Bioinspirierter Softroboter mit integrierten Mikroelektroden

Zusammenfassung

Ein bioinspiriertes Gerüst wird durch eine weiche Photolithographie-Technik mit mechanisch robusten und elektrisch leitfähigen Hydrogelen hergestellt. Die mikrogemusterten Hydrogele bieten eine richtungsweisende Kardiomyozytenzellausrichtung, was zu einer maßgeschneiderten Betätigungsrichtung führt. Flexible Mikroelektroden sind auch in das Gerüst integriert, um elektrische Steuerbarkeit für ein selbstwirkendes Herzgewebe zu gewährleisten.

Zusammenfassung

Bioinspirierte weiche Robotersysteme, die lebende Organismen mit technischem Muskelgewebe und Biomaterialien imitieren, revolutionieren das aktuelle Biorobotik-Paradigma, insbesondere in der biomedizinischen Forschung. Die Wiederherstellung künstlicher lebensähnlicher Betätigungsdynamik ist entscheidend für ein Soft-Roboter-System. Die präzise Steuerung und Abstimmung des Betätigungsverhaltens stellt jedoch nach wie vor eine der größten Herausforderungen moderner Softrobotersysteme dar. Diese Methode beschreibt ein kostengünstiges, hochskalierbares und einfach zu bedienendes Verfahren zur Herstellung eines elektrisch steuerbaren weichen Roboters mit lebensähnlichen Bewegungen, der durch die Kontraktion von Herzmuskelgewebe auf einem mikromusterten Stachel aktiviert und gesteuert wird. strahlartiges Hydrogelgerüst. Der Einsatz weicher Photolithographie-Methoden ermöglicht die erfolgreiche Integration mehrerer Komponenten in das WeicheRobotersystem, einschließlich mikrogemusterter hydrogelbasierter Gerüste mit Kohlenstoff-Nanoröhren (CNTs) eingebettetem Gelatinemethacryloyl (CNT-GelMA), Poly(Ethylenglykol) Diakrylat (PEGDA), flexible Gold (Au) Mikroelektroden und Herzmuskelgewebe. Insbesondere die Hydrogelausrichtung und das Mikromuster sind so konzipiert, dass sie die Muskel- und Knorpelstruktur des Stachelrochens imitieren. Das elektrisch leitfähige CNT-GelMA Hydrogel fungiert als Zellgerüst, das das Reifungs- und Kontraktionsverhalten von Kardiomyozyten verbessert, während das mechanisch robuste PEGDA Hydrogel den gesamten weichen Roboter strukturell knorpelartig unterstützt. Um die harte und spröde Natur von metallbasierten Mikroelektroden zu überwinden, haben wir ein Serpentinmuster entwickelt, das eine hohe Flexibilität hat und die Schlagdynamik von Kardiomyozyten nicht behindern kann. Die integrierten flexiblen Au-Mikroelektroden bieten elektrische Stimulation über den weichen Roboter, was es einfacher macht, das Kontraktionsverhalten von Herzgewebe zu kontrollieren.

Einleitung

Moderne, hochmoderne Softroboter können die hierarchischen Strukturen und Die Muskeldynamik vieler lebender Organismen nachahmen, wie die Quallen^1,2, Stachelrochen², Oktopus³, Bakterien⁴und Sperma⁵. Die Nachahmung der Dynamik und Architektur natürlicher Systeme bietet höhere Leistungen sowohl in Bezug auf energetische als auch strukturelle Effizienz⁶. Dies hängt intrinsisch mit der weichen Natur des natürlichen Gewebes zusammen (z. B. Haut- oder Muskelgewebe mit einem Young-Modul zwischen 10⁴x 10⁹ Pa), was höhere Freiheitsgrade und überlegene Verformung und Anpassungsfähigkeit im Vergleich zu Standard-Aktoren (z.B. ein Young-Modul in der Regel zwischen 10⁹x^{10 12} Pa)⁶ermöglicht. Vor allem herzmuskelbasierte Soft-Aktoren zeigen durch ihre Selbstbetätigung sowie ihr Potenzial für Autoreparatur und Regeneration im Vergleich zu einem mechanisch basierten Robotersystem⁷eine überragende Energieeffizienz. Die Herstellung weicher Roboter ist jedoch eine Herausforderung, da verschiedene Komponenten mit unterschiedlichen physikalischen, biologischen und mechanischen Eigenschaften in ein System integriert werden müssen. So müssen beispielsweise technische synthetische Systeme in lebende biologische Systeme integriert werden, die ihnen nicht nur strukturelle Unterstützung bieten, sondern auch ihr Betätigungsverhalten beeinflussen und modulieren. Darüber hinaus erfordern viele Mikrofabrikationsmethoden harte/zytotoxische Prozesse und Chemikalien, die die Lebensfähigkeit und Funktion lebender Komponenten verringern. Daher sind neue Ansätze notwendig, um die Funktionalität der Softroboter zu verbessern und ihr Verhalten zu steuern und zu modulieren.

