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In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

Hier bieten wir eine kostengünstige und zuverlässige Methode um elektroporiert Gehirn organotypischen Slice Kulturen von mäuseembryonen geeignet für konfokale Mikroskopie und Leben-bildgebende Verfahren zu generieren.

Zusammenfassung

Gabaergen Interneuronen (INs) sind wichtige Komponenten der neuronalen Netzwerke, die Kognition und Verhalten zu steuern. Dazu bestimmt, den Kortex bevölkern INs migrieren tangential aus ihren Herkunftsort in der ventralen Telencephalon (u. a. aus der medialen und kaudalen ganglionic Eminenzen (MGE, CGE)), um die dorsale kortikale Platte in Reaktion auf eine Vielzahl von inneren und äußeren Hinweise. Verschiedene Methoden wurden im Laufe der Jahre zu genetisch bestimmte Wege zu manipulieren und zu untersuchen, wie sie die dynamische Zellskelett Änderungen erforderlich, für eine ordnungsgemäße regulieren IN der Migration. In Utero Elektroporation wurde ausgiebig genutzt, um die Wirkung des Gens Repression zu untersuchen oder Überexpression in spezifischen IN Subtypen bei der Bewertung der Auswirkungen auf Morphologie und Endposition. Jedoch während dieser Ansatz leicht Radial wandernde Pyramidenzellen ändern verwendet wird, ist es technisch schwierig wenn targeting VG In Utero Elektroporation eine geringe Ausbeute angesichts der verringerten Überlebensraten von Welpen erzeugt bei Elektroporation ist vor e14.5, wie üblich bei MGE-abgeleitete INs Studium durchgeführt. In einem alternativen Ansatz MGE Explantaten bieten einen einfachen Zugang zu den MGE und erleichtern die Darstellung der gentechnisch veränderten INs. Jedoch in diesen Explantaten INs Wandern in eine künstliche Matrix, frei von endogenen Anleitung Cues und thalamische Eingänge. Dies veranlasste uns, eine Methode zu optimieren, wo INs in einer Umgebung mit naturalistischer migrieren können, unter Umgehung der technischen Herausforderungen in Utero Ansätze. In diesem Artikel beschreiben wir die Kombination von Ex Utero Elektroporation von embryonalen mäusegehirnen gefolgt von organotypischen Slice Kulturen leicht nachverfolgen, Bild und gentechnisch veränderten INs entlang ihrer natürlichen Wege als Reaktion auf die Migration zu rekonstruieren körpereigene Signale. Dieser Ansatz ermöglicht die Quantifizierung die dynamischen Aspekte der Migration mit Time-Lapse confocal Imaging sowie die detaillierte Analyse der verschiedenen morphologischen Parameter mithilfe neuronale Rekonstruktionen auf festen Immunolabeled Gewebe.

Einleitung

Kortikale Gabaergen Interneuronen (INs) sind vielfältig in Bezug auf ihre biochemische Eigenschaften, physiologische Eigenschaften und Konnektivität, und sie vermitteln verschiedene Funktionen im Reifen Netzwerke1,2,3 ,4,5. Die Spezifikation der verschiedenen Subtypen der kortikalen INs ist streng reguliert durch genetische Kaskaden, die ausgiebig studiert1,2. Die Mehrheit (70 %) der kortikalen GABAergic INs stammen von Vorfahren in der medialen ganglionic Eminenz (MGE), eine ventral befindet sich embryonale Struktur und muss migrieren über relativ große Entfernungen auf die kortikale Platte1, zu erreichen 2 , 6. während kortikale Pyramidenzellen Radial auf die kortikale Platte entlang der radialen Glia-Gerüst aus der ventrikulären Zone (VZ) migrieren, die tangentiale Migration ins, die nicht zu solch einem Gerüst befestigt sind, erfordert eine Vielzahl von inneren und extrinsische Signale zu Migration von Neuronen in Richtung der kortikalen Platte zu gewinnen, und führen sie weg von nicht-kortikale Strukturen2,7,8. Nach Verlassen des Zellzyklus, INs sind abgestoßen von der MGE von Chemo-abstoßende Signale innerhalb der VZ MGE, tangentialer Übergang zu den kortikalen Platte9,10auslöst. Migration INs vermeiden das Striatum mit Hilfe von verschiedenen abstoßende Signale11 und, nach Erreichen der kortikalen Platte, sie wechseln Sie von einen tangential zu radial Migrationsmodus und erreichen ihre laminar Endlage, teils in Erwiderung auf Signale von Pyramiden Zellen12 und anderen zellularen Bevölkerungen13. Die Migration von INs, wie bei anderen neuronalen Populationen beinhaltet verschiedene dynamische morphologische Veränderungen um die tatsächliche Bewegung des Neurons zu ermöglichen. Diese so genannte neuronale Fortbewegung zeichnet sich durch sich wiederholende Zyklen von drei aufeinander folgenden Schritten: die Dehnung von einem führenden Prozess, eine aktive Anterograde Bewegung des Kerns (Nucleokinesis) und das Einfahren der nachfolgende Prozess14. BEI der Migration wird durch zahlreiche intrinsische und extrinsische Signale reguliert, die Verzweigungen und aktive Umgestaltung des führenden Prozesses INs führen in die richtige Richtung, Bestimmung, Ausrichtung und Geschwindigkeit der Migration14,15 fahren ,16.

Die Determinanten, die Regulierung der kortikalen Migration haben in den letzten Jahren1,2,7,17,18,19,20ausführlich untersucht, und Störungen in einigen dieser molekularen Akteure hat postuliert, führen zu Entwicklungsstörungen des, wie pädiatrische refraktäre Epilepsie oder Autismus Spektrum Störungen1,2,21, 22 , 23 , 24. daher die Entwicklung von in Vitro und in Vivo Ansätzen verfolgt wurden, um unsere Fähigkeit, dieser dynamischen Prozess, wie zuvor bewertete25erheblich voranbringen. In-vitro- Methoden, einschließlich der Boyden Kammer Assay und der Streifen-Wahl-Test bieten die schnellste und die meisten reproduzierbare Mittel zur Bewertung der Anforderung und Zelle-autonome Auswirkungen von bestimmten Genen oder Proteinen während der neuronalen Migration, ohne der Einfluss anderer Faktoren25. Diese Tests sind besonders nützlich in Kombination mit live-Imaging8,26,27. Mit diesen Techniken INs leicht aus e13.5 MGE abgerufen und durch enzymatische und mechanische Dissoziation, wonach verschiedene Signalwege und Anleitung Hinweise untersucht werden können, isoliert, wie zuvor dargestellt,8,28 . Doch statt diese Assays in eine künstliche extrazelluläre Matrix in Ermangelung von dreidimensionalen Gewebearchitektur, die neuronale Verhalten und Zelle Eigenschaften potenziell beeinflussen Zelle Migration und/oder überleben25verändern kann. Um diese Einschränkungen zu umgehen, wurden als alternative Instrument zur Quantifizierung der dynamischen morphologische Veränderungen während der Migration zusammen mit Parametern wie Geschwindigkeit und Orientierung14 Ex Vivo MGE Explantaten entwickelt, 29. Generierung von MGE Explantaten ist relativ einfach und wurde ausgiebig30an anderer Stelle beschrieben. Es umfasst die Beschichtung ein kleiner Auszug der MGE auf einem monomolekularen Film gemischte kortikale Zellen oder in einem Gemisch von Matrigel und Kollagen in Anwesenheit von anziehend oder abstoßend Cues25, obwohl letztere optional31 sind. MGE Explantaten ermöglichen hochauflösende Bildgebung des spärlich markierten Zellen, Vereinfachung der Studie von intrazellulären Prozessen, wie Zellskelett Umbau bei führenden Verzweigungen, wie zuvor gezeigt,32,33 ,34 und in der vorliegenden Studie. MGE Explantate sind erfolgreich benutzt worden, um dynamische Zellskelett Veränderungen während der Migration in einer 2D Umgebung, zum Beispiel nach bestimmten pharmakologischen oder chemotaktische Manipulationen zu beurteilen (siehe z. B. Tielens Et Al. 201633) . Aber mit diesem Ansatz INs Wandern innerhalb einer künstlichen Matrix, und dies könnte IN Verhalten und die Reproduzierbarkeit und die Bedeutung der experimentellen Ergebnisse verändern.

