fest an den Kopf und Schwanz.
  8. Nachdem die Enden der Embryo in die Deckglas geklebt wird ein Schnitt entlang der dorsalen Mittellinie mit einer Glaselektrode oder geschärft Wolframnadel gemacht. Dies wird dadurch erleichtert, indem Sie vorsichtig Perforieren der Schnittführung vor dem endgültigen Schnitt. Die Seiten des Einschnitts werden dann auf das Deckglas mit mehr geklebt, sanft verteilen Embryo flach. Die inneren Organe einschließlich des Darms, Fettkörper und, optional, Luftröhre werden dann durch Absaugen mittels einer Glaspipette an Gummischlauch (Broadie und Bate 1993a-c) entfernt. Der Embryo ist jetzt angebracht flach auf dem Deckglas werden, Epidermis sich mit der Bauchseite des zentralen Nervensystems, der peripheren Nerven und somatische Muskulatur für Experimente ausgesetzt.

Diskussion

Präzise Inszenierung von Embryonen ist kritisch aufgrund der schnellen Reifung der funktionellen Eigenschaften über den zeitlichen Verlauf von nur einigen Stunden. Mehrere Probleme erschweren diese Inszenierung. Erstens verwenden die meisten Forscher timed Eier legt, um Embryonen, sondern die Eiablage Zeit enorm variieren von Tier zu Tier unter verschiedenen Bedingungen (Broadie et al. 1992). Insbesondere neigen Frauen auf eine begrenzte Diät, um befruchtete Eier über einen längeren Zeitraum vor der Verlegung zu be...

Danksagungen

KB wird durch NIH GM54544 unterstützt.

Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
Embryo Collection CagesGenesee Scientific59-100 (for 60 mm dish; other sizes available)Cages can also be home made using punctured tri-pour beakers, as shown in video
Sylgard 184Dow CorningAvailable from various companiesSurgical glue adheres better to sylgard-coated coverslips
Fine glass tubing, outer diameter 1.0-1.5 mmVariousFor pulling into fine glass needles for dissection and tubes for glue delivery
Plastic tubing, to attach to glass pipette for mouth suction and glue applicationTygonTubing inner diameter needs to match glass outer diameter.

