Ein immunologisches Modell für heterotopische Herz- und Herzmuskelzelltransplantation bei Ratten

Zusammenfassung

Wir beschreiben ein Modell der heterotopischen Bauchherztransplantation bei Ratten, was Veränderungen der aktuellen Strategien impliziert, die zu einem vereinfachten chirurgischen Ansatz führen. Zusätzlich beschreiben wir ein neuartiges Abstoßungsmodell durch In-Ear-Injektion lebenswichtiger Herzmuskelzellen, das weitere transplantierte immunologische Analysen bei Ratten ermöglicht.

Zusammenfassung

Die heterotopische Herztransplantation bei Ratten ist seit mehr als 50 Jahren ein häufig verwendetes Modell für verschiedene immunologische Studien. Seit der ersten Beschreibung im Jahr 1964 wurden mehrere Änderungen gemeldet. Nach 30 Jahren heterotopischer Herztransplantation bei Ratten haben wir einen vereinfachten chirurgischen Ansatz entwickelt, der ohne weitere chirurgische Ausbildung oder Hintergrund leicht gelehrt und durchgeführt werden kann.

Nach der Zerlegung der aufsteigenden Aorta und der Lungenarterie und Ligation der überlegenen und minderwertigen Kavaliers- und Lungenvenen wird das Spenderherz geerntet und anschließend mit eiskalter Kochlösung ergänzt mit Heparin durchtränkt. Nach dem Spannen und Einschneiden der Empfänger-Bauchgefäße werden die aufsteigende Aorta und die Lungenarterie des Spenders mit kontinuierlichlaufenden Nähten an die Bauchaorta bzw. die inferiorven cava des Empfängers angeglüst.

Je nach verschiedenen Spender-Empfänger-Kombinationen ermöglicht dieses Modell Analysen der akuten oder chronischen Abstoßung von Allografts. Die immunologische Bedeutung dieses Modells wird durch einen neuartigen Ansatz der In-Ear-Injektion lebenswichtiger Herzmuskelzellen und der anschließenden Analyse der Entwässerung von zervikalen Lymphgewebes noch verstärkt.

Einleitung

Die heterotopische Herztransplantation ist ein häufig verwendetes experimentelles Modell für verschiedene Untersuchungen in Bezug auf Transplantationstoleranz, akute und chronische Allograft-Abstoßung, Ischämie-Reperfusionsverletzung, maschinelle Perfusion oder Herzumbau. Unter anderem kann die Transplantatfunktion nichtinvasiv durch Palpation überwacht werden und Transplantatversagen führt nicht zu einer vitalen Beeinträchtigung des Empfängers im Gegensatz zu anderen Organen, wie Nieren oder Lebern.

1964 beschrieben Abbott et al. zunächst die heterotopische Bauchherztransplantation bei Ratten¹. Später, 1966, wurde die End-to-Side-Technik für Anastomosen von Tomita et al.²beschrieben. Die Grundlagen für das derzeit verwendete Modell wurden von Ono und Lindsey im Jahr 1969^{berichtet 3}. In den letzten Jahrzehnten wurden mehrere Modifikationen veröffentlicht, um verschiedene Arten von entladenen, teilweise geladenen oder geladenen linksventrikulären Herztransplantaten zu erstellen, einschließlich kombinierter heterotopischer Herz-Lungen-Transplantation^4,5,6. Für immunologische Analysen wird am häufigsten eine nicht volumenbelastete Herztransplantattransplantation durchgeführt. In diesem Fall gelangt der Blutfluss retrograd in die aufsteigende Aorta des Spenders und anschließend in die Herzkranzgefäße. Die venöse Drainage erfolgt entlang der koronaren Sinus in den rechten Vorhof und Ventrikel (Abbildung 1A-B). Daher ist die linke Herzkammer vom Blutfluss ausgeschlossen, abgesehen von marginalen Blutmengen aus Thebesian Venen. Dies macht es auch zu einem nützlichen Modell für die Untersuchung der pathophysiologischen Mechanismen während der linksventrikulären Assist-Gerätetherapie⁷.