Im Gegensatz dazu in Utero Elektroporation ermöglicht die genetische Manipulation von INs in ihrer natürlichen Umgebung und ist eine weit verbreitete Methode, um schnell und effizient die Auswirkungen von Gewinn und Verlust der Genfunktion beurteilen unter Umgehung der Beschränkungen des Kosten- und zeitintensive Knockout und Knock-in Strategien25,35. In Utero Elektroporation kann auf IN Stammväter indem Zelle Art spezifische Promotoren und Positionierung der Elektroden in Richtung ventromedialen Strukturen, einschließlich die MGE36voreingenommen sein. Darüber hinaus Elektroporation ermöglicht die rechtzeitige Ausdruck der experimentellen Konstrukte innerhalb von 1-2 Tagen, Vektoren in der Gebärmutter im Vergleich zu den 7-10 Tage benötigt, Konstrukt Ausdruck virale25. Jedoch tendenziell in Utero Elektroporation von IN Stammväter geringer Sprengkraft. In der Tat, obwohl pyramidale Zelle Vorfahren liegt in der dorsalen ventrikuläre Zone effizient transfiziert werden können ist in der Gebärmutter mit Elektroporation, targeting mehr ventral befindet sich Strukturen, z. B. die MGE mehr technisch anspruchsvoll, vor allem in kleinen e13.5 reduziert Embryonen und die hohe Rate der embryonalen Tödlichkeit weiter die experimentelle Ertrag25.

Zur Umgehung der technischen Einschränkungen verbunden mit in-vitro- MGE explant Experimente und in Vivo im Mutterleib Elektroporation, ex Vivo organotypischen Slice Kulturen wurden entwickelten8,37, 38,39. Gehirn organotypischen Slice Kulturen bieten der Vorteil der Nachahmung in Vivo Bedingungen während weniger teuer und zeitaufwendig als Erzeugung von25 Tiermodelle. In der Tat, diese Präparate ermöglichen einen einfachen Zugang zu den MGE, zusammen mit der spezifischen Visualisierung von INs, und ist kombinierbar mit fokalen Elektroporation, spezifische Molekulare Signalwege im INs Migration in einem mehr physiologische Umgebung8 zu untersuchen , 39 , 40 , 41. Wir haben deshalb einen Ansatz für organotypischen Kulturen38, die wir mit Ex Utero Electroporation und Time-Lapse confocal Imaging kombiniert optimiert, zur weiteren Beurteilung die morphologischen und dynamischer Prozess auftretenden bei der tangentialen Migration von MGE-INs. Dieses Protokoll wurde angepasst und optimiert von anderen, die Ex Utero oder in Utero Gehirn Electroporation und organotypischen Slice Kulturen verwendet, um die Migration von Pyramidenzellen42,43 zu studieren und kortikale INs36,39,44. Insbesondere mausembryonen enthauptet und die MGE ist elektroporiert Ex Vivo nach der intraventrikulären Injektion von den experimentellen Plasmiden ermöglicht effizientes und präzises targeting von MGE Stammväter als erreichten mit in Utero Elektroporation. Die Köpfe werden dann extrahiert und geschnitten in Gesamt-Hirn koronalen Scheiben, die für ein paar Tage kultiviert werden können, wodurch die kontinuierliche tracking und imaging-transfizierten ins. Dieser Ansatz kennzeichnet in der Regel 5-20 tangential Migration INs pro Gehirn-Scheibe, die Minimierung von experimentellen Iterationen erforderlich, um die statistischen Signifikanz zu erreichen, während die Kennzeichnung einer ausreichend spärlichen neuronalen Bevölkerung dafür einfache Trennung von einzelner Neuronen für Wiederaufbau und feine morphologische Beurteilung. Darüber hinaus im Vergleich zu MGE Explantaten organotypischen Kulturen zu gewährleisten, dass Migration INs ausgesetzt sind ein natürlicher Umgebung, einschließlich lokal sezernierten Chemokine und Inputs thalamische afferenzen. Dieser Ansatz eignet sich daher gut zur Direktionalität und wandernden Weg angenommenen transfizierten INs, bietet ausreichend anatomische Details ermöglicht die Charakterisierung der feineren dynamische Prozesse wie führende Prozess Verzweigung zu quantifizieren, Nucleokinesis und nachgestellten Prozess zurückziehen.

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Protokoll

Alle Experimente mit Tieren vom Comité Institutionnel des Bonnes Pratiques Avec Les Animaux de Recherche (CIBPAR) am Forschungszentrum CHU Sainte-Justine genehmigt und wurden im Einklang mit dem Canadian Council über Animal Care Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Versuchstieren (Ed. 2).

Das hier beschriebene Protokoll wurde optimiert für Elektroporation von Embryonen im embryonalen Tag (e) 13,5, zu einem Zeitpunkt wann MGE abgeleitet INs aktiv erzeugt werden, bevor die Spitze der CGE abgeleitet INs Produktion45,46. Darüber hinaus nutzen wir um die Elektroporation in Richtung GABAergic INs-bias, Förderer selektiv in INs (zum Beispiel der Dlx5/6 -Veranstalter mit seiner minimalen Enhancer)47ausgedrückt.

