Überwachung der System und Leber hämodynamischen Parameter in Mäuse

Zusammenfassung

Dieser Film zeigt, wie die systemische und hepatische Hämodynamik bei Mäusen zu erwerben. Die ganze Überwachung umfasst Erwerb von Vitalparametern, systemischer Blutdruck, zentraler Venendruck, gemeinsame Leberarterie Strömungsrate und Pfortader Druck sowie das Portal Flussrate bei Mäusen.

Zusammenfassung

Die Verwendung von Maus-Modellen der experimentellen Forschung ist von enormer Bedeutung für die Untersuchung von Leber Physiologie und pathophysiologischen Störungen. Aufgrund der geringen Größe der Maus, technischen Einzelheiten der intraoperativen Überwachungsverfahren für die Maus wurden selten beschrieben. Bisher haben wir ein Monitoring-Verfahren, um die hämodynamischen Parameter für Ratten erhalten wiesen. Jetzt passen wir den Vorgang, um systemische und hepatische hämodynamischen Parameter in Mäusen zu erwerben, eine Art zehnfach kleiner als Ratten. Dieser Film zeigt die Instrumentierung der Tiere sowie die Datenerfassungsprozess benötigt, um systemische und hepatische Hämodynamik bei Mäusen zu bewerten. Vitalparametern, einschließlich Körpertemperatur, Atemfrequenz und Herzfrequenz wurden während des gesamten Verfahrens aufgezeichnet. Systemische hämodynamische Parameter bestehen aus der Halsschlagader Druck (GAP) und der zentrale Venendruck (CVP). Leberdurchblutung Parameter umfassen Portal vEin Druck (PVP), Portal-Durchflussrate sowie die Durchflussmenge der gemeinsamen Leberarterie (Tabelle 1). Mess-und Datenerfassungs aufzeichnen die Normalwerte wurde innerhalb von 1,5 h abgeschlossen. Systemische und hepatische hämodynamischen Parameter blieben im normalen Bereich bei diesem Vorgang.

Dieses Verfahren ist anspruchsvoll, aber machbar. Wir haben dieses Verfahren angewendet, um hepatische Hämodynamik bei normalen Mäusen als auch bei 70% Teilhepatektomie und Leberlappen Klemm Experimente bewerten. Mittel PVP nach Resektion (n = 20) war 11,41 ± 2,94 cm H ₂ O, die signifikant höher war (p <0,05) als die Resektion (6,87 ± 2,39 cm H ₂ O). Die Ergebnisse der Leberlappen Spann Experiment gezeigt, dass dieses Monitoring-Verfahren ist empfindlich und eignet sich für die Erkennung kleiner Veränderungen in der Druck-Portal und Portal-Durchflussmenge. Im Ergebnis ist dieses Verfahren zuverlässig in den Händen eines erfahrenen Mikro Chirurg sollte aber darauf beschränkt experiments wo Mäuse sind absolut notwendig.

Einleitung

Das Gesamtziel dieses Videos war es, ein Echtzeit-Monitoring-Verfahren für den Erwerb der systemischen und hepatischen hämodynamischen Parameter zu demonstrieren. Der Grund für die Entwicklung dieses Verfahrens ist seine großen Wert für experimentelle Eingriffe in Mäusen, die den Erhalt systemische und hepatische hämodynamischen Parameter erforderlich. Das Verfahren kann auf naive Tiere und während oder nach einer bestimmten Leber-und Gallen experimentellen chirurgischen Eingriff angewendet werden, wie partielle Hepatektomie, Pfortader Ligation und Lebertransplantation.

Erwerb von Leber hämodynamischen Daten in Nagetieren erfordert die vorgeschlagene invasives Verfahren. Leberdurchblutung kann nicht erhalten werden, nicht-invasiv. Jedoch gibt es Alternativen für die Erfassung des systemischen Blutdrucks. Überwachungstechniken wie die Schwanzmanschettenverfahren ⁸ sind für die Erfassung des Blutdrucks in Ratten und Mäusen eingesetzt. Die Schwanzmanschette Technik kann in consci angewendet werdenschiedenen Tiere. Bei der Messung des Blutdrucks, muss das Tier gelegt und in einer bestimmten Position fixiert werden kann unbequem. In dem Handbuch der Schwanz-Manschette Gerät, erklärt der Hersteller, dass Mäuse können nervös und gestresst, welche die Durchblutung in den Schwanz abnehmen kann. Unter diesen Umständen kann die periphere Blutdrucks in den Schwanz erworben viel niedriger als der mittlere Blutdruck.