Referenzen

  1. Aravamudan, B., Fergestad, T., Davis, W. S., Rodesch, C. K., Broadie, K. Drosophila UNC-13 is essential for synaptic transmission. Nat. Neurosci. 2, 965-971 (1999).
  2. Auld, V. J., Fetter, R. D., Broadie, K., Goodman, C. S. Gliotactin a novel transmembrane protein on peripheral glia, is required to form the blood-nerve barrier in Drosophila. Cell. 81, 757-767 (1995).
  3. Baines, R. A., Bate, M. Electrophysiological development of central neurons in the Drosophila embryo. J. Neurosci. 18, 4673-4683 (1998).
  4. Baines, R. A., Robinson, S. G., Fujioka, M., Jaynes, J. B., Bate, M. Postsynaptic expression of tetanus toxin light chain blocks synaptogenesis in Drosophila. Curr. Biol. 9, 1267-1270 (1999).
  5. Baines, R. A., Uhler, J. P., Thompson, A., Sweeney, S. T., Bate, M. Altered electrical properties in Drosophila neurons developing without synaptic transmission. J. Neurosci. 21, 1523-1531 (2001).
  6. Bate, M. The embryonic development of the larval muscles in Drosophila. Development. 110, 791-804 (1990).
  7. Bate, M., Martinez Arias, A., Bate, M., Martinez Arias, A. . The Development of Drosophila melanogaster. , (1993).
  8. Baumgartner, S., JT, L. i. t. t. l. e. t. o. n., Broadie, K., MA, B. h. a. t., Harbecke, R., JA, L. e. n. g. y. e. l., Chiquet-Ehrismann, R., Prokop, A., Bellen, H. J. A Drosophila neurexin is required for septate junction and blood-nerve barrier formation and function. Cell. 87, 1059-1068 (1996).
  9. AH, B. r. a. n. d. Perrimon N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development. 118, 401-415 (1993).
  10. Brand, A. GFP as a cell and developmental marker in the Drosophila nervous system. Methods Cell Biol. 58, 165-181 (1999).
  11. Broadie, K., Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. Electrophysiological Approaches to the Neuromusculature. Drosophila Protocols. , 273-296 (2000).
  12. Broadie, K., Bate, M. Development of the embryonic neuromuscular synapse of Drosophila melanogaster. J. Neurosci. 13, 144-166 (1993a).
  13. Broadie, K., Bate, M. Development of larval muscle properties in the embryonic myotubes of Drosophila melanogaster. J. Neurosci. 13, 167-180 (1993b).
  14. Broadie, K., Bate, M. Activity-dependent development of the neuromuscular synapse during Drosophila embryogenesis. Neuron. 11, 607-619 (1993c).
  15. Broadie, K., Bate, M. Synaptogenesis in the Drosophila embryo: innervation directs receptor synthesis and localization. Nature. 361, 350-353 (1993d).
  16. Broadie, K., Bellen, H. J., DiAntonio, A., Littleton, J. T., Schwarz, T. L. The absence of Synaptotagmin disrupts excitation-secretion coupling during synaptic transmission. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 91, 10727-10731 (1994).
  17. Broadie, K., Prokop, A., Bellen, H. J., O'Kane, C. J., Schulze, K. L., Sweeney, S. T. Syntaxin and Synaptobrevin function downstream of vesicle docking in Drosophila. Neuron. 15, 663-673 (1995).
  18. Broadie, K., Rushton, E., Skoulakis, E. C. M., Davis, R. L. e. o. n. a. r. d. o. a 14-3-3 protein involved in learning, regulates presynaptic function. Neuron. 19, 391-402 (1997).
  19. Broadie, K., Skaer, H., Bate, M. Whole-embryo culture of Drosophila: development of embryonic tissues in vitro. Roux's Arch. Develop. Biol. 201, 364-375 (1992).
  20. Campos-Ortega, J., Hartenstein, V. . The embryonic development of Drosophila melanogaster. , (1985).
  21. Deitcher, D. L., Ueda, A., Stewart, B. A., Burgess, R. W., Kidokoro, Y., Schwartz, T. L. Distinct requirements for evoked and spontaneous release of neurotransmitter are revealed by mutations in the Drosophila gene neuronal-synaptobrevin. J. Neurosci. 18, 2028-2039 (1998).
  22. Featherstone, D. E., Broadie, K. Surprises from Drosophila: genetic mechanisms of synaptic development and plasticity. Brain Res. Bull. 53, 501-511 (2000).
  23. Featherstone, D. E., Rushton, E. M., Hilderbrand-Chae, M., Phillips, A. M., Jackson, F. R., Broadie, K. Presynaptic glutamic acid decarboxylase is required for induction of the postsynaptic receptor field at a glutamatergic synapse. Neuron. 27, 71-84 (2000).
  24. Featherstone, D. E., Davis, W. S., Dubreuil, R. R., Broadie, K. Drosophila alpha- and beta-spectrin mutations disrupt presynaptic neurotransmitter release. J Neurosci. 21, 4215-4224 (2001).
  25. Featherstone, D. E., Rushton, E., Broadie, K. Developmental regulation of glutamate receptor field size by nonvesicular glutamate release. Nat Neurosci. 5, 141-146 (2002).
  26. Featherstone, D. E., Rushton, E., Rohrbough, J., Liebl, F., Karr, J., Sheng, Q., Rodesch, C. K., Broadie, K. An essential Drosophila glutamate receptor subunit that functions in both central neuropil and neuromuscular junction. J. Neurosci. 25, 3199-3208 (2005).