Um lebende Bauteile mit guter Lebensfähigkeit erfolgreich zu integrieren, ist ein Hydrogel-basiertes Gerüst ein hervorragendes Material, um den Körper eines weichen Roboters zu schaffen. Die physikalischen und mechanischen Eigenschaften eines Hydrogels können leicht auf Mikroumgebungen für lebende Komponenten wie Muskelgewebe^8,9abgestimmt werden. Auch kann es leicht verschiedene Mikrofabrikationstechniken übernehmen, was zur Schaffung hierarchischer Strukturen mit hoher Genauigkeit^1,2,10führt. Flexible elektronische Geräte können in den weichen Roboter integriert werden, um sein Verhalten mit elektrischer Stimulation zu steuern. Zum Beispiel wurden optogenetische Techniken zur Entwicklung elektrogener Zellen (z. B. Kardiomyozyten), die eine lichtabhängige elektrophysiologische Aktivierung zeigen, verwendet, um einen Polydimethylsiloxan (PDMS)-basierten weichen Roboterstichrochen zu entwickeln, der von Licht geleitet wird, der in der Lage war, die undulatorische Bewegung der Fische in vitro²nachzubilden. Obwohl optogenetische Techniken eine ausgezeichnete Kontrollierbarkeit gezeigt haben, verwendet die vorgestellte Arbeit elektrische Stimulation, eine konventionelle und traditionelle Simulationsmethode. Denn die elektrische Stimulation über flexible Mikroelektroden ist im Vergleich zu optogenetischen Techniken, die umfangreiche^{Entwicklungsprozesse}erfordern, einfach und einfach. Der Einsatz flexibler elektronischer Geräte ermöglicht eine langfristige Stimulation und Standard-/einfache Fertigungsprozesse sowie abstimmbare Biokompatibilität und physikalische und mechanische Eigenschaften^12,13.

Hier präsentieren wir eine innovative Methode zur Herstellung eines bioinspirierten Weichenroboters, der durch das Schlagen von technischem Herzmuskelgewebe betätigt und durch elektrische Stimulation durch eingebettete flexible Au-Mikroelektroden gesteuert wird. Der weiche Roboter wurde entwickelt, um die Muskel- und Knorpelstruktur des Stachelrochens nachzuahmen. Der Stachelrochen ist ein Organismus mit einer relativ leicht zu imitierenden Struktur und Bewegung im Vergleich zu anderen Schwimmarten. Die Muskeln werden in vitro durch Aussaat von Kardiomyozyten auf einem elektrisch leitfähigen Hydrogel-Mikromuster nachgebildet. Wie bereits berichtet, verbessert die Integration elektrisch leitfähiger Nanopartikel wie CNT im GelMA Hydrogel nicht nur die elektrische Kopplung des Herzgewebes, sondern induziert auch eine hervorragende In-vitro-Gewebearchitektur und -anordnung^8,9. Die Knorpelverbindungen werden dann mit einem mechanisch robusten PEGDA Hydrogelmuster nachgeahmt, das als mechanisch robustes Substrat des gesamten Systems fungiert. Flexible Au-Mikroelektroden mit Serpentinmuster sind in das PEGDA-Muster eingebettet, um das Herzgewebe lokal und elektrisch zu stimulieren.

Protokoll

Diese Studie wurde in strikter Übereinstimmung mit den Empfehlungen des Leitfadens für die Pflege und Verwendung von Labortieren der National Institutes of Health durchgeführt. Das Protokoll wurde vom institutionellen Tierpflege- und Nutzungsausschuss (IACUC) des Brigham and Women es Hospital genehmigt.