1. Vorbereitung der Lösungen für Electroporation und organotypischen Slice Kulturen

  1. 125 mL sterilen Nährmedium vorzubereiten.
    1. 125 mL regelmäßige Neuron-spezifische Kulturmedium zu messen (siehe Tabelle der Materialien für die Formulierung) in eine sterilisierte Flasche in einen zuvor UV-sterilisiert Biosafety Schrank mit 70 % Ethanol besprüht. Fügen Sie 2,25 mL 50 x serumfreien Neuron-spezifische Ergänzung, 1,75 mL 200mM Glutamin (Endkonzentration von 0,5 mM) und 6,25 mL Hitze-inaktivierten Pferd Serum zuvor regelmäñig unter sterilen Bedingungen. Gut durchmischen, Aliquote in 15 mL sterile konische Rohre und Lagerung bei 4 ° C.
      Hinweis: Präparierten Nährmedium kann bis zu 3 Wochen bei 4 ° c aufbewahrt werden
    2. Teilen Sie eine 100 X Botteinstein n-2 Formulierung48 -Stammlösung in 150 µL-Aliquots unter sterilen Bedingungen und bei-20 ° C bis zum Gebrauch einfrieren.
  2. Bereiten Sie 1 L des sterilen künstlichen Liquor cerebrospinalis (ACFS).
    1. 800 mL destilliertem Wasser in einer 1 L Becher zu messen. Fügen Sie 25,67 g Saccharose, 5,08 g Natriumchlorid (NaCl) 2,18 g Natriumbicarbonat (Nahco33) 1,80 g Glukose, 0,19 g Kaliumchlorid (KCl), 0,15 g monobasic wasserfreies Natriumphosphat (NaH2PO4), 1 mL 1 M Lager CaCl2 .2H2O und 2 mL 1 M MgSO4.7H2O. unter Rühren auflösen bei Raumtemperatur lagern. Fügen Sie destilliertes Wasser zu einem Gesamtvolumen von 1 L.
    2. Mit einem 0,22 µm-Filter, Filtern Sie die Lösung in eine sterile Flasche in eine sterilisierte Biosafety Kabinett und bei 4 ° C für bis zu 1 Monat aufbewahren.
  3. Bereiten Sie eine frische Lösung von 4 % Agarose in ACFS vor jedem Experiment.
    1. Messen Sie 25 mL der vorbereiteten ACFS in einem 50 mL sterile konische Rohr zu und fügen Sie 1 g Niedrigschmelzende Punkt Agarose.
    2. Wärme für 45 s in der Mikrowelle. Um zu vermeiden, Verschütten, unterbrechen Sie Heizung Alle 3-4 s, beim Kochen beginnt, öffnen Sie das Rohr um den Druck aus, schließen Sie ihn wieder und agitieren manuell die Agarose mischen zu lassen. Wiederholen Sie, bis die Agarose-Lösung homogen ist. Halten Sie die Agarose-Lösung bei 42 ° C, während der Rest des Experiments, Erstarrung zu vermeiden.
      Hinweis: Höhere Temperaturen beschädigen Hirngewebe.

2. Vorbereitung der Plasmide Injektionslösung

  1. Ziehen Sie eine Glaspipette Mikroinjektion
    1. Mikropipette Abzieher mit den richtigen Parametern eingestellt, die Glas-Kapillare in den zur Verfügung gestellten Raum zu sichern und stellen Sie sicher, dass es mit dem Filament zentriert ist.
    2. Drücken Sie die Schaltfläche "ziehen".
    3. Entfernen Sie vorsichtig die neugebildeten Mikroinjektion Pipetten aus der Hitze Puller und in einer Box oder einem sauberen Petrischale bis zur weiteren Verwendung zur Vermeidung von Schäden die Spitze.
  2. Aufbau der Biosicherheit Schrank mit allen Instrumenten benötigt dafür experimentieren (siehe Abbildung 1A), Sprühen Sie großzügig alle Instrumente in der Biosicherheit Schrank mit 70 % Ethanol und Sterilisieren die Instrumente und die Umwelt mit UV-Licht für 15-20 min.
  3. Während der Sterilisation Schritt tauen Sie Plasmide auf Eis (4 ° C auf).
  4. Messen Sie 10 µL des Plasmids aus einer Stammlösung (4 µg/µL) in eine saubere 1,5 mL Zentrifugenröhrchen. 0,01 % der schnell grün FCF hinzufügen. Vorsichtig mischen, kurz drehen und halten Sie auf dem Eis bis zur Verwendung.
    Hinweis: Maxi-Prep DNA sollte nach der Hersteller-Protokoll mit einem Endotoxin-freie Maxi-Prep Kit vorbereitet werden. DNA kann in TE-Puffer oder Nuklease-freie solubilisiert werden H2O und die Vorbereitung des Plasmids mit Farbstoff Lösung kann jedoch nicht unter sterilen Bedingungen durchgeführt werden müssen. Plasmide von Maxi-Prep sollte regelmäñig, mehrere Gefrier-tau-Zyklen zu vermeiden. Regelmäñig Plasmide sollte mit der Farbstoff nicht mehr, dass 2 h vor Gebrauch gemischt werden und sollten nicht für die weitere Verwendung eingefroren werden.
  5. Bereiten Sie nach der Sterilisation die Nano-Injektor wie folgt vor.
    1. Wählen Sie eines der zuvor vorbereiteten Mikroinjektion Glaspipette gespeichert in einem sauberen Box oder Petrischale und kleine Pinzette verwenden, schneiden Sie die PIPETTENSPITZE abgeschrägte gewissermaßen einen Außendurchmesser von ca. 15 µm zu erreichen.
      Hinweis: Der hier gegebenen Außendurchmesser ist eine ungefähre Maßnahme, um dem Benutzer eine Vorstellung davon, was wir in unseren Experimenten nutzen und wurde optimiert, um das piercing des Schädels Injektionslösung Plasmid ohne Beschädigung des Gehirns, wobei für das Fluid zu erleichtern Laden und Freigabe der DNA. Der äußere Durchmesser kann gemessen werden, durch die geschnittene Spitze der Mikroinjektion Glaspipette apposed um eine mikrometrische Maßstabsleiste unter dem Hellfeld-Mikroskop betrachten.
    2. Verwenden Sie eine Spritze, um die Mikropipette mit Mineralöl aus seinem unpulled Ende (um die Luft zu vertreiben) zu füllen.
    3. Legen Sie die gefüllten Glas Mikropipette im Nano-Injektor durch Anweisungen des Herstellers.
    4. Leere 2/3rds der das Glas Mikropipette (wobei genug Öl, um Lufteintritt zu verhindern).
  6. Sorgfältig einfügen Sie vorbereitete Mikropipette in das Röhrchen mit dem Plasmid/Farbstofflösung und füllen Sie das Glas Mikropipette mit Plasmid/Farbstofflösung.

