Licht-Spot-basierter Assay zur Analyse von Drosophila Larval Phototaxis

Zusammenfassung

Dieses Protokoll führt einen Lichtfleck-Assay ein, um das phototaktische Verhalten von Drosophila larval zu untersuchen. In diesem Test wird ein Lichtfleck als Lichtstimulation erzeugt, und der Prozess der Larvenlichtvermeidung wird durch ein infrarotlichtbasiertes Bildgebungssystem aufgezeichnet.

Zusammenfassung

Die Larven von Drosophila melanogaster zeigen ein offensichtliches lichtvermeidendes Verhalten während der Futterphase. Drosophila larval phototaxis können als Modell verwendet werden, um das Verhalten von Tieren zu untersuchen. Dieses Protokoll führt einen Lichtfleck-Assay ein, um das phototaktische Verhalten der Larven zu untersuchen. Die experimentelle Einrichtung umfasst zwei Hauptteile: ein visuelles Stimulationssystem, das den Lichtfleck erzeugt, und ein infrarotlichtbasiertes Bildgebungssystem, das den Prozess der Larvenlichtvermeidung aufzeichnet. Dieser Test ermöglicht die Verfolgung des Verhaltens von Larven vor dem Betreten, während der Begegnung und nach dem Verlassen des Lichtflecks. Details der Larvenbewegung, einschließlich Verzögerung, Pause, Kopfgießen und Drehen können mit dieser Methode erfasst und analysiert werden.

Einleitung

Die Larven von Drosophila melanogaster zeigen ein offensichtliches lichtvermeidendes Verhalten während der Futterphase. Drosophila larval phototaxis wurde untersucht, vor allem in den letzten 50 Jahren^{1,2,3,4,5,6,7 ,8}. In den letzten Jahren wurden trotz der Tatsache, dass 1) viele Neuronen, die Larvenlichtvermeidung vermitteln,^{identifiziert}4^{,5,9,10,11,12} und 2) das komplette Connectome des Larven-Visuellen Systems bei der Auflösung von Synapsen wurde¹³etabliert, die neuronalen Mechanismen, die Larvenphototaxis zugrunde liegen, bleiben weitgehend unklar.

Eine Reihe von Verhaltens-Assays wurden verwendet, um Larven-Phototaxis zu studieren. Sie lassen sich weitgehend in zwei Klassen unterteilen: eine mit räumlichen Lichtgradienten und die andere mit zeitlichen Lichtgradienten. Bei räumlichen Lichtgradienten-Assays ist die Arena in gleiche Anzahl von Abschnitten in Hell und Dunkel unterteilt. Die Arena kann in helle und dunkle Hälften^2,4 oder helle und dunkle Quadranten^14,15, oder kann sogar in alternative helle und dunkle Quadrate wie auf einem Schachbrett⁷getrennt werden. Normalerweise werden Agarplatten für räumliche Lichtgradienten-Assay verwendet, aber Rohre, die in alternative helle und dunkle Abschnitte unterteilt sind, können auch^10,14verwendet werden.

In älteren Versionen von Assays stammt die Lichtbeleuchtung in der Regel von unterhalb der Larven. Die Beleuchtung in neueren Versionen stammt jedoch weitgehend von oben, da Larvenaugen (z. B. die Organe des Bolwig, die empfindlich auf niedrige oder mittlere Lichtintensitäten¹⁶) im undurchsichtigen Cephalopharyngealskelett mit Öffnungen in Richtung die obere Vorderseite. Dies macht Larven empfindlicher gegenüber Licht aus oberen vorderen Richtungen als von unten hinter Denrichtungen⁷. Bei zeitlichen Lichtgradienten-Assays ist die Lichtintensität in der Arena räumlich einheitlich, aber die Intensität ändert sich im Laufe der Zeit. Neben zeitlichem Rechtecklicht (d.h. blinkendes ein/aus oder starkes/schwaches Licht^3,7) wird zeitlich variierendes Licht, das einer linearen Rampe in der Intensität entspricht, auch⁸ verwendet, um die Empfindlichkeit von Larven zeitlich wechselnden Lichtreiz.