1. GelMA-Synthese

1. 10 g Gelatine in 100 ml Phosphat-gepufferter Saline (DPBS) von Dulbecco mit einem Magnetischen Rührer bei 50 °C auflösen.
2. Fügen Sie 8 ml Methacrylanhydrid langsam hinzu, während Sie die Gelatine-Prepolymerlösung bei 50 °C für 2 h rühren. Verdünnen Sie die reaktionsgefällige Gelatinelösung mit vorgewärmtem DPBS bei 50 °C.
3. Übertragen Sie die verdünnte Lösung in Dialysemembranen (Molekulargewicht Cutoff = 12–14 kDa) und legen Sie sie in deionisiertes (DI) Wasser. Dialyse bei 40 °C für ca. 1 Woche durchführen.
4. Filtern Sie die dialysierte GelMA-Prepolymerlösung mit einem sterilen Filter (Porengröße = 0,22 m) und übertragen Sie 25 oder 30 ml der Lösung in 50 ml-Rohre und lagern Sie sie bei -80 °C für 2 Tage.
5. Die gefrorene GelMA-Prepolymerlösung mit einem Gefriertrockner 5 Tage lang gefriertrocknen.

2. Herstellung von Poly(Ethylenglykol) Diakrylat (PEGDA) Prepolymerlösung

1. 200 mg (20 % der Gesamtlösung) von PEGDA (MW = 1.000) mit 5 mg (0,5% der Gesamtlösung) von 2-Hydroxy-4-(2-Hydroxyethoxy)-2-methylpropiophenon (Photo-Initiator, PI) in 1 ml DPBS auflösen.
2. Inkubieren Sie die Prepolymerlösung bei 80 °C für 5 min.

3. Herstellung der GelMA-beschichteten CNT-Dispersionslösung

1. 80 mg GelMA (als Biotsid verwendet) in 4 ml DPBS auflösen und dann 20 mg COOH-funktionalisierte mehrwandige Kohlenstoff-Nanoröhren (MWCNTs) in die GelMA-Prepolymerlösung geben.
2. Sonicate die MWCNT-beladene GelMA Prepolymer-Lösung für 1 h (0,66Hz, 100 Watt).
   HINWEIS: Während des Beschallungsprozesses muss die Lösung bei 15 °C in ein Wasserbad getaucht werden, um eine Verdunstung von Lösungsmittel aufgrund des Temperaturanstiegs zu verhindern.

4. Herstellung von 1 mg/ml CNT mit 5% GelMA-Prepolymerlösung

1. 50 mg GelMA und 5 mg (0,5% der Gesamtlösung) PI in 0,8 ml DPBS bei 80 °C für 10 min auflösen.
2. Fügen Sie 0,2 ml der vorbereiteten CNT-Lagerlösung hinzu (Schritt 3). Vortex und inkubieren Sie die Lösung bei 80 °C für 10 min.

5. Herstellung eines 3-(Trimethoxysilyl)propyl methacrylat (TMSPMA) beschichteten Glasschlittens

1. Waschen Sie die Glasgweise (Dicke = 1 mm, Größe = 5,08 cm x 7,62 cm) mit reinem Ethanol.
2. Die gereinigten Dias vertikal in einem 250 ml Becher stapeln und 3 ml TMSPMA mit einer Spritze darüber verteilen. Bedecken Sie den Becher mit Aluminiumfolie, um eine Verdunstung von TMSPMA zu verhindern.
3. Inkubieren Sie die Dias in einem 80 °C-Ofen für 1 Tag.
4. Waschen Sie die beschichteten Glasrutschen, indem Sie sie in reines Ethanol tauchen, dann trocknen.
5. Bewahren Sie die beschichteten Glasgletten in Aluminiumfolie bei Raumtemperatur (RT) auf.
   HINWEIS: Versuchen Sie, das Berühren der Oberflächen der TMSPMA-beschichteten Glasschlitten zu minimieren.