Heterotopische Herztransplantation wurde bei verschiedenen Arten durchgeführt, einschließlich Mäusen, Kaninchen, Schweinen und wurde sogar als uni- oder biventrikuläre Sanitoren beim^{Menschen8,9,10,11}verwendet. Die Ratte stellt immer noch ein beliebtes Versuchstier für Transplantationsmodelle dar, zumal die Transplantat-Überlebenszeiten für verschiedene Rattenstammkombinationen in der Vergangenheit gut definiert waren und eine große Anzahl immunologischer Reagenzien zugänglich sind^12,13. Im Gegensatz zu Mäusen sind Ratten größer, was eine Operation und den Zugang zu Lymphgewebe für immunologische Analysen praktikabler macht¹². Darüber hinaus wird die Einführung kommerzieller Klontechnologien bei Ratten in den letzten Jahren höchstwahrscheinlich zu einem wiederkehrenden Interesse an experimentellen Rattenmodellen führen¹⁴.

Im Allgemeinen können heterotopische Herztransplantate entweder durch Hals- oder Bauchanastomose an den Empfängergefäßen befestigt werden. Einige Studien deuten jedoch darauf hin, dass eine femorale Anastomose eine verbesserte Überwachung durch einen besseren Zugang für manuelle Palpation oder transfemorale Echokardiographie ermöglicht und somit eine genauere Erkennung von Transplantatversagen^15,16ermöglicht.

Es hat sich gezeigt, dass es keinen Unterschied in Bezug auf Die Operationszeit, Komplikationsrate, Ergebnis und Transplantat-Überlebenszeit zwischen beiden Anastomose-Techniken¹⁷gibt. Natürlich muss die Verfügbarkeit einer ausreichenden Anzahl von entwässernden Lymphknoten als Vorteil der zervikalen Anastomose erwähnt werden; allerdings sind längere Ausbildungszeiten erforderlich. Im Gegensatz dazu ist die Bauchanastomose weniger kompliziert und ebenso wertvoll für immunologische Untersuchungen, insbesondere in Kombination mit Ergebnissen einer neuartigen Methode der In-Ear-Injektion allogener Herzmuskelzellen und der anschließenden zervikalen Lymphadenektomie. Eine Kombination beider Modelle bietet ein breites Spektrum postinterventionaler immunologischer Analysen.

Das folgende Protokoll bezieht sich auf die Bedienung bei Paaren von Chirurgen, um die Ischämiezeit zu reduzieren. Alle Experimente können jedoch von einer einzigen Person durchgeführt werden. Die Einrichtung von Instrumenten und Materialien für die Herzexplantation und Implantation ist in Abbildung 2A-Bdargestellt.

Protokoll

Alle Tiererfahrungen wurden nach den Richtlinien des lokalen Ethik-Tierprüfungsausschusses der Landesbehörden für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit Niedersachsen (LAVES, Oldenburg, Deutschland) mit den Zulassungsausweisen 12/0768 und 17/2472 durchgeführt.

1. Herzexplantation und Perfusion

HINWEIS: Als Transplantatspender wurden weibliche oder männliche Ratten im Alter von 7-22 Wochen verwendet.