Eine dritte Art von Phototaxis Assay ist die richtungsweisende Licht-Landschaftsnavigation, die Beleuchtung von oben in einem Winkel von 45°⁷beinhaltet. Vor der Arbeit von Kane et al.⁷wurden in Larven-Phototaxis-Assays nur grobe Parameter wie die Anzahl der Larven in hellen und dunklen Regionen, die Drehhäufigkeit und die Spurlänge berechnet. Seit der Arbeit dieser Gruppe, mit der Analyse von hochzeitlichen Auflösung Videoaufzeichnung für Larven-Phototaxis, detaillierte Dynamik der Larvenbewegung während Phototaxis (d.h. sofortige Geschwindigkeiten von verschiedenen Teilen des Larvenkörpers, Richtung, Wendewinkel und die entsprechende Winkelgeschwindigkeit) wurden analysiert⁷. So konnten weitere Details des Larven-Phototaxis-Verhaltens entdeckt werden. In diesen Tests werden Larven in Gruppen getestet, so dass Gruppeneffekte nicht ausgeschlossen werden.

Dieses Protokoll führt einen Lichtfleck-Assay zur Untersuchung von Larvenverhaltensreaktionen auf die individuelle Lichtstimulation ein. Die Hauptanlage besteht aus einem visuellen Stimulationssystem und einem lichtbasierten Infrarot-Bildgebungssystem. Im visuellen Stimulationssystem erzeugt eine LED-Lichtquelle einen rund 2 cm großen Lichtfleck auf einer Agarplatte, wo die Larve getestet wird. Die Lichtintensität kann mit einem LED-Treiber eingestellt werden. Das Bildgebungssystem umfasst eine Infrarotkamera, die das Verhalten der Larve sowie drei 850 nm Infrarot-LEDs erfasst, die die Beleuchtung der Kamera ermöglichen. Das Objektiv der Kamera wird mit einem 850 nm Bandpassfilter abgedeckt, um das Licht des visuellen Stimulationssystems am Eindringen in die Kamera zu hindern, während das Infrarotlicht in die Kamera eindringen darf. So wird eine Störung der visuellen Stimulation bei der Bildgebung verhindert. In diesem Test werden die Verhaltensdetails der schnellen Reaktionen einzelner Larven innerhalb eines Zeitraums, einschließlich vor, während und nach dem Eindringen ins Licht, aufgezeichnet und analysiert.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protokoll

1. Herstellung von Drosophila Larven

1. Bereiten Sie Standardmedium bestehend aus gekochtem Maismehl (73 g), Agar (5,6 g), Sojamehl (10 g), Hefe (17,3 g), Sirup (76 ml) und Wasser (1000 ml) zu.
2. Heben Sie alle Fliegen bei 25 °C auf Standardmedium in einem Raum mit einem 12 h/12 h Licht/Dunkel-Zyklus an.

2. Herstellung von Agarplatten

1. Bereiten Sie 1,0% Agar-Lösung vor. Wiegen Sie 3 g Agar in einem 500 ml Becher mit einem Gleichgewicht, dann fügen Sie 300 ml destilliertes Wasser. Legen Sie ein Folienpapier über den Brecher, um zu verhindern, dass das Wasser verdunstet. Den Becher in einer Mikrowelle zum Kochen erhitzen.
2. Nehmen Sie den Becher heraus und rühren Sie gut mit einer Glasstange, dann erhitzen in einer Mikrowelle zum Kochen. Wiederholen Sie dies, bis die Flüssigkeit vollständig transparent und flüssig ist.
   HINWEIS: Die endgültige Heiße Agar-Lösung sollte frei von Luftblasen sein; Andernfalls führt das Gießen des Agars in die Platte zu einer ungleichmäßigen und verbeulten Oberfläche der Agarplatte, was sich auf die nachfolgenden Larvenverhaltenstests auswirkt. Die Konzentration der Agarlösung sollte nicht zu hoch oder zu niedrig sein. Wenn die Konzentration zu hoch ist, ist die Lichtdiffusion auf der Agarplatte stark und schmiert die hell-dunkle Grenze ab. Wenn die Konzentration zu niedrig ist, hinterlassen die Larven Spuren auf der Platte. Beide Fehler behindern die Videoverarbeitung später im Protcol.
3. Gießen Sie die heiße Agar-Lösung langsam in eine Petrischale (Durchmesser 15 cm), bis der Boden gleichmäßig mit einer Agarschicht bedeckt ist (4 mm Dicke), und kühlen Sie sie bei Raumtemperatur (RT), bis die Agarlösung erstarrt ist.
4. Agar-Platte sollte verwendet werden, wenn es frisch zubereitet wird. Ist dies nicht der Fall, gießen Sie eine Wasserschicht auf die Oberfläche und lagern Sie sie bei 4 °C für die spätere Verwendung im Kühlschrank.