6. Herstellung der flexiblen Au-Mikroelektroden

1. Entwerfen einer Schattenmaske mit computergestütztem Design (Ergänzende Datei 3).
2. Fertigen und kaufen Sie eine Schattenmaske.
3. Glasschlitten (Dicke = 1 mm, Größe = 3 cm x 4 cm) mit Aceton waschen und mit einer Druckluftpistole trocknen.
4. Befestigen Sie die Schattenmaske mit doppelseitigem Klebeband an den Glassubstraten, legen Sie sie dann in einen E-Strahlverdampfer und warten Sie, bis der Kammerdruck mindestens 10^-6 Torr erreicht.
   HINWEIS: Die beiden Klebebandstücke wurden manuell auf der Stütze in einem Abstand kurz genug, um das Glas zu beherbergen und groß genug, um das gesamte Muster passen platziert. Dieser Schritt dauert etwa 45-60 min.
5. Legen Sie eine 200 nm dicke Au-Schicht per E-Strahlverdampfer ab (z.B. mit Denton EE-4, Vakuum = 10^-6 Torr, Leistung = 2,6%, Rate = 2 x /s) und schneiden Sie die hergestellten Mikroelektroden mit einer Schneidsägemaschine (Elektrodengröße = 7,38 mm x 8,9 mm x 200 nm).

7. Herstellung eines Au Mikroelektroden-integrierten mehrschichtigen Hydrogelgerüsts

HINWEIS: Das Ergebnis dieses Verfahrens ist eine Membran, bei der sich ein mikromustertes PEGDA-Hydrogel in der unteren Schicht befindet, ein mikrogemustertes CNT-GelMA-Hydrogel auf der Oberseite ist und die Au-Mikroelektroden zwischen den beiden Schichten liegen. Diese Konfiguration sorgt für eine bessere Flexibilität der Elektrode und begrenzt das Verletzungsrisiko.

1. Entwerfen und fertigen Sie zwei Fotomasken, um die mikrogemusterte PEGDA^(1. Fotomaske) und die CNT-GelMA Hydrogel^(2. Fotomaske) zu erstellen. Siehe Ergänzende Datei 2–3. Das Design kann mit CAD-Software durchgeführt werden.
   HINWEIS: Siehe Abbildung 2B, E.
2. Legen Sie 50 m Abstandshalter, die durch Stapeln einer Schicht kommerziellen unsichtbaren Klebebandes (Dicke: 50 m) auf ein TMSPMA-beschichtetes Glas hergestellt werden. Gießen Sie 15 l 20% PEGDA Prepolymer-Lösung auf das TMSPMA beschichtete Glas, dann mit Goldmikroelektrode abdecken. Legen Sie die erste Fotomaske für die Glasrutsche (mikromustered PEGDA) auf die Goldmikroelektrode und setzen Sie das gesamte Konstrukt UV-Licht (200 W Quecksilberdampf-Kurzlichtlichtlampe mit 320–390 nm Filter) bei 800 mW Intensität und 8 cm Abstand für 110 s aus.
   HINWEIS: Siehe Abbildung 1A.
3. Fügen Sie DPBS hinzu, um den Glasschlitten zu umgeben, und lösen Sie das mikrogemusterte PEGDA-Hydrogel zusammen mit den Au-Mikroelektroden vorsichtig nach 5–10 min vom unbeschichteten Glassubstrat, um den Glasschlitten zu erhalten, der das mikrogemusterte PEGDA-Hydrogel mit dem Au Mikroelektroden.
   HINWEIS: Siehe Abbildung 1B. Durch die TMSPMA-Beschichtung wird das Konstrukt vom unbeschichteten Glassubstrat auf das TMSPMA-beschichtete übertragen. Trennen Sie vorsichtig, da die Au-Mikroelektroden in diesem Schritt leicht brechen können (Abbildung 3).
4. Platzieren Sie 100 m Abstandshalter, die durch Stapeln von zwei Schichten kommerziellem transparentem Klebeband (Dicke = 50 m) auf dem Boden einer Petrischale hergestellt werden. Legen Sie einen Tropfen von 20 L CNT-GelMA Prepolymer-Lösung zwischen den Abstandshaltern und dann drehen Sie die Glasrutsche in 7.3 erhalten und fixieren Sie es auf der Schale mit Klebeband.
5. Drehen Sie das Gerät auf den Kopf und platzieren Sie die^2. Fotomaske auf der Glasrutsche. Unter UV-Licht bei 800 mW Intensität und 8 cm Abstand für 200 s aussetzen.
   HINWEIS: Siehe Abbildung 1C. Die Ausrichtung der 2. Maske ist wichtig.
6. Waschen Sie das erhaltene Gerüst mit DPBS und mit Zellkulturmedium, das 10% fetales Rinderserum (FBS) umfasst.
7. Lassen Sie sie über Nacht im 37 °C-Inkubator, bevor Sie die Zellen säen.