1. Anästhetisieren Sie die Spenderratte durch Isofluran-Inhalation (Induktion bei 5% und Wartung bei 3% bei einem_O2-Fluss von 1 L/min). Injizieren Sie 5 mg Carprofen subkutan pro kg Körpergewicht für perioperative Analgesie und überprüfen Sie das Fehlen des Zehenpinch-Entzugsreflexes.
2. Tragen Sie Augenschmiermittel auf und entfernen Sie das Bauch- und Brustfell mit einem mechanischen Knipser.
3. Legen Sie den Spender in eine Supine-Position, fixieren Sie die Gliedmaßen an der Basis des Operationstisches mit elastischen Bändern und sterilisieren Sie die Haut mit 70% Ethanol oder einer anderen ausreichenden Alternative.
4. Incise die Haut in Längsrichtung und nach Anwendung von Lokalanästhetikum (z.B. Lidocain 0,2%) eine mediane Laparotomie mit einer Schere durchführen.
5. Retraktoren einsetzen, den Darm links vom Spender mobilisieren und die minderwertige Vena cava mit sterilisierten Wattestäbchen aussetzen.
6. Zur Antikoagulation 500 I.U. von Heparin in 1 ml eiskalter isotonischer Salinlösung intravenös injizieren, indem die unterlegene Vena cava durchbrochen wird. Stoppen Sie die Blutung an der Punktionsstelle durch leichte Kompression mit einem Wattestäbchen nach Demrückzug der Nadel (Abbildung 3A).
7. Schneiden Sie das Zwerchfell und führen Sie seitliche Thorakotomie auf beiden Seiten des Spenders.
8. Pin die mobilisierte ventrale Wand des Thorax auf den Operationstisch.
9. Entfernen Sie das Perikard und den Vagalnerv durch stumpfe Vorbereitung mit zwei Mikronadelhaltern.
10. Führen Sie die Transsektion von Bauchgefäßen durch, um den Spender zu exsanguinate nieren und das Herz zu entladen.
11. Setzen Sie den stumpfen Ast einer sondenspitzen Schere in die Transveren perikardialen Sinus ein und trennen Sie die aufsteigende Aorta und die Lungenarterie so distal wie möglich unter leichter kaudaler Zugkraft des Herzens mit einer benetzten Kompresse (Abbildung 3B).
12. Legen Sie eine einzelne 5-0 Ligatur um die überlegene und untere Vena cava und die Lungenvenen und straffen Sie sie so dorsal wie möglich (Abbildung 3C).
13. Trennen Sie das Gewebe dorsal an die Ligatur und extrahieren Sie das Herz (Abbildung 3D).
14. Durchdiesättdas exkolonnierte Herz mit einer 18 G Kanüle aus einem intravenösen Katheter durch die aufsteigende Aorta und die Lungenarterie mit 30 ml eiskalter Isoton-Salinelösung, ergänzt durch 1000 I.U. Heparin, und das Herz in ein 15 ml-Rohr legen, das mit Einer Salinelösung gefüllt ist, auf Eis(Abbildung 3E-F).

2. Herzimplantation

HINWEIS: Als Empfänger wurden 10-14 Wochen alte weibliche oder männliche Ratten verwendet. Spender und Empfänger waren ungefähr gewichtet.