3. Aufbau eines visuellen Stimulationssystems

1. Wählen Sie die LED-Lichtquelle: kollimiertes LED-Blaulicht bei 470 nm oder warmweißes Licht.
   HINWEIS: Die Lichtquelle kann durch LED-Licht jeder anderen Wellenlänge ersetzt werden. In diesem Experiment wird blaulichtled als Beispiel verwendet.
2. Rollen Sie ein dickes Stück Aluminiumfolie oder schwarzen Karton (sicherstellen Deckkraft) zu einem offenen Zylinder von 12 cm Länge mit einem Durchmesser ähnlich dem der Blaulicht-LED mit einem Durchmesser von 3 cm. Lassen Sie das obere Ende des Zylinders das vordere Ende der Blaulicht-LED abdecken. Bedecken Sie das untere Ende mit einem schwarzen Karton mit einem kleinen runden Loch (0,5 cm Durchmesser) in der Mitte. Dies stellt den Aufbau des Lichtquellensystems dar.
3. Fixieren Sie die vorbereitete Lichtquelle mit einem Clip auf den Eisenrahmen und stellen Sie sicher, dass das LED-Licht auf den Desktop hinabgeht. Neigen Sie den Zylinder leicht. Der Winkel zwischen der Zylinderebene und der vertikalen Ebene beträgt etwa 10° (siehe Abbildung 1). Schließen Sie das 470 nm blaue LED-Licht an den "LED1"-Stecker des Hochleistungs-LED-Treibers an. Schalten Sie den Treiber ein, drehen Sie den Knopf in der oberen rechten Ecke des Treibers, um Kanal 470 nmauszuwählen, und klicken Sie dann auf LED. Wenn dann der Bildschirm mit dem Bildschirm "- " angezeigt wird", wird ein blauer Lichtfleck auf dem Desktop angezeigt.
   HINWEIS: Wenn der Zylinder neben dem kleinen runden Loch Licht austritt, wird empfohlen, schwarzes Klebeband an den undichten Teilen zu verwenden, um sicherzustellen, dass nur das Loch Licht durchgehen kann.
4. Klicken Sie auf OK und drehen Sie den Knopf, um die Intensität des Lichts anzupassen. Drehen Sie den Knopf auf eine höhere Lichtintensität von 50 mA. Messen und aufzeichnen Sie das Spektrum des Lichts mit einem Spektrometer.
5. Bewegen Sie die Position der Lichtquelle nach oben und unten, um den Durchmesser des Lichtflecks auf 2 cm einzustellen. Der Desktop sollte schwarz sein, um einen besseren Kontrasteffekt zu erzielen.
6. Drehen Sie den Knopf, um die Lichtintensität entsprechend den experimentellen Bedürfnissen zu wählen. Verwenden Sie eine kompakte Leistungskonsole mit einem Standard-Photodioden-Leistungssensor, um die maximale und minimale Lichtleistung an der Stelle zu messen, sie aufzuzeichnen, dreimal zu messen und den Durchschnittswert zu nehmen.
   HINWEIS: Es wird empfohlen, einen Photodioden-Leistungssensor zu verwenden, um die Lichtintensität für Licht einer bestimmten Wellenlänge zu messen und einen thermischen Leistungssensor zu verwenden, um die Lichtintensität für weißes Licht zu messen.
7. Berechnen Sie die Lichtintensität im Lichtfleck, indem Sie die gemessene Lichtleistung durch den Bereich des Sensors dividieren.
   HINWEIS: Wenn z. B. die gemessene Lichtleistung in Schritt 2,6 20 pW beträgt und die Sensorfläche 0,81 mm²beträgt, beträgt die Lichtintensität 24,69 pW/mm² (Teilung 20 pW durch 0,81 mm²).