8. Neonatale Rattenkardiomyozyten Isolation und Kultur

1. Isolieren Sie Herzen von 2 Tage alten Sprague-Dawley-Ratten nach Protokollen, die vom Ausschuss für Tierpflege des Instituts genehmigt wurden⁸.
2. Legen Sie die Herzteile über Nacht (ca. 16 h) in 0,05% Trypsin ohne EDTA in HBSS in einem Kühlraum.
3. Sammeln Sie die Herzteile mit einer Pipettenpistole und minimieren Sie die Menge an Trypsin, dann legen Sie sie in einem 50 ml Rohr mit 10 ml warmen Herzmedien (10% FBS, 1% P/S, 1% L-Glutamin).
4. In einem 37 °C-Wasserbad für 7 min. langsam (ca. 60 U/min) wirbeln. Entfernen Sie das Medium vorsichtig aus dem Rohr mit einer 10 ml Pipette und lassen Sie die Herzteile im Rohr.
5. 7 ml 0,1% Kollagenase Typ 2 in HBSS hinzufügen und in einem 37 °C Wasserbad 10 min wirbeln.
6. Mischen Sie mit einer 10 ml Pipette 10x sanft, um die Herzteile zu stören. Entfernen Sie das Medium mit einer 1 ml Pipette aus dem Rohr.
7. Fügen Sie 10 ml 0,1% Kollagenase Typ 2 in HBSS hinzu und wirbeln Sie schnell (ca. 120–180 Rpm) in einem 37 °C Wasserbad für 10 min, und überprüfen Sie dann, ob sich die Herzstücke auflösen.
8. Mit einer 10 ml Pipette mischen, dann mit einer 1 ml Pipette wiederholen, um die letzten Herzstücke zu brechen.
9. Sobald die Lösung homogen aussieht, legen Sie ein 70 m Zellsieb auf ein neues 50 ml-Rohr und pipette die Lösung 1 ml auf einmal auf Sieb.
10. Zentrifugieren Sie die Herzzelllösung bei 180 x g für 5 min bei 37 °C.
    HINWEIS: Wenn es noch einige Herzteile oder Schleim gibt, die sich nicht aufgelöst haben, wiederholen Sie die Schritte 8.7–8.9 erneut.
11. Entfernen Sie vorsichtig alle Flüssigkeit über dem Zellpellet und resuspended die Zellen in 2 ml Herzmedien.
12. Fügen Sie 2 ml Herzmedien aus der Rohrwand vorsichtig hinzu, um die Zellen wieder zu suspendieren und zu vermeiden, dass sie gebrochen werden.
13. Fügen Sie die suspendierten Zellen in einen T175-Kolben mit warmen Herzmedien Tropfen für Tropfen. Legen Sie den Kolben für 1 h in einen 37 °C-Inkubator, damit sich Herz-Fibroblasten am Boden befestigen können.
    HINWEIS: Bei diesem Präplating-Schritt werden die Herz-Fibroblasten an den Kolben anhaften, während die Kardiomyozyten im Suspensionsmedium verbleiben.
14. Sammeln Sie die Medien aus dem Kolben, der die Kardiomyozyten enthält, und legen Sie es in ein 50 ml Rohr.
15. Zählen Sie die Zellen, dann Zentrifuge bei 260 x g für 5 min bei 37 °C.
16. Resuspendieren und säen Sie die Zellen auf dem hergestellten weichen Roboter in Schritt 7. Gießen Sie ein bestimmtes Volumen von Herzmedien mit den Kardiomyozyten in einer Konzentration von 1,95 x 10⁶ Zellen/ml Tropfen für Tropfen auf die gesamte Oberfläche des Geräts.
17. Inkubieren Sie die Proben bei 37 °C und verändern Sie die Medien mit 5 ml Zellkulturmedien mit 2% FBS und 1% L-Glutamin am ersten und zweiten Tag nach der Aussaat. Ändern Sie die Medien jedes Mal, wenn sich die Farbe der Medien ändert.