3. Sammlung von Mäuseembryonen von trächtigen Weibchen

  1. Zuchthündinnen täglich um zu beurteilen für vaginale einstecken, vorzugsweise zur gleichen Zeit täglich (am frühen Nachmittag) zu überwachen. Tag e0.5 entspricht dem ersten Tag als ein vaginaler Stecker beobachtet wird.
    Hinweis: Die hier beschriebenen Experimente können in Wildtyp Mäusen durchgeführt werden. Jedoch, um die Identifizierung der MGE zu erleichtern und alle GABAergic INs (oder bestimmte Teilmengen wie MGE abgeleitet INs) zu kennzeichnen, Transgene Tiere können verwendet werden (z.B.: GAD67EGFP; Dlx5/6Cre mit einem Cre-Reporter-Allel, etc.47,49). In diesem Fall sollte das experimentelle Plasmid injiziert zum Ausdruck bringen eine andere Fluorophore (zum Beispiel mCherry oder TdTomato) ermöglichen die Visualisierung der transfizierten INs (gelb), die mit nicht-transfizierten INs (grün) verglichen werden kann.
  2. Das Weibchen an embryonalen Tag e13.5 durch Hals Luxation zu opfern.
    Hinweis: Zum Zeitpunkt des Opfers Anästhetika können Auswirkungen auf Migration und Überleben50,51 und sollte vermieden werden.
  3. Embryonen wie folgt per Kaiserschnitt zu sammeln.
    1. Sprühen Sie den weiblichen Bauch großzügig mit 70 % Ethanol. Hochziehen Sie die Bauchhaut mit einer sterilen Pinzette und mit der anderen Hand verwenden Sie sterilisierte chirurgische Scheren, schneiden Sie die Haut aus dem Bauch.
    2. Hochziehen Sie mit einem zweiten paar sterilisierte Pinzette und Schere die Bauch-Faszie und schneiden Sie es vorsichtig die Gebärmutter zu vermeiden.
    3. Mit einer dritten sterilisierte Pinzette und Schere, ziehen Sie die uterine Hörner und schneiden Sie sie aus der Beckenhöhle. Legen Sie die seziert uterine Hörner in einer sterilen 60 mm Petrischale gefüllt mit neuronalen basierende Kulturmedium mit Aminosäuren, Vitaminen und anorganische Salze (siehe Tabelle der Materialien für handelsübliches Produkt) ergänzt.
  4. Verwenden Sie in einem sterilen Biosafety Kabinett zwei Paare von feinen Pinzette (eins in jeder Hand) zu sezieren die Embryonen aus der Plazenta und isolieren die Köpfe durch Enthauptung.
  5. Schrägschnitt eine sterile 3 mL Kunststoff Transfer PIPETTENSPITZE Aspirieren Sie die Köpfe und Transfer in eine neue sterile Petrischale 60 mm mit erstarrten schwarzen Wachs geschichtet und gefüllt mit der gleichen neuronalen Basis ergänzt Kulturmedium wie oben beschrieben.
    Hinweis: Dieser Schritt minimiert die Übertragung von Kontaminanten (Maus Haare, Blut). Die schwarzen Wachs wird verwendet, um den Kopf während der Präparation zu stabilisieren. Nährmedien müssen nicht während dieser Verfahren Sauerstoff.

4. intraventrikuläre Plasmid-Injektionen und Ex Vivo Elektroporation von der MGE

Hinweis: Die folgenden Schritte müssen unter sterilen Bedingungen in die vorher vorbereiteten Biosicherheit Schrank durchgeführt werden.

  1. Ort der 60-mm-Petrischale mit schwarzen Wachs geschichtet und enthält die abgeschlagenen Köpfe in neuronale Grundlage Kulturmedium unter das Fernglas in die Biosicherheit Kabinett ergänzt.
  2. Stabilisieren Sie den Kopf, die rostral Teil nach rechts, mit einer feinen Pinzette mit der linken Hand und mit der Nano-Injektor in der rechten Hand um 1-2 µL Plasmid/Farbstofflösung in den rechten seitlichen Ventrikel zu injizieren.
    Bemerkung: Co Experimente kann von co-Electroporating ein Rettungs-Plasmid und eine ShRNA exprimierenden Plasmid durch die Vermischung beider Plasmide bei äquimolaren Konzentrationen durchgeführt.
  3. Electroporate das Gehirn injiziert.
    1. Legen Sie den Kopf zwischen den Elektroden mit der negativen Elektrode positioniert dorsal und parallel zum Kopf und die positive Elektrode in Richtung der ventralen Seite des Kopfes, um gezielt die MGE.
    2. Sobald die Elektroden gut positioniert sind, liefern Sie 4 quadratische Impulse von 40 V für 50 ms bei 500 ms Inter Puls Intervalle.
    3. Entfernen Sie jede verbleibende Gewebe von den Elektroden mit einer Pinzette, die bereits in der Biosicherheit Schrank platziert.
      Hinweis: Diese Parameter wurden speziell für die Electroporator in unseren Experimenten verwendet optimiert. Es wird empfohlen, dass die Nutzer vorher Optimierung Tests durchführen, wenn eine andere Art von Electroporator zu verwenden.
    4. Wiederholen Sie die Schritte 4.1 bis 4.3 für alle übrigen Gehirne.
      Hinweis: Obwohl dieses Protokoll die Manipulationen für ein Gehirn benötigt beschreibt, ist es möglich, bis zu 4 Köpfe nacheinander vor Electroporating jedes Gehirn, wodurch sich des Ertrags injizieren. Diese Strategie ist besonders vorteilhaft, wenn 2 oder mehr verschiedene Plasmide sequenziell (z. B. Kontrolle oder experimentelle Plasmid) während das gleiche Experiment (so dass für den Vergleich zwischen wurfgeschwistern) injiziert werden. Darüber hinaus ist es möglich, Spritzen und Electroporate gleichzeitig beide Seiten des Gehirns, um den Ertrag zu steigern, durch die Positionierung der Elektroden vollständig parallel zu der Oberfläche des Gehirns.