4. Aufbau des Bildgebungssystems

1. Klemmen Sie eine hochauflösende Webkamera mit einem Eisenclip, etwa 10 cm über dem Lichtfleck auf dem Desktop (Abbildung 1).
2. Passen Sie die Ausrichtung des Kameraobjektivs zum Desktop an. Schließen Sie die Kamera über eine USB-Schnittstelle an einen Computer an.
3. Legen Sie eine Agar-Platte auf den Desktop direkt unter der Kamera.
4. Öffnen Sie die Software "Amcap9.22" auf dem Computer mit Windows 7, und der Lichtfleck wird automatisch im Fenster von AMcap angezeigt. Bewegen Sie die Kamera leicht nach links oder rechts, um sicherzustellen, dass sich der Lichtfleck in der Nähe der Mitte des Fensters befindet. Stellen Sie sicher, dass die Kamera den Lichtpfad nicht blockiert. Der Lichtfleck sollte vollständig und rund sein.
   HINWEIS: Die Software finden Sie unter http://amcap.en.softonic.com/.
5. Befestigen Sie einen 850 nm x 3 nm Bandpassfilter mit einem Clip bei 5-7 mm direkt unter der Kamera.
   HINWEIS: Der Durchmesser des Filters beträgt ca. 2,5 cm, und das Kameraobjektiv hat einen Durchmesser von weniger als 1 cm, sodass der Filter das Gesichtsfeld der Kamera abdecken kann. Mit dem Filter unter der Kamera sollte der Lichtfleck nicht im Fenster von AMcap gesehen werden.
6. Platzieren Sie drei infrarot-lichterzeugende LEDs (zentrale Wellenlänge = 850 nm) gleichmäßig um die Agarplatte. Jede LED sollte etwa 5 cm vom Rand der Agarplatte entfernt sein, und die Linsenfläche der LED sollte in einem 70° Abwärtswinkel zur Agarplatte liegen. Schließen Sie die LEDs über den AC-zu-DC-Wandler an die Stromversorgung an.
   HINWEIS: Es ist besser, die Positionen und Winkel der Infrarotlicht-LEDs zu fixieren, um die Konsistenz der Helligkeit des Feldes in verschiedenen experimentellen Versuchen zu gewährleisten und eine spätere Videoverarbeitung zu erleichtern.
7. Setzen Sie eine schwarze Platine zwischen den Computer und das Gerät. Legen Sie die Helligkeit des Computerbildschirms fest, um zu verhindern, dass das Bildschirmlicht des Computers das Experiment beeinflusst.
   HINWEIS: Halten Sie die Umgebung dunkel, wenn Sie Wellenlänge oder Intensität des Lichts messen.

5. Einstellen von Parametern der Bildgebung

1. Wählen Sie im Menü der AMcap-Software Optionen | Videogerät | Erfassen Sie das Format, und legen Sie die Pixelgröße des aufgenommenen Videos auf 800 x 600 und die Bildrate auf 60 fps fest.
2. Entfernen Sie den Filter unter der Kamera, legen Sie ein Lineal unter die Kamera und passen Sie den Kamerafokus an, um die Skalierungslinie klar und parallel zur Breite des Videofelds zu machen.
3. Klicken Sie auf Capture | Einrichten | Videoaufnahme, um den Speicherpfad auszuwählen, klicken Sie auf Aufnahme starten, zeichnen Sie den tatsächlichen Abstand von 600 Pixelaufzeichnen und berechnen Sie das Verhältnis jedes Pixels zur tatsächlichen Entfernung.