Der vollständige Überwachungsverfahren wurde mit einer integrierten Mehrkanal-Monitor mit einer Reihe von Sensoren zur Datenerfassung durchgeführt. Der Blutdruck wurde durch Einführen eines Katheters in die jeweilige Schiff nach sorgfältiger mikrochirurgische Präparation und Exposition unter dem Mikroskop erhalten. Die Fließgeschwindigkeit wurde durch Anordnen eines transsonischen Strömungssonde um jedes Gefäß gemessen.

Wir haben bereits eine ähnliche intraoperative Monitoring-Verfahren für Ratten, was zu einer umfassenden Reihe von physiologischen hämodynamischen Daten vergleichbar SinGL berichtete Daten von anderen Gruppen ⁷ berichtet. Daher betrachteten wir dieses Verfahren, um eine gute Basis für sie zu der Maus, einer Art 10-fach kleiner als die Ratte Anpassung darstellen. Der wesentliche Unterschied zu der Ratte Verfahren ist die Verwendung von Millar-Katheter zur Erfassung der Blutdruck-Daten anstelle eines fluidbasierten Kathetersystem. Flussdaten wurden mit transsonischen Strömungssonden, nur viel kleiner als diejenigen der entsprechenden Ratte Schiffe erworben.

Aufgrund der kleinen Größe des Tieres ist Instrumentierung von Mäusen technisch anspruchsvoll, aber machbar. Sobald Instrumentierung abgeschlossen ist, ist die Datenerfassung und Datenanalyse Primär Leben einfach, da eine vordefinierte Einstellungsdatei verwendet werden. Die Einstellung Datei muss einmal am Anfang einer Serie von Experimenten definiert und gespeichert und für alle nachfolgenden Experimente verwendet werden.

Bis jetzt haben wir dieses Verfahren angewandt, um Leber hämodynamischen Effekte bei akuten Experimenten zu bewerten. Wir maßen CAP und PVP vor und unmittelbar nach der 70% partielle Hepatektomie (PH) und in Spann / de-Klemm Experimenten. Wir spannt die Leber-und Zwölffingerdarmband des rechten Leberlappens, die 20% der Lebermasse durch kurze (5min) Klemm des mittleren und linken Seitenlappen gefolgt, die insgesamt 90% der Lebermasse. De-Klemm begann mit dem Loslassen der Klemme vom rechten Lappen, gefolgt durch die Befreiung der Median und linken Seitenlappen. Maximale Spannzeit unter 10 min.

Protokoll

Gehäuse und alle durchgeführten Verfahren waren nach den deutschen Tierschutzvorschriften.

1. Sensors Calibration (Herstelleranleitung für Sensors Calibration)

1.1) Millar Katheter Kalibrierung. Einweichen die Spitze des Katheters in sterilem Wasser oder Kochsalzlösung für 30 Minuten vor dem Ausgleich (Nullstellen) und Kalibrierung.

1. Verbinden Sie den Sensor mit dem Millar millar1 Kanal des Brückenverstärker und legen Sie die Sensorspitze Millar in der Wassersäule.
2. Stellen Sie die Wassersäule Wert auf 0 cm H ₂ O. In der Datenanalyse-Software-Fenster, wählen Sie Brücke verstärken und es Null. Die Baseline-Wert 0 cm H ₂ O eingestellt werden.
3. Stellen Sie die Wassersäule Wert auf 20 cm H ₂ O. Führen Sie Datenanalyse-Software Fenster Fortschritt und zu stoppen. Wählen Sie "Einheiten" im Fenster der Brücke zu verstärken, setzen Sie den Ausgangswert von 0 und 20 cm H ₂ O entsprechend. Stellen Sie die "Einheit" CMH _{2 O.}
4. Kalibrieren Sie den millar2 zur Messung der GAP auf die gleiche Weise (Satz zwei Grundlinie 90 und 110 cm H ₂ O).

1.2) Der Blutfluss Fühlerkalibrierung

1. Setzen Sie die Sonde in VE-Wasser. Schließen Sie die Sonde mit transsonischen Strömungssonde System.
2. In der Datenanalyse-Software-Fenster, wählen Sie Eingang verstärken, um die Strömungssonde Null. Stellen Sie die Einheiten.
3. Drücken Sie die Taste, um "Testkanal", um das Signal zu sammeln: Wenn das Signal 3-4 bar, bedeutet es, das Signal ist gut. Falls ein gutes Signal erfasst wird, kann das Verfahren fortgesetzt werden.
4. Drücken Sie die Taste, um "Null-Kanal" und Maßstab Kanal zu sehen, ob der Wert kalibriert wurden oder nicht.
5. Drücken Sie die Taste, um "Maß-Kanal" für die spätere Messung.