9. Zellfärbung zur Ausrichtungsanalyse

1. Entfernen Sie das Medium und waschen Sie mit DPBS für 5 min bei RT.
2. Fixieren Sie die Zellen mit 4% Paraformaldehyd (PFA) für 20 min bei RT. Dann mit DPBS für 5 min bei RT waschen.
3. Inkubieren Sie die Zellen mit 0,1% Triton in DPBS bei RT für 1 h. Waschen Sie 3x mit PBS für 5 min bei RT.
4. Inkubieren Sie die Zellen mit 10% Ziegenserum in DPBS bei RT für 1 h.
5. Inkubieren Sie die Zellen mit einem primären Antikörper (sarkomeric-Actinin und Connexin-43) in 10% Ziegenserum in DPBS bei 4 °C für 14–16 h.
6. Waschen Sie 3x mit DPBS für 5 min bei RT. Inkubieren Sie die Zellen mit dem sekundären Antikörper in 10% Ziegenserum in DPBS bei RT für 1 h.
7. Waschen Sie 3x mit DPBS für 5 min bei RT, dann Gegenfleckzellen mit 4',6-Diamidino-2-Phenylindole (DAPI) in DI-Wasser (1:1.000) für 10 min bei RT. 3x mit DPBS für 5 min bei RT waschen.
8. Nehmen Sie Fluoreszenzbilder mit einem invertierten Laserscanning-Konfokalmikroskop auf.

10. Aktuatorprüfung und Verhaltensbewertung

1. Spontanes Schlagen der Kardiomyozyten auf dem weichen Roboter
   1. Bioinspirierte Aktuatoren bei 37 °C für 5 Tage inkubieren und die Medien am ersten und zweiten Tag und bei Bedarf (d. h. wenn das Medium gelb wird) auffrischen. Verwenden Sie ein invertiertes optisches Mikroskop, um täglich Bilder (5x und/oder 10x) aufzunehmen. Zeichnen Sie Zellbewegungen mit Videoaufnahmesoftware im Live-Fenster des Mikroskops für 30 s bei 20 Bildern pro Sekunde (5x und/oder 10x) auf, wenn die kontraktile Aktivität beginnt (in der Regel um Tag 3).
   2. Lösen Sie an Tag 5 die Membranen, indem Sie sie mit einem Deckelschlitten sanft von der Kante heben.
      HINWEIS: Wenn die Zellen ein starkes Schlagverhalten zeigen, lösen sich die Membranen aufgrund der mechanischen Wirkung der Kontraktionen von selbst ab.
2. Massenelektrische Signalstimulation
   1. Mit einem 3 cm großen PDMS als Halter befestigen Sie zwei Carbonstabelektroden mit Platin (Pt) Draht in einer 6 cm Petrischale, die mit Herzmedien gefüllt ist. Dann den weichen Roboter vorsichtig in die Petrischale geben.
   2. Wenden Sie eine quadratische Wellenform mit 50 ms Pulsbreite, DC-Offsetwert 0 V und Spitzenspannungsamplitude zwischen 0,5 und 6 V an. Die Frequenz schwankt zwischen 0,5, 1,0 und 2,0 Hz mit einem Betriebszyklus zwischen 2,5 %, 5 % bzw. 10 %. Zeichnen Sie Makroskalenkontraktionen mit einer handelsüblichen Kamera auf.
3. Elektrische Stimulation mit den Au-Mikroelektroden
   1. Nach der Herstellung von Au Mikroelektroden-integrierte mehrschichtige HydrogelGerüst, befestigen Zwei Kupferdrähte an den Au Elektroden durch einen externen quadratischen Port mit Silberpaste.
   2. Bedecken Sie die Silberpaste mit einer dünnen Schicht PDMS, die bei 80 °C für 5 min vorgepreist ist. Dann legen Sie die Proben auf eine Kochplatte bei 45 °C für 5 h, um das PDMS vollständig zu vernetzen.
   3. Nach der Aussaat von Kardiomyozyten einen quadratischen wellenelektrischen Stimulus auf die Kupferdrähte mit dc Offsetwert 1 V, Spitzenspannungsamplitude zwischen 1,5 und 5 V und Frequenzen von 0,5, 1,0 und 2,0 Hz anwenden.