6. Videoaufzeichnung des Lichtvermeidungsverhaltens

1. Halten Sie eine Temperatur von 25,5 °C durch alle Experimente. Kontrollraumtemperatur bei Bedarf mit einer Klimaanlage. Halten Sie die Luftfeuchtigkeit mit einem Luftbefeuchter konstant bei 60%.
2. Nehmen Sie ein kurzes Video der Lichtfleckposition namens "lightarea1". Bewegen Sie dann den 850 nm x 3 nm Filter zurück, um das Kameraobjektiv zu bedecken.
   HINWEIS: Bei der Aufnahme des Larvenverhaltens wird das Kameraobjektiv mit dem 850 nm x 3 nm Filter abgedeckt, sodass der Lichtfleck nicht im Video angezeigt wird. Der Lichtfleck kann später mit Matlab in Videos mit Larven rekonstruiert werden. Ändern Sie nicht die Position der Kamera, und vermeiden Sie es, das Verhältnis jedes Pixels zu dem tatsächlichen Abstand zu ändern, der in Schritt 4.3 gemessen wird.
3. Schalten Sie ein Licht (d. h. ein Raumlicht) weit weg vom Versuchsgerät ein. Schalten Sie das Licht so niedrig wie möglich, solange die Larven deutlich mit den Augen zu sehen sind. Die Larven mit einem Löffel aus dem Kulturmedium nehmen, vorsichtig eine Third-Instar-Larve pflücken und mit destilliertem Wasser reinigen. Achten Sie darauf, Larven nacheinander zu waschen, um Störungen durch Hunger zu vermeiden. Ein einzelnes Experiment erfordert mindestens 20 Larven.
4. Übertragen Sie die Larve in die Mitte der Agarplatte, die während Schritt 3.3 unter der Kamera platziert wird. Entfernen Sie vorsichtig überschüssiges Wasser aus der Larve mit einer Bürste oder verwenden Sie Blotpapier, um Wasser aus der Larve zu entfernen, um eine Reflexion von Licht unter der Linse zu verhindern. Schalten Sie das Raumlicht aus und lassen Sie die Larve für 2 min in der dunklen Umgebung zu akklimatisieren.
5. Schalten Sie das LED-Licht ein, um Infrarotlicht zu erzeugen, und bürsten Sie die Larve vorsichtig in die Mitte der Platte. Wenn die Larve gerade zu kriechen beginnt, drehen Sie die Platte, um die Larve in Richtung des Lichtflecks zu bewegen. Stellen Sie sicher, dass es direkt von Anfang an kriecht, sonst erhält es keinen Zugriff auf den Lichtfleck.
6. Klicken Sie auf Capture | Einrichten | Videoaufnahme, um den Speicherpfad auszuwählen, und klicken Sie dann auf Aufnahme starten, um aufzunehmen. Lassen Sie die Larve in Richtung des Lichtflecks kriechen, betreten Sie den Lichtfleck und lassen Sie dann den Lichtfleck, bis er fast aus dem Sichtfeld heraus ist. Klicken Sie auf Aufzeichnung beenden. Wenn sich die Larve vor dem Näherungsvorgang vom Lichtfleck abwendet, klicken Sie direkt auf Aufnahme beenden.
7. Bewegen Sie den Filter von der Kamera weg. Nehmen Sie ein kurzes Video von der Position des Lichtflecks namens "lightarea2" und vergleichen Sie ihn mit "lightarea1", um sicherzustellen, dass die Lichtfleckposition nicht geändert wird. Wenn eine offensichtliche Positionsänderung beobachtet wird, verwerfen Sie die Daten.

7. Datenanalyse

1. Verwenden Sie SOS^17, um tierkörperische Kontur- und Bewegungsparameter aus Videos mit Bildverarbeitungsmethoden zu extrahieren, wie zuvor beschrieben¹⁷.
   HINWEIS: Parameter wie HeadSpeed (Geschwindigkeit des Larvenkopfes), TailSpeed (Geschwindigkeit des Larvenschwanzes), MidSpeed (Geschwindigkeit des Larvenmittelpunkts der Skelettlinie) und cmSpeed (Geschwindigkeit des Larvenzentroids) wurden verwendet, um die Geschwindigkeit der Larvenbewegung zu messen. Parameter wie HeadTheta (der Winkel zwischen den Linien von Kopf-Mittelpunkt und Mittelpunkt-Schwanz) und headOmega (die wechselnde Geschwindigkeit von headTheta) wurden verwendet, um Larvenkörperbiegen und die Winkelgeschwindigkeit des Biegens zu messen.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Ergebnisse

Gemäß dem Protokoll wurde der Lichtfleck-Assay verwendet, um das Lichtvermeidungsverhalten von dritten Insternlarven zu untersuchen, die bei 25 °C auf Standardmedium in einem Raum mit einem 12 h/12 h Licht-/Dunkelzyklus angehoben wurden. Eine einzelne w¹¹¹⁸ Larve wurde mit dem Lichtfleck-Assay bei 25,5 °C getestet. Die durchschnittliche Lichtintensität des Lichtflecks, der durch eine 460 nm LED erzeugt wurde, betrug 0,59 w/cm². Der gesamte Prozess des Eindringens und Verlassens des Li...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Diskussion