2. Bereiten Sie die Maus für den chirurgischen Eingriff

1. Platzieren Sie die Maus in einem Induktionskammer und betäuben die Maus mit 2% Isofluran und0,3 ml / min Sauerstoff. Die Operation kann durchgeführt werden, wenn der Fuß-Klemmziehreflex der Maus fehlt.
2. Rasieren das Fell von chirurgischen Regionen, die mit der linken Hals und Bauch sind.
3. Platzieren Sie die Maus auf dem Operationstisch und fixieren Sie sie mit Bändern. Verwenden Tierarzt Salbe auf die Augen zu Trockenheit während der Betriebszeit zu verhindern.
4. Legen Sie ein Kissen unter Gaze den Hals für eine optimale Belichtung des Operationsfeldes von Hals.
5. Desinfektion des Operationsfeldes und setzen sterilisiert Gazen, die Maus zu decken nur Verlassen des OP-Feld geöffnet.

3. Vital Parameter Mess

1. Legen Sie die EKG-Nadeln subkutan in die Pfoten von der Maus.
2. Legen Sie den Atemsensor unter dem Rücken der Maus.
3. Legen Sie die Temperatursonde in den Enddarm der Maus.
4. Rekordtemperatur, EKG und Atemfrequenz der Maus in der Datenanalyse-Software.

4. Hals Betrieb für SHerz-Kreislauf-Monitoring ystemic

4.1) Schiffs Dissektion

1. Identifizieren Sie die Mittellinie des Halses, Mittelpunkt des Schlüsselbeins, den Winkel des Unterkiefers.
2. Machen Sie eine 2cm Längsschnitt aus dem Blickwinkel der Unterkiefer auf den Mittelpunkt des Schlüsselbeins, die 0,5 cm an der linken Seite der Mittellinie ist.
3. Präparieren Sie die Unterkieferspeicheldrüse, drehen Sie es um und decken Sie es mit Kochsalzlösung getränkten Gaze.
4. Identifizieren Sie die Halsschlagader, sezieren Sie es und legen drei 6-0 Seidenfäden unter die Vene für die spätere Ligation und Fixierung.
5. Identifizieren Sie die Kopfnicker, trennen sie von der überlegenen Bauch des M. omohyoideus und hinteren Bauch des M. digastricus, und ziehen Sie sie mit einem Aufroller für einfache Exposition der Halsschlagader.
6. Präparieren Sie die Halsschlagader und legen drei 6-0 Seidenfäden unter der Arterie für die spätere Ligation und Fixierung.

4.2) Karotis-Blutflussmessung

1. Legen Sie den transsonischenSonde um die Halsschlagader, stabil zu halten und optimieren den Kontakt mit Ultraschall-Gel oder Kochsalzlösung.
2. Rekordblutflussgeschwindigkeit der Halsschlagader, wie auf dem kleinen Bildschirm des Gerätes angezeigt Transonic mit Datenanalyse-Software
3. Entfernen Sie die Sonde nach Abschluss der Messung

4.3) Karotis-Druckmessung (GAP)

1. Ligieren des distalen Endes der Halsschlagader und klemmen seinem proximalen Ende.
2. Platz 2 Befestigungs Nähte rund um die Halsschlagader. Verwenden 10-0 Prolene für den Aufenthalt Naht.
3. Einen kleinen Einschnitt an der vorderen Wand des Behälters.
4. Legen Sie die Millar-Katheter und fixieren Sie sie mit vorge platziert Nähten.
5. Notieren Sie sich die GAP in der Datenanalyse-Software.

4.4) Vena Vene Blutflussmessung

1. Heben Sie die Halsschlagader und platzieren Sie den transsonischen Strömungssonde, um die Fließgeschwindigkeit zu messen.
2. Notieren Sie sich die Strömungsgeschwindigkeit in der Datenanalyse-Software.

4.5) Zentralvenendruckmessung (CVP)

1. Klemmen Sie die proximale Ende der Halsschlagader und ligieren das distale Ende.
2. Schnitt einen kleinen Einschnitt mit Mikroscheren auf der vorderen Wand des Behälters.
3. Legen Sie die mit Flüssigkeit gefüllte Katheter und fixieren Sie sie mit den vor-gelegt Nahtlinien.
4. Notieren Sie sich die CVP in der Datenanalyse-Software.

5. Bauchoperation für den Erwerb von Leber Hämodynamik

5.1) Schiffskennzeichen

1. Machen Sie eine Querschnitt auf dem Bauch.
2. Eventerate den Darm auf die linke Seite und decken mit nassen Gaze.
3. Identifizieren Sie die untere Hohlvene, die Pfortader, die gemeinsame Leberarterie und die richtige Leberarterie.
4. Fallen einige warmer Kochsalzlösung in den Bauch und auf der Oberfläche des Darms alle 5 min während der gesamten Überwachungsverfahren.