  27. Fergestad, T., Davis, W. S., Broadie, K. The stoned proteins regulate synaptic vesicle recycling in the presynaptic terminal. J Neurosci. 19, 5847-5860 (1999).
  28. Fergestad, T., Wu, M. N., Schulze, K. L., Lloyd, T. E., Bellen, H. J., Broadie, K. Targeted mutations in the syntaxin H3 domain specifically disrupt SNARE complex function in synaptic transmission. J Neurosci. 21, 9142-9150 (2001).
  29. Fergestad, T., Broadie, K. Interaction of stoned and synaptotagmin in synaptic vesicle endocytosis. J Neurosci. 21, 1218-1227 (2001).
  30. Goodman, C. S., Doe, C. Q., Bate, M., Martinez Arias, A. Embryonic Development of the Drosophila Central Nervous System. In The Development of Drosophila melanogaster. , 1131-1206 (1993).
  31. Harrison, S. D., Broadie, K., Goor, J. v. a. n. d. e., Rubin, G. M. Mutations in the Drosophila Rop gene suggest a function in general secretion and synaptic transmission. Neuron. 13, 555-566 (1994).
  32. Huang, F. D., Woodruff, E., Mohrmann, R., Broadie, K. Rolling blackout is required for synaptic vesicle exocytosis. J. Neurosci. 26, 2369-2379 (2006).
  33. Jan, L. Y., Jan, Y. N. Properties of the larval neuromuscular junction in Drosophila melanogaster. J. Physiol. 262, 189-214 (1976).
  34. Jan, L. Y., Jan, Y. N. L-glutamate as an excitatory transmitter at the Drosophila larval neuromuscular junction. J. Physiol. 262, 215-236 (1976b).
  35. Kidokoro, Y., Nishikawa, K. I. Miniature endplate currents at the newly formed neuromuscular junction in Drosophila embryos and larvae. Neuroscience Research. 19, 143-154 (1994).
  36. Landgraf, M., Bossing, T., Technau, G. M., Bate, M. The origin, location, and projections of the embryonic abdominal motorneurons of Drosophila. J. Neurosci. 17, 9642-9655 (1997).
  37. Mohrmann, R., Matthies, H. J., Woodruff III, E., Broadie, K. Stoned B mediates sorting of integral synaptic vesicle proteins. Neuroscience. 153, 1048-1063 (2008).
  38. Nishikawa, K. I., Kidokoro, Y. Junctional and extrajunctional glutamate receptor channels in Drosophila embryos and larvae. J. Neurosci. 15, 7905-7915 (1995).
  39. Renden, R., Berwin, B., Davis, W., Ann, K., Chin, C. T., Kreber, R., Ganetzky, B., Martin, T. F., Broadie, K. Drosophila CAPS is an essential gene that regulates dense-core vesicle release and synaptic vesicle fusion. Neuron. 31, 421-437 (2001).
  40. Rohrbough, J., Broadie, K. Electrophysiological Analysis of Synaptic Transmission in Central Neurons of Drosophila Larvae. J. Neurophysiol. 88, 847-860 (2002).
  41. Rohrbough, J., Rushton, E., Palanker, L., Woodruff, E., Matthies, H. J., Acharya, U., Acharya, J. K., Broadie, K. Ceramidase regulates synaptic vesicle exocytosis and trafficking. J. Neurosci. 24, 7789-7803 (2004).
  42. Rohrbough, J., Rushton, E., Woodruff, E. 3. r. d., Fergestad, T., Vigneswaran, K., Broadie, K. Presynaptic establishment of the synaptic cleft extracellular matrix is required for postsynaptic differentiation. Genes Dev. 21, 2607-2628 (2007).
  43. Stewart, B. A., Atwood, H. L., Renger, J. J., Wang, J., Wu, C. F. Improved stability of Drosophila larval neuromuscular preparations in haemolymph-like physiological solutions. J. Comp. Physiol.. A175, 179-191 (1994).
  44. Sweeney, S. T., Broadie, K., Keane, J., Niemann, H., O'Kane, C. J. Targeted expression of tetanus toxin light chain in Drosophila specifically eliminates synaptic transmission and causes behavioral defects. Neuron. 14, 341-351 (1995).
  45. Tsunoda, S., Salkoff, L. Genetic analysis of Drosophila neurons: Shal, Shaw, and Shab encode most embryonic potassium currents. J. Neurosci. 15, 1741-1754 (1995).
  46. Ueda, A., Kidokoro, Y. Longitudinal body wall muscles are electrically coupled across the segmental boundary in the third instar larva of Drosophila melanogaster. Invertebrate Neuroscience. 1, 315-322 (1996).
  47. Wu, C. F., Haugland, F. N. Voltage clamp analysis of membrane currents in larval muscle fibers of Drosophila. J. Neurosci. 5, 2626-2640 (1985).
  48. Yan, Y., Broadie, K. In vivo assay of presynaptic microtubule cytoskeleton dynamics in Drosophila. J Neurosci Methods. 162, 198-205 (2007).
  49. Yoshikami, D., Okun, L. Staining of living presynaptic nerve terminals with selective fluorescent dyes. Nature. 310, 53-56 (1984).
  50. Zagotta, W. N., Brainard, M. S., Aldrich, R. W. Single-channel analysis of four distinct classes of potassium channels in Drosophila muscle. J. Neurosci. 8, 4765-4779 (1988).
  51. Zhang, Y. Q., Rodesch, C. K., Broadie, K. A living synaptic vesicle marker: synaptotagmin-GFP.. Genesis. 34, 142-145 (2002).

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