5. Gehirn Sie sezieren und organotypischen Slice Kulturen

  1. Während noch in der sterilen Umgebung der Biosicherheit Kabinett zu manipulieren, sezieren Sie das Gehirn aus dem Schädel.
    1. Stabilisieren Sie den Kopf auf die Schicht des schwarzen Wachs durch eine Nadel in jedes Auge während des Gehirns sorgfältig zu vermeiden.
    2. Verwenden Sie ein paar feine Pinzette auf um der linken Seite des Halses und ein zweites Paar feine Pinzette, um die Haut vor den Schädel, von hinten nach vorne reißen zu halten.
    3. Halten Sie den Kopf seitlich mit einer Pinzette in der Hand, verwenden Sie ein weiteres Paar Pinzette in der anderen Hand, schneiden Sie vorsichtig den Schädel auf der Ebene der Hirnstamm und ziehen vorsichtig den Schädel auf. Mit jeder Pinzette Schneiden des Schädels in der Sagittalebene (Mittellinie) nach vorne, und dann seitlich Einschneiden, um die Schädel-Fragmente zu befreien.
    4. Heben Sie den Hirnstamm und schneiden Sie vorsichtig die Hirnhäute und Hirnnerven, bis das Gehirn aus dem Schädel komplett ist.
      Hinweis: Alle in 5.1 beschriebenen Schritte sollte unter streng sterilen Bedingungen in ein Kabinett Biosafety durchgeführt werden.
  2. Betten Sie das Gehirn in 4 % niedrig schmelzende Punkt Agarose für schneiden.
    1. Füllen Sie eine 35-mm-Petrischale mit über vorbereitete Agarose-Lösung (bei 42 ° C flüssig gehalten).
    2. Schnelle Übertragung eine elektroporiert Gehirn in die Agarose-gefüllte Schale mit der zuvor ausgeschnittene transferpipette. Die Schüssel bei Zimmertemperatur aufbewahren.
    3. Rühren Sie die Agarose mit einem Metallstab, das Gehirn in der Mitte der Brunnen (zum Untergang zu verhindern) zu halten und das Gehirn in einer Rostro-kaudalen Ebene parallel auf den Teller zu positionieren. Nicht mehr rühren, wenn die Agarose beginnt zu festigen, um eine Schädigung des Gehirns zu vermeiden.
    4. Verwenden Sie eine Rasierklinge, um die Agarose umgibt das Gehirn um einen rechteckigen Block, eine Marge von 1 bis 2 Millimeter zu verlassen, um das Gehirn herum bilden geschnitten. Sicherstellen Sie, dass die rostral Teil des Gehirns senkrecht zu der vorderen Begrenzung des Blocks zur Erleichterung der Orientierung für die nachfolgenden speziellen Schritte ist.
    5. Wiederholen Sie für jedes Gehirn.
      Hinweis: Es ist möglich, mehr als ein Gehirn zu einem Zeitpunkt (maximal 3) zu schneiden, durch Gestaltung von separaten Agarose Blöcke während der Einstellung jedes Gehirn in unterschiedlichen Höhen.
  3. Vibratome koronalen Abschnitte und Slice-Kultur.
    1. Tauwetter ein Aliquot von 100 X n-2 (150 µL) auf Eis zu ergänzen und 15 mL regelmäñig Kulturmedium unter sterilen Bedingungen hinzufügen.
    2. 750 µL Kulturmedium (mit 1 X N2 Zuschlag) in jede Vertiefung einer Kultur 6-Well-Platte zu übertragen.
    3. Legen Sie mit gebogenen Pinzette eine Zelle Kultur Einsatz (Durchmesser 30 mm, 0,4 µm Porengröße, PTFE) in jedem Medium-gut gefüllt.
    4. Füllen Sie das Vibratome Bad mit ständig sauerstoffreiches ACFS. Mit Eis rund um das Bad auf 4 ° C kühlen Sie ab, oder verwenden Sie einen gekühlten Vibratome.
    5. Vibratome Geschwindigkeit 0,150 mm/s und Frequenz bis zu 80 Hertz einstellen.
    6. Kleben Sie die Agarose-Block auf der Vibratome Plattform, rostral Kante nach unten und ventralen Rand mit Blick auf den Benutzer.
    7. Schneiden Sie das Gehirn im koronalen Abschnitte 250 µm Dicke Abschnitte (bei 4 ° C) zu erhalten.
    8. Mit sterilisierten Spachteln sammeln Sie 2-3 Abschnitte mit MGE und Stelle alle Gehirn-Abschnitte von einem Tier auf einer einzelnen 30-mm-Membran einfügen sorgfältig vermeiden Überschneidungen zwischen Abschnitten. Legen Sie den Einsatz in einem gut einer Kultur 6-Well-Platte (mit 750 µL ergänzt Kulturmedium, wie oben beschrieben). Alternativ kann jeder Abschnitt auf einer separaten 13-mm-Durchmesser-Membran in einem 12-Well Kultur Teller gefüllt mit 500 µl ergänzt Kulturmedium platziert werden. Die Höhe der Nährmedium empfohlen für jedes gut ermöglicht die Gehirn-Abschnitte von den Medien genährt werden, ohne als untergetaucht.
      Hinweis: In 5.3.6 und 5.3.7 beschriebenen Schritte sind nicht unter komplette sterilen Bedingungen durchgeführt, es sei denn der Vibratome sterilisiert und in einen Schrank Biosafety verwendet werden kann. Daher ist es wichtig, diese Schritte sorgfältig, um eine Kontamination zu vermeiden führen. Geeigneter Schutzausrüstung (saubere Maske, OP-Handschuhe und Kittel) sollte zu allen Zeiten und Körperteile, getragen werden sogar bedeckt, wie Haare, Gesicht und Hände, sollten nie über Kultur-Platten (mit oder ohne Kulturmedium) übergeben. Es wird auch empfohlen, Sprühen Sie 70 % Ethanol häufig auf die Handschuhe und Spachtel verwendet, um das Gehirn Abschnitte zu sammeln.
    9. Platzieren Sie die Kultur-Platte in einem belüfteten sterile Inkubator bei 37 ° C mit 60 % Luftfeuchtigkeit und 5 % CO2 für 48 oder 72 h.
      Hinweis: Diese Inkubationszeiten waren für Zeitraffer-Bildgebung von MGE abgeleitet INs und konfokale Abbildung von festen Scheiben bzw. optimiert. Optimale Inkubationszeiten sollte im Voraus für jede Versuchsanordnung getestet werden. Darüber hinaus, wenn die gewählte Inkubation 72 h und unter, gibt es keine Notwendigkeit, das Kulturmedium ändern. Für längere Inkubationszeiten sollte das Kulturmedium alle 2-3 Tage geändert werden.
    10. Übertragen Sie nach der gewünschten Inkubationszeit die Abschnitte von Interesse, eine 8-gekammert deckgläschen geben Sie und 3-5 µL Kulturmedium. Ort das Deckglas in einer Klimakammer (37 ° C, Luftfeuchtigkeit von 60 %, 5 % CO2) mit einer invertierten verbunden spinning Disk konfokale ausgestattet mit eine EDV-gestützte Datenerfassungs-Software zum Aufbau der Zeitraffer bildgebenden Sitzung.
      Hinweis: Alternativ können Abschnitte mit 4 % Paraformaldehyd (über Nacht bei 4 ° C oder 2 h bei Raumtemperatur) und anschließend Immunostained mit verschiedenen Antikörpern zur Visualisierung der morphologischen Merkmale der elektroporiert INs unter einem konfokalen fixiert werden Mikroskop. Obwohl eGFP und mCherry durch konfokale Mikroskopie ohne Counter befleckenden Verfahren sichtbar gemacht werden können, empfehlen wir Immunohistochemistry gegen GFP und mCherry, um das Signal zu verbessern, da die Fixierung Prozess Fluoreszenz, reduzieren kann reduzieren die Erkennung der feineren Bestandteile des embryonalen Nervenzellen, wie kleinere Äste in die führende oder nachfolgende Prozesse.

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Ergebnisse

In diesem Abschnitt bieten wir repräsentative Ergebnisse nach der Ex Utero Elektroporation ein Steuerelement Plasmid oder eine experimentelle Plasmid Ausrichtung auf ein Gen des Interesses an der MGE e13.5 mausembryonen gefolgt von organotypischen Slice Kulturen bei 37 ° C für 48 h (für Zeitraffer-Tomographie) oder 72 h (für Fixierung und immunhistochemische Kennzeichnung) inkubiert (siehe Abbildung 1 b schematische Protokoll). Repräsentative B...