Dieses Protokoll stellt den Lichtfleck-Assay vor, um die Fähigkeit von Drosophila-Larven zu testen, dem Licht zu entkommen. Dieser Test ermöglicht die Verfolgung des Verhaltens von Larven vor dem Betreten, während der Begegnung und nach dem Verlassen eines Lichtflecks. Details der Larvenbewegung können erfasst und analysiert werden. Der Lichtfleck-Assay ist sehr einfach und besitzt eine starke Praktikabilität. Die Kosten für das gesamte Gerät sind nicht hoch. Im Experiment wird LED-Licht als Lichtquelle v...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
850 nm ± 3 nm infrared-light-generating LED	Thorlabs, USA	PM100A	Compatible Sensors: Photodiode and Thermal Optical Power Rangea: 100 pW to 200 W Available Sensor Wavelength Rangea: 185 nm-25 μm Display Refresh Rate: 20 Hz Bandwidtha: DC-100 kHz Photodiode Sensor Rangeb: 50 nA-5 mA Thermopile Sensor Rangeb: 1 mV-1 V
AC to DC converter	Thorlabs, USA	S120VC	Aperture Size: Ø9.5 mm Wavelength Range: 200-1100 nm Power Range: 50 nW-50 mW Detector Type: Si Photodiode (UV Extended) Linearity: ±0.5% Measurement Uncertaintyc: ±3% (440-980 nm), ±5% (280-439 nm), ±7% (200-279 nm, 981-1100 nm)
band-pass filter	Thorlabs, USA	DC2100	LED Current Range: 0-2 A LED Current Resolution: 1 mA LED Current Accuracy: ±20 mA LED Forward Voltage: 24 V Modulation Frequency Range: 0-100 kHz Sine Wave Modulation: Arbitrary
Collimated LED blue light	ELP, China	USBFHD01M	Max. Resolution: 1920X1080 F6.0 mm Sensor: 1/2.7" CMOS OV2710
Compact power meter console	Ocean Optics, USA	USB2000+(RAD)	Dimensions: 89.1 mm x 63.3 mm x 34.4 mm Weight: 190 g Detector: Sony ILX511B (2048-element linear silicon CCD array) Wavelength range: 200-850 nm Integration time: 1 ms – 65 seconds (20 seconds typical) Dynamic range: 8.5 x 10^7 (system); 1300:1 for a single acquisition Signal-to-noise ratio: 250:1 (full signal) Dark noise: 50 RMS counts Grating: 2 (250 – 800 nm) Slit: SLIT-50 Detector collection lens: L2 Order-sorting: OFLV-200-850 Optical resolution: ~2.0 nm FWHM Stray light: <0.05% at 600 nm; <0.10% at 435 nm Fiber optic connector: SMA 905 to 0.22 numerical aperture single-strand fiber
High-Power LED Driver	Minhongshi, China	MHS-48XY	Working voltage: DC12V Central wavelength: 850nm
high-resolution web camera	Thorlabs, USA	MWWHL4	Color: Warm White Correlated Color Temperature: 3000 K Test Current for Typical LED Power: 1000 mA Maximum Current (CW): 1000 mA Bandwidth (FWHM): N/A Electrical Power: 3000 mW Viewing Angle (Full Angle): 120? Emitter Size: 1 mm x 1 mm Typical Lifetime: >50 000 h Operating Temperature (Non-Condensing): 0 to 40 °C Storage Temperature: -40 to 70 °C Risk Groupa: RG1 – Low Risk Group
LED Warm White	Mega-9, China	BP850/22K	Ø25.4(+0~-0.1) mm Bandwidth: 22±3nm Peak transmittance:80% Central wavelength: 850nm±3nm
Spectrometer	Noel Danjou	Amcap9.22	AMCap is a still and video capture application with advanced preview and recording features. It is a Desktop application designed for computers running Windows 7 SP1 or later. Most Video-for-Windowsand DirectShow-compatible devices are supported whether they are cheap webcams or advanced video capture cards.
Standard photodiode power sensor	Super Dragon, China	YGY-122000	Input: AC 100-240V~50/60Hz 0.8A Output: DC 12V 2A
Thermal power sensor	Thorlabs, USA	M470L3-C1	Color: Blue Nominal Wavelengtha: 470 nm Bandwidth (FWHM): 25 nm Maximum Current (CW): 1000 mA Forward Voltage: 3.2 V Electrical Power (Max): 3200 mW Emitter Size: 1 mm x 1 mm Typical Lifetime: 100 000 h Operating Temperature (Non-Condensing): 0 to 40 °C Storage Temperature: -40 to 70 °C Risk Groupb: RG2 – Moderate Risk Group
Thermal power sensor	Thorlabs, USA	S401C	Wavelength range: 190 nm-20 μm Optical power range:10 μW-1 W(3 Wb) Input aperture size: Ø10 mm Active detector area: 10 mm x 10 mm Max optical power density: 500 W/cm2 (Avg.) Linearity: ±0.5%