1. Durchführen der Anästhesie der Empfängerratte auch mit Isofluran-Inhalation (Induktion bei 5% und Wartung bei 1,5-2% bei einem_O2-Fluss von 1 L/min). Injizieren Sie 5 mg Carprofen subkutan pro kg Körpergewicht für perioperative Analgesie und überprüfen Sie das Fehlen des Zehenpinch-Entzugsreflexes.
2. Tragen Sie Augenschmiermittel auf, entfernen Sie das Bauchfell, fixieren Sie die Gliedmaßen und sterilisieren Sie die Haut analog zum Spenderpräparat. Für ein optimales postoperatives Ergebnis führen Sie die Operation auf einer Heizmatte durch, um intraoperative Hypothermie zu verhindern.
3. Nach dem Längsschnitt der Haut, wenden Sie ein lokales Anästhetikum, wie Lidocain (0,2%), auf die Bauchfaszie. Öffnen Sie die Bauchhöhle durch mediane Laparotomie und setzen Sie Retraktoren ein.
4. Mobilisieren Sie den Darm auf der oberen linken Seite des Empfängers und legen Sie ihn in eine warme, nasse Kompresse.
5. Nach der Mobilisierung des Zwölffingerdarms bzw. des proximalen Jejunums mit dem chirurgischen Mikroskop (oder Vergrößerungsbrille) mit einer 5-7-fachen Vergrößerung setzen Sie die Bauchaorta und die minderwertige Vena cava durch stumpfe Vorbereitung mit Wattestäbchen aus. Trennen Sie die Bauchgefäße nicht.
6. Elevate die Bauchgefäße mit zwei Mikronadelhaltern, ohne die Lendenvenen zu verletzen und die Cooley Gefäßklemme zu positionieren (Abbildung 4A).
7. Punktieren Sie die Bauchgefäße mit einer 30-45° gewölbten 27 G Kanüle (Abbildung 4B).
8. Vergrößern Die Punktionsstelle mit der Potts-Schere, um einen Längsschnitt zu erzeugen, der der Größe des Lumens der Spendergefäße entspricht (Abbildung 4C-D) und die Empfängergefäße mit einer Salinelösung durchdringen, um Gerinnsel zu entfernen und postoperative Thrombose zu verhindern.
9. Legen Sie das Transplantat in den Situs und fixieren Sie die Spender-Aufsteigende Aorta durch zwei einfache unterbrochene Stiche (8-0) an die Empfänger-Bauch-Aorta. Monofilament nicht resorbierbare Naht) an der Schädel- und Kaudalecke des Längsschnitts (Abbildung 4E).
10. Anastomose die aufsteigende Aorta des Spenders mit der Bauchaorta des Empfängers durch eine laufende 8-0 Monofilament-Nähte in zwei Schritten: Legen Sie zuerst das Transplantat rechts von den Empfängergefäßen und führen Sie die erste Hälfte der Anastomose (Abbildung 4E). Anschließend das Transplantat links von den Empfängergefäßen platzieren und die zweite Hälfte der Anastomose durchführen (Abbildung 4F).
11. Fixieren Sie die Spender-Lungenarterie analog zur aortenförmigen Anastomose (8-0 Monofilament nicht resorbierbare Naht). Die erste Hälfte der venösen Anastomose von der intraluminalen Seite des Gefäßes entlüfern(Abbildung 4G-H).
12. Spülen Sie die Anastomosen mit Saline direkt vor dem Anziehen der Knoten, um periphere Embolie zu verhindern.
13. Legen Sie eine hämostatische Gaze um beide Anastomosen und lösen Sie vorsichtig die Cooley Gefäßklemme, damit die Reperfusion des Transplantats beginnen kann. Behandeln Sie Blutungen entlang der Anastomosen durch leichte Kompression mit sterilisierten Wattestäbchen.
    HINWEIS: Das Transplantat sollte nach etwa 60 s zu schlagen beginnen.
14. Ersetzen Sie den Darm in einer Mäander wie Mode. Stellen Sie sicher, dass es keine Malrotationen des mesenterischen Radix gibt, um Darmnekrose oder mechanische Obstruktion zu verhindern.
15. Schließen Sie die Bauchmuskeln/Faszien und die Haut separat mit kontinuierlichen 3-0 Polyfilament-Laufnähten.

3. Postoperative Pflege

1. Für postoperative Analgesie, geben Sie den Empfängern eine zusätzliche subkutane Injektion von 5 mg Carprofen pro kg Körpergewicht am ersten postoperativen Tag (POD). Zusätzlich 1 g Metamizol bis zum dritten POD zu 500 ml Trinkwasser hinzufügen.
2. Beginnen Sie mit der Überwachung der Herztransplantatfunktion durch tägliche Abdominalpalpation auf dem dritten POD.
   HINWEIS: Im Falle eines Transplantatversagens vor dem dritten POD sollte ein chirurgisches und kein immunologisches Versagen in Betracht gezogen werden. Dies hängt jedoch natürlich von der gewählten Stammkombination und dem jeweiligen immunologischen Modell ab (z.B. hyperakute Abstoßung nach vorheriger Immunisierung).
3. Nach der Transplantatabstoßung extrahieren Gewebe wie die abfließenden retroperitonealen Lymphknoten kranial der Anastomosen, der Milz, des Blutes, des Thymus und des Transplantats für weitere immunologische Analysen mittels Durchflusszytometrie oder Immunhistochemie.