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Diskussion

In diesem Artikel bieten wir eine zuverlässige Methode für die Durchführung von ex Utero Elektroporation der Maus MGE in e13.5 und zur Erzeugung von organotypischen Kulturen der embryonalen Gehirnscheiben. Obwohl in-vitro- Methoden, z. B. Boyden Kammer Assay, relativ einfach sind durchzuführen und verwendet werden, können um die spezifischen Rollen von verschiedenen Genen und Proteinen ohne die Einmischung von anderen Faktoren zu beurteilen, schließen sie die Untersuchung IN Migration-Dynamik im H...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts preisgeben. Die hierin geäußerten Ansichten repräsentieren nicht unbedingt die Meinung der Gesundheitsminister oder der Regierung von Kanada.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde von Betriebskostenzuschüssen von Savoy-Stiftung und der Heilung-Epilepsie-Stiftung unterstützt und durch Ausrüstung gewährt der kanadischen Stiftung für Innovation E.R (confocal Mikroskop) und G.H (Spinning Disk confocal Mikroskop). E.r. erhält einen Karriere-Award von der Fonds de recherche du Québec-Santé (FRQ-S; Clinician-Scientist Award) sowie von der Canadian Institute for Health Research (CIHR; Young Investigator Award). G.h. ist ein senior Scholar des FRQ-S. L.E ist der Empfänger des Steriade-Savoy Postdoc Training Award der Savoy-Stiftung, Postdoc Training CHU Sainte-Justine Stiftungspreis und FRQ-S Postdoc Bildungspreis, in Partnerschaft mit der Stiftung der Sterne. Dieses Projekt wurde vom Gehirn Kanada durch Kanada Brain Research Fund, mit finanzieller Unterstützung von Health Canada, verliehen an l.e. ermöglicht

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Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
Neurobasal MediumThermoFisher Scientific21103049Commercially available neuron-specific culture medium. Complete formulation available on this website: https://www.thermofisher.com/ca/en/home/technical-resources/media-formulation.251.html
B-27 serum-free supplementThermoFisher Scientific1750404450X Serum-free neuron specific supplement
15 mL sterile centrifuge tubesSarstedt62.554.002
Leibovitz's (1X) L-15 Medium (+ L-Glutamine)ThermoFisher Scientific11415064Commercially available neural-based culture medium supplemented with amino acids, vitamins and inorganic salts. Complete formulation available on the distributor's website 
L-GlutamineInvitrogen25030-081
Horse serum, heat inactivatedMillipore-SigmaH1138-500ML
Neurocell supplement N-2 100XWisent305-016Botteinstein's N-2 Formulation
VWR Square PETG Media Bottles 125 mLVWR89132-062
Class II Type A Biosafety CabinetNuaireNU-540
SucroseBioShopSUC700.1
Sodium ChlorideBioShopSOD001.1
Sodium bicarbonateThermoFisher ScientificS233-500
D+ glucoseMillipore-SigmaG7528-250G
Potassium ChlorideThermoFisher ScientificP217-500
Sodium phosphate monobasic anhydrousBioShopSPM400.500
Calcium chloride dihydrate ThermoFisher ScientificC79-500
Magnesium sulfate heptahydrateBiosShopMAG522
AgaroseBioShopAGA002.500
50 mL sterile centrifuge tubesSarstedt62.547.004
1.5 mL centrifuge tubesSarstedt72.690.001
P-97 Flaming/Brown Micropipette pullerSutter Instruments Co.Model P-97
0.4 mm I.D. x 75 mm Capillary TubeDrummond scientific1-000-800/12
EthanolVWRE193
5 mL syringeBecton Dickinson & Co309646
Mineral Oil (heavy)Rougier Pharma
WPI Swiss Tweezers #5World Precision Instruments50451111 cm, straight, 0.06x0.07mm tips, antimagnetic. You will need 2 of these.
WPI Swiss Tweezers #7World Precision Instruments50450411.5 cm, 0.18x0.2mm, curved tips
HTC TweezersWorld Precision Instruments50461711 cm, Straight, flat
Operating scissorsWorld Precision Instruments50122516 cm, Sharp/sharp, straight. You will need 3 of these.
Dressing ForcepsWorld Precision Instruments50121712.5 cm, straight, serrated
Iris ForcepsWorld Precision Instruments50447810.2 cm, full curve, serrated
DeBakey Tissue ForcepsWorld Precision Instruments50199615 cm, 45° angle, Delicate Jaw, 1.5mm wide
Fisherbran Microspatula with rounded endsFisherScientific21-401-5You will need 2 of these.
Nanoject II Auto-Nanoliter InjectorDrummond scientific3-000-204
TC Dish 60, StandardSarstedt83.390160-mm dish
Tissue culture dishSarstedt83.180035-mm dish
Black WaxFisherScientificS17432
Transfer pipettes Ultident170-CTB700-2123 mL, small bulb
Stereo MicroscopeLeica BiosystemsLeica M80In replacement to our stereomicroscope which has been discontinued by the manufacturer (StereoMaster from FisherScientific)
Electro Square PoratorBTX Harvard ApparatusECM 830
Tweezertrodes, Plattinum Plated, 3mmBTX Harvard Apparatus45-0487
25G 1 1/2Becton Dickinson & Co305127
Leica VT1000S Vibrating blade microtomeLeica BiosystemsVT1000S
GEM, Single edge razor bladeElectron Microscopy Sciences71952-10Remove the blunt end before inserting in the blade designated space of the vibratome
µ-Slide 8 wellIbidi80827Pack of 15
Millicell cell culture insertMillipore-SigmaPICM0RG5030 mm, hydrophilic PTFE, 0.4 µm pore, pack of 50. 
Leica DMi6000 microscopeLeica MicrosystemsN/A
Spinning disk confocal head Ultraview VoxPerkin ElmerN/A
Volocity 6.0 acquisition softwareImprovision/Perkin ElmerN/A
LiveCell Stage top incubation systemPathology devicesLC30030Provides Temperature, CO2 and humidity control. 
SP8 confocal microscopeLeica
mCherry-Lifeact-7Addgene54491Gift from Michael Davidson
Fast Green FCFMillipore-SigmaF7258-25G25G bottle, certified by the Biological Stain Commission