Ergebnisse

Fließdiagramm der Schritte zur Entwicklung des in die Au-Mikroelektroden integrierten bioinspirierten Weichroboters
Das Ziel des Softroboter-Designs war es, eine Membran zu bauen, die in der Lage ist, eine Schwimmbewegung mit minimaler Komplexität zu betätigen. Die Struktur muss in der Lage sein, starke Flexionen im Laufe der Zeit (ca. 1 Hz) zu erhalten und in der Lage zu sein, ihre Form zu halten, während sie einen starken Schlag erreicht. Durch selektive Photovernetzung des Polymers mit Photomas...

Diskussion

Mit dieser Methode konnten wir erfolgreich einen batoiden fischähnlichen bioinspirierten Weichenroboter mit integriertem selbstwirkendem Herzgewebe auf einem mehrschichtigen strukturierten Gerüst herstellen, das von eingebetteten Au-Mikroelektroden gesteuert wird. Durch zwei unterschiedliche mikrogemusterte Hydrogelschichten aus PEGDA- und CNT-GelMA-Hydrogelen zeigte das bioinspirierte Gerüst eine gute mechanische Stabilität und ideale Zellausrichtung und Reifung. Die PEGDA-Musterschicht, die als Knorpelgelenk der Sk...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
250 mL Beaker	PYREX	1000-250CNEa
2-Hydroxy-4'-(2-hydroxyethoxy)-2-methylpropiophenone	Sigma-Aldrich	410896
3-(Trimethoxysilyl)propyl methacrylate	Milipore	M6514
37° Water bath	VWR	W6M
4',6-diamidino-2-phenylindole (DAPI)	Sigma-Aldrich	D9542
50mL Conical Centrifuge Tubes	Falcon	14-959-49A
70 µm Cell Strainer	Falcon	352350
80° incubator	VWR	1370GM
Alexa Fluor 488 goat anti-mouse IgG (H+L)	Invitrogen	A11029
Alexa Fluor 594 goat anti-rabbit IgG (H+L)	Invitrogen	A11037
Alexa Fluor 488 Phalloidin	Invitrogen	A12379
Antibiotic/Antimycotic solution	ThermoFisher Scientific	15240062
Anti-Connexin 43/GJAI antibody	Abcam	ab11370	Rabbit polyclonal
Anti-Sarcomeric α-actinin	Abcam	ab9465	Mouse monoclonal
Benchtop Freeze Dryers	Labconco	77500-00 K
Biosafety cabinet	Sterilgard	A/B3
Carbon rod electrodes	SGL Carbon Group	6971105
Centrifuge	Eppendorf	5804
CO2 incubator	Forma Scientific	3110
Collagenase, Type II, Powder	Gibco	17-101-015
Confocal Microscope	Zeiss	LSM 880
COOH Functionalized Carbon Nanotubes	NanoLab	PD30L5-20-COOH
Dicing saw machine	Giorgio Technology	DAD-321
DMEM, High Glucose	Gibco	11-965-118
DPBS without Calcium and Magnesium	Gibco	14-190-144
E-beam evaporator	CHA	57367
Fetal Bovine Serum	Gibco	10-437-028
Gelatin	Sigma-Aldrich	G9391	Type B, 300 bloom from porcine skin
Glass slide	VWR	48382-180
HBSS without Calcium, Magnesium or Phenol Red	Gibco	14-175-079
Inverted optical microscope	Olympus	CK40
Magnetic hotplate	Corning	PC-420
methacrylic anhydride	Sigma-Aldrich	276695	Contains 2,000ppm topanol A as inhibitor
Nunc EasYFlask 175cm2	ThermoFisher Scientific	159910
Olicscope	Siglent	SDS1052DL+
Paraformaldehyde Aqueous Solution -16%	Electron Microscopy Sciences	15710
PDMS SYLGARD 184	Sigma-Aldrich	761036
Photomask	Mini micro stencil inc
Platinum wire	Alfa Aesar	AA43014BU
Polyethylene glycol dimethcrylate	Polysciences Inc.	15178-100
Regenerated Cellulose Dialysis Tubing	Fisherbrand	21-152-14
Silver Epoxy Adhesive	MG Chemicals	8330S
Stericup Quick Release-GP Sterile Vacuum Filtration System	Millipore	S2GPU02RE
Ultra sonicator	Qsonica	Q500
UV Curing System	OmniCure	S2000
Vortex mixer	Scientific Industry	SI-0246A
Waveform generator	Agilent	33500B
Wrap Aluminium foil	Reynolds	N/A