5.2) Messung der Blutfluss-Portal

1. Präparieren Sie die Pfortader.
2. Zeigen 6-0 Seide unter der Pfortader, um das Anheben des Schiffes, wenn Sie den Strömungssonde zu erleichtern.
3. Legen Sie den transsonischen Strömungssonde um die Pfortader und messen ihren Blutdurchfluss.
4. Notieren Sie sich die Blutströmungsgeschwindigkeit der Pfortader.

5.3) Messung der Leberarterie Gemeinsame Fluss

1. Präparieren Sie die gemeinsame Leberarterie vorsichtig.
2. Legen Sie ein 6-0 Seidenfaden um den Behälter, um das Anheben des Schiffes zu erleichtern.
3. Legen Sie die Flusssonde um die Arterie.
4. Messen ihren Blutfluss und die Daten zu erwerben.

5.4) Messung der Pfortader Druck (PVP)

1. Wählen Sie eine Filiale der mesenterica nur wenige Seitenzweige, die direkt in die Pfortader entwässert.
2. Ligieren das distale Ende des ausgewählten mesenterica. Stellen Sie sicher, dass die Ligation ist in der Nähe des Darmrohres. Ligieren seine kleine Äste
3. Platz 2 fixing Nähte mit 6-0 Prolene um die Vene. Der Schlüsselpunkt dieses Verfahrens ist, zu vermeiden, berühren Sie die Mesenterialarterie, wenn die Ligation der Vene.
4. Klemmen Sie das proximale Ende der Pfortader.
5. Platz 2 Haltefäden mit 10-0 Prolene. Einige Blutungen auftreten, da der Aufenthalt Naht sollte die Gefäßwand des feinen mesenterica eindringen.
6. Machen Sie einen kleinen Schnitt an der Vene mit einem microscissor schräg in einem Winkel von 45 Grad.
7. Legen Sie die Millar Katheter durch die mesenterica in die Pfortader und zu beheben
8. Notieren Sie sich die Pfortader Druck. Am Ende des Verfahrens zu opfern, die Mäuse unter Anästhesie durch Ausbluten.

Ergebnisse

Vitalparameter der Mäuse wie Atemfrequenz und Herzfrequenz sind natürlich viel höher als bei Ratten. Die mittlere systemische Blutdruck und die Jugularvene Druck ähneln RAT-Werte und auch ähnlich wie das menschliche Daten.

Leber hämodynamischen Daten sind offensichtlich anders. Wir erhalten die Normalwerte von 8 Mäusen. Portale Durchblutung in normalen Mäusen lag zwischen 1,6 bis 2,3 ml / min. Fließen in die gemeinsame Leberarterie reichten von 0,10 bis 0,35 ml / min. Pfortaderdruck...

Diskussion

Überwachung der Leber Hämodynamik ist ein wichtiges Forschungsinstrument in der Hepatologie und Leber-Gallen-Operation. Akquisition von Leber hämodynamischen Daten hilft, die Wirkung von hepatobiliären Verfahren auf das Kreislaufsystem zu charakterisieren. Erwerb von Leber hämodynamischen Daten werden auch benötigt, um die Wirkung von Medikamenten beeinflussen Druck-Portal und Portal-Flow, zB zu untersuchen, wie in Studien, die vasoaktive Medikamente benötigt.

Trotz der gerin...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
PowerLab 16/30	ADInstruments	PL3516
Quad Bridge Amp	ADInstruments	FE224	Bridge amplifier
Animal Bio Amp	ADInstruments	FE136
Needle Electrodes for FE136 (3 pk)	ADInstruments	MLA1213
Perivascular Flowmeter Module	Transonic	TS420
Flowprobe MA0.5PSB/MA1PSB	Transonic	MA0.5PSB/MA1PSB
SPR-1000 Mouse Pressure Catheter	Millar instruments	841-0001
fluid filled catheter	Terumo	SR+DU2619PX	26G, 0.64×19mm
micro scissors	F·S·L	No. 14058-09
micro serrefine	F·S·L	No.18055-05
Micro clamps applicator	F·S·L	No. 18057-14
Straight micro forceps	F·S·L	No. 00632-11
Curved micro forceps	F·S·L	No. 00649-11
needle-holder	F·S·L	No. 12061-01
6-0 silk	ethicon
6-0 prolene	ethicon
7-0 prolene	ethicon
10-0 prolene	ethicon
Tail cut-off device	Kent Scientific		www.kentscientific.com
LabChart7	ADInstruments		data  analysis software