Referenzen

  1. Rossignol, E. Genetics and function of neocortical GABAergic interneurons in neurodevelopmental disorders. Neural Plast. , 649325(2011).
  2. Jiang, X., Lachance, M., Rossignol, E. Involvement of cortical fast-spiking parvalbumin-positive basket cells in epilepsy. Prog Brain Res. 226, 81-126 (2016).
  3. Ascoli, G. A., et al. Petilla terminology: nomenclature of features of GABAergic interneurons of the cerebral cortex. Nature Reviews Neuroscience. 9, 557-568 (2008).
  4. Klausberger, T., Somogyi, P. Neuronal diversity and temporal dynamics: the unity of hippocampal circuit operations. Science. 321, 53-57 (2008).
  5. Somogyi, P., Klausberger, T. Defined types of cortical interneurone structure space and spike timing in the hippocampus. J Physiol. 562 (Pt 1), 9-26 (2005).
  6. Rudy, B., Fishell, G., Lee, S., Hjerling-Leffler, J. Three groups of interneurons account for nearly 100% of neocortical GABAergic neurons. Dev Neurobiol. 71 (1), 45-61 (2011).
  7. Marin, O. Cellular and molecular mechanisms controlling the migration of neocortical interneurons. Eur J Neurosci. 38 (1), 2019-2029 (2013).
  8. Flames, N., et al. Short- and long-range attraction of cortical GABAergic interneurons by neuregulin-1. Neuron. 44 (2), 251-261 (2004).
  9. Zhu, Y., Li, H. -S., Zhou, L., Wu, J. Y., Rao, Y. Cellular and molecular guidance of GABAergic neuronal migration from an extracortical origin to the neocortex. Neuron. 23, 473-485 (1999).
  10. Zimmer, G., et al. Ephrin-A5 acts as a repulsive cue for migrating cortical interneurons. Eur J Neurosci. 28 (1), 62-73 (2008).
  11. Nobrega-Pereira, S., et al. Postmitotic Nkx2-1 controls the migration of telencephalic interneurons by direct repression of guidance receptors. Neuron. 59 (5), 733-745 (2008).
  12. Lodato, S., et al. Excitatory projection neuron subtypes control the distribution of local inhibitory interneurons in the cerebral cortex. Neuron. 69 (4), 763-779 (2011).
  13. Elias, L. A., Turmaine, M., Parnavelas, J. G., Kriegstein, A. R. Connexin 43 mediates the tangential to radial migratory switch in ventrally derived cortical interneurons. J Neurosci. 30 (20), 7072-7077 (2010).
  14. Bellion, A., Baudoin, J. P., Alvarez, C., Bornens, M., Metin, C. Nucleokinesis in tangentially migrating neurons comprises two alternating phases: Forward migration of the Golgi/centrosome associated with centrosome splitting and myosin contraction at the rear. J Neurosci. 25 (24), 5691-5699 (2005).
  15. Marin, O., Valiente, M., Ge, X., Tsai, L. H. Guiding neuronal cell migrations. Cold Spring Harb Perspect Biol. 2 (2), a001834(2010).
  16. Martini, F. J., Valdeolmillos, M. Actomyosin contraction at the cell rear drives nuclear translocation in migrating cortical interneurons. J Neurosci. 30 (25), 8660-8670 (2010).
  17. Wamsley, B., Fishell, G. Genetic and activity-dependent mechanisms underlying interneuron diversity. Nat Rev Neurosci. , (2017).
  18. Chu, J., Anderson, S. A. Development of cortical interneurons. Neuropsychopharmacology. 40 (1), 16-23 (2015).
  19. Metin, C., Baudoin, J. P., Rakic, S., Parnavelas, J. G. Cell and molecular mechanisms involved in the migration of cortical interneurons. Eur J Neurosci. 23 (4), 894-900 (2006).
  20. Hernandez-Miranda, L. R., Parnavelas, J. G., Chiara, F. Molecules and mechanisms involved in the generation and migration of cortical interneurons. ASN Neuro. 2 (2), e00031(2010).
  21. Batista-Brito, R., et al. The cell-intrinsic requirement of Sox6 for cortical interneuron development. Neuron. 63 (4), 466-481 (2009).
  22. Marcorelles, P., et al. Evidence for tangential migration disturbances in human lissencephaly resulting from a defect in LIS1, DCX and ARX genes. Acta Neuropathol. 120 (4), 503-535 (2010).
  23. McManus, M. F., Nasrallah, I. M., Pancoast, M. M., Wynshaw-Boris, A., Golden, J. A. Lis1 is necessary for normal non-radial migration of inhibitory interneurons. Am J Pathol. 165 (3), 775-784 (2004).
  24. Pancoast, M., Dobyns, W., Golden, J. A. Interneuron deficits in patients with the Miller-Dieker syndrome. Acta Neuropathol. 109 (4), 400-404 (2005).
  25. Azzarelli, R., Oleari, R., Lettieri, A., Andre, V., Cariboni, A. In Vitro, Ex Vivo and In Vivo Techniques to Study Neuronal Migration in the Developing Cerebral Cortex. Brain Sci. 7 (5), (2017).
  26. Wang, Z. Z., et al. Chemokine-like factor 1 promotes the migration of rat primary cortical neurons by the induction of actin polymerization. Neuroreport. 25 (15), 1221-1226 (2014).
  27. Zito, A., et al. Neuritin 1 promotes neuronal migration. Brain Structure and Function. 219 (1), 105-118 (2014).
  28. Rakic, S., et al. Cdk5 phosphorylation of ErbB4 is required for tangential migration of cortical interneurons. Cereb Cortex. 25 (4), 991-1003 (2015).
  29. van den Berghe, V., et al. Directed migration of cortical interneurons depends on the cell-autonomous action of Sip1. Neuron. 77 (1), 70-82 (2013).
  30. Nery, F. C., et al. New methods for investigation of neuronal migration in embryonic brain explants. J Neurosci Methods. 239, 80-84 (2015).
  31. Vidaki, M., et al. Rac1-dependent cell cycle exit of MGE precursors and GABAergic interneuron migration to the cortex. Cereb Cortex. 22 (3), 680-692 (2012).
  32. Lysko, D. E., Putt, M., Golden, J. A. SDF1 reduces interneuron leading process branching through dual regulation of actin and microtubules. J Neurosci. 34 (14), 4941-4962 (2014).
  33. Tielens, S., et al. Elongator controls cortical interneuron migration by regulating actomyosin dynamics. Cell Res. 26 (10), 1131-1148 (2016).
  34. Shinohara, R., et al. A role for mDia, a Rho-regulated actin nucleator, in tangential migration of interneuron precursors. Nat Neurosci. 15 (3), S371-372 373-380 (2012).
  35. LoTurco, J., Manent, J. B., Sidiqi, F. New and improved tools for in utero electroporation studies of developing cerebral cortex. Cereb Cortex. 19, Suppl 1. i120-i125 (2009).
  36. De Marco Garcia, N. V., Fishell, G. Subtype-selective electroporation of cortical interneurons. J Vis Exp. (90), e51518(2014).
  37. Tobet, S. A., Hanna, I. K., Schwarting, G. A. Migration of neurons containing gonadotropin releasing hormone (GnRH) in slices from embryonic nasal compartment and forebrain. Dev Brain Res. 97 (2), 287-292 (1997).
  38. Stoppini, L., Buchs, P. -A., Muller, D. A simple method for organotypic cultures of nervous tissue. J Neurosci Methods. 37, 173-182 (1991).
  39. Steinecke, A., Gampe, C., Valkova, C., Kaether, C., Bolz, J. Disrupted-in-Schizophrenia 1 (DISC1) is necessary for the correct migration of cortical interneurons. J Neurosci. 32 (2), 738-745 (2012).
  40. Friocourt, G., et al. Both doublecortin and doublecortin-like kinase play a role in cortical interneuron migration. J Neurosci. 27 (14), 3875-3883 (2007).
  41. Murthy, S., et al. Serotonin receptor 3A controls interneuron migration into the neocortex. Nat Commun. 5, 5524(2014).
  42. Nichols, A. J., O'Dell, R. S., Powrozek, T. A., Olson, E. C. Ex utero electroporation and whole hemisphere explants: a simple experimental method for studies of early cortical development. J Vis Exp. (74), (2013).
  43. Pacary, E., Guillemot, F. Cerebral cortex electroporation to study projection neuron migration. Curr Protoc Neurosci. 77, 2.26.21-22.26.18 (2016).
  44. Yozu, M., Tabata, H., Nakajima, K. The caudal migratory stream: A novel migratory stream of interneurons derived from the caudal ganglionic eminence in the developing mouse forebrain. J Neurosci. 25 (31), 7268-7277 (2005).
  45. Butt, S. J., et al. The requirement of Nkx2-1 in the temporal specification of cortical interneuron subtypes. Neuron. 59 (5), 722-732 (2008).
  46. Miyoshi, G., et al. Genetic fate mapping reveals that the caudal ganglionic eminence produces a large and diverse population of superficial cortical interneurons. J Neurosci. 30 (5), 1582-1594 (2010).
  47. Zerucha, T., et al. A highly conserved enhancer in the Dlx5/Dlx6 intergenic region is the site of cross-regulatory interactions between Dlx genes in the embryonic forebrain. J Neurosci. 20 (2), (2000).
  48. Bottenstein, J. E. Cell culture in the neurosciences. , Plenum Press. (1985).
  49. Wang, Y., et al. Dlx5 and Dlx6 regulate the development of parvalbumin-expressing cortical interneurons. J Neurosci. 30 (15), 5334-5345 (2010).
  50. Zheng, H., et al. Sevoflurane anesthesia in pregnant mice induces neurotoxicity in fetal and offspring mice. Anesthesiology. 118 (3), 516-526 (2013).
  51. Zhao, T., et al. Prenatal ketamine exposure causes abnormal development of prefrontal cortex in rat. Sci Rep. 6, 26865(2016).
  52. Timpe, J. M., Wang, C. Z., Kim, J., Johnson, K. M. Alpha-amino-3-hydroxy-5-methyl-4-isoxazoleproprionic acid receptor activation protects against phencyclidine-induced caspase-3 activity by activating voltage-gated calcium channels. J Neurosci Res. 92 (12), 1785-1791 (2014).
  53. Myers, A. K., Meechan, D. W., Adney, D. R., Tucker, E. S. Cortical interneurons require Jnk1 to enter and navigate the developing cerebral cortex. J Neurosci. 34 (23), 7787-7801 (2014).
  54. Lopez-Bendito, G., et al. Chemokine signaling controls intracortical migration and final distribution of GABAergic interneurons. J Neurosci. 28 (7), 1613-1624 (2008).
  55. Close, J., et al. Satb1 is an activity-modulated transcription factor required for the terminal differentiation and connectivity of medial ganglionic eminence-derived cortical interneurons. J Neurosci. 32 (49), 17690-17705 (2012).
  56. Anderson, S. A., et al. Mutations of the homeobox genes Dlx-1 and Dlx-2 disrupt the striatal subventricular zone and differentiation of late born striatal neurons. Neuron. 19 (1), 27-37 (1997).
  57. Stuhmer, T., Anderson, S. A., Ekker, M., Rubenstein, J. L. Ectopic expression of the Dlx genes induces glutamic acid decarboxylase and Dlx expression. Development. 129 (1), 245-252 (2002).
  58. Godin, J. D., et al. p27(Kip1) is a microtubule-associated protein that promotes microtubule polymerization during neuron migration. Dev Cell. 23 (4), 729-744 (2012).
  59. Rossokhin, A. V., Sharonova, I. N., Bukanova, J. V., Kolbaev, S. N., Skrebitsky, V. G. Block of GABA(A) receptor ion channel by penicillin: Electrophysiological and modeling insights toward the mechanism. Mol Cell Neurosci. 63, 72-82 (2014).
  60. Lindquist, C. E., Dalziel, J. E., Cromer, B. A., Birnir, B. Penicillin blocks human alpha 1 beta 1 and alpha 1 beta 1 gamma 2S GABAA channels that open spontaneously. Eur J Pharmacol. 496 (1-3), 23-32 (2004).
  61. Bortone, D., Polleux, F. KCC2 expression promotes the termination of cortical interneuron migration in a voltage-sensitive calcium-dependent manner. Neuron. 62 (1), 53-71 (2009).
  62. Lin-Hendel, E. G., McManus, M. J., Wallace, D. C., Anderson, S. A., Golden, J. A. Differential mitochondrial requirements for radially and non-radially migrating cortical neurons: Implications for mitochondrial disorders. Cell Rep. 15 (2), 229-237 (2016).
  63. Lourenco, M. R., Garcez, P. P., Lent, R., Uziel, D. Temporal and spatial regulation of interneuron distribution in the developing cerebral cortex--an in vitro study. Neuroscience. 201, 357-365 (2012).
  64. Mahajani, S., et al. Lamin B1 levels modulate differentiation into neurons during embryonic corticogenesis. Sci Rep. 7 (1), 4897(2017).
  65. Liodis, P., et al. Lhx6 activity is required for the normal migration and specification of cortical interneuron subtypes. J Neurosci. 27 (12), 3078-3089 (2007).
  66. Close, J. L., et al. Single-cell profiling of an in vitro model of human interneuron development reveals temporal dynamics of cell type production and maturation. Neuron. 93 (5), e1035 1035-1048 (2017).
  67. Chen, Y. J., et al. Single-cell RNA sequencing identifies distinct mouse medial ganglionic eminence cell types. Sci Rep. 7, 45656(2017).
  68. Michaud, J. L., et al. The genetic landscape of infantile spasms. Hum Mol Genet. 23 (18), 4846-4858 (2014).
  69. Allen, A. S., et al. De novo mutations in epileptic encephalopathies. Nature. 501 (7466), 217-221 (2013).
  70. Bery, A., Merot, Y., Retaux, S. Genes expressed in mouse cortical progenitors are enriched in Pax, Lhx, and Sox transcription factor putative binding sites. Brain Res. 1633, 37-51 (2016).
  71. Nelson, B. R., Hodge, R. D., Bedogni, F., Hevner, R. F. Dynamic interactions between intermediate neurogenic progenitors and radial glia in embryonic mouse neocortex: potential role in Dll1-Notch signaling. J Neurosci. 33 (21), 9122-9139 (2013).
  72. Simon, R., et al. A dual function of Bcl11b/Ctip2 in hippocampal neurogenesis. EMBO J. 31 (13), 2922-2936 (2012).
  73. Venkataramanappa, S., Simon, R., Britsch, S. Ex utero electroporation and organotypic slice culture of mouse hippocampal tissue. J Vis Exp. (97), (2015).
  74. Machacek, M., et al. Coordination of Rho GTPase activities during cell protrusion. Nature. 461 (7260), 99-103 (2009).

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