4. Enzymatische Verdauung des Herzens und subkutane Injektion von Herzzellen im Ohr

1. Durchführung von Herzexplantation enund Perfusion analog zur heterotopischen Herztransplantation (siehe Schritt 1).
2. Das Herz in 3 mm x 3 mm Blöcken mit einem sterilen Skalpell oder einer sterilen Schere zerkleinern und 30 min bei 37 °C in Kulturmedium mit 0,5 mg/ml Kollagenase bebrüten.
   HINWEIS: Es ist wichtig, Kulturmedium zu verwenden, das Penicillin, Streptomycin und Glutamin ohne fetales Kalbsserum (FCS) enthält, zumal FCS die Kollagennaseverdauung hemmt.
3. Fügen Sie das verdaute Gewebe zu einem großporigen Sieb hinzu, während Sie das Kulturmedium entfernen und gründlich Hackfleisch machen, um eine Suspension lebenswichtiger Herzmuskelzellen, meist toter Einzelherzzellen und verbleibender Blutzellen, zu erhalten. Waschen Sie die Zellsuspension zweimal mit steriler isotonischer Salinelösung.
   HINWEIS: Zentrifugationseinstellungen: 10 min, 200 x g, 20 °C
4. Filtern Sie die Suspension mit einem 40-m-Zellsieb und sammeln Sie die lebenswichtigen Zellcongeries, indem Sie das Zellsieb mit 5-10 ml isotonischen Salinelösung spülen.
5. Nach der Zentrifugation die Herzmuskelzellen in einer in einer Konzentration von 5x10⁵ Zellen/ml gelösten Herzmuskellösung wieder aufsetzen und die Zelllösung in eine 1 ml Spritze ziehen.
6. Führen Sie eine Anästhesie analog zum für die Empfängernarkose beschriebenen Protokoll (siehe Schritt 2) für die heterotopische Herztransplantation durch.
7. Stellen Sie den Empfänger in eine seitliche Position und fixieren Sie das Ohr mit einem Finger mit doppelseitigem Klebeband (Abbildung 5A).
8. Injizieren Sie 20 l der Herzmuskelzelllösung (mit 1 x 10⁴ Zellen) über eine 27 G Kanüle s.c. in der Nähe der visuellen Kapillargefäße in das Ohr des Empfängers(Abbildung 5B).
9. Nach einer definierten Beobachtungsperiode (abhängig von der gewählten Dehnungskombination und der Stärke der Abstoßung) die entwässernden zervikalen Lymphknoten extrahieren und weitere Analysen wie Durchflusszytometrie oder Kokulturen durchführen (Abbildung 5C).
   HINWEIS: Darüber hinaus kann eine histologische Analyse der Pinna durchgeführt werden, um die Zellinfiltration zu bestimmen.

Ergebnisse

In der Vergangenheit wurden verschiedene immunologische Fragen auf der Grundlage des Modells behandelt, das in der Arbeitsgruppe von mehr als 500 Transplantationen mit einer Überlebensrate von mehr als 95%^{13,,18,19,20,21,22,23,24...}

Diskussion

Die zuvor beschriebene Methode der heterotopischen Herztransplantation bei Ratten basiert hauptsächlich auf der Beschreibung von Ono und Lindsey im Jahr 1969³. Seitdem wurden mehrere Modifikationen in verschiedenen Arten eingeführt, was zu einer großen Vielfalt dieses Modells führt. Durch die Kombination mehrerer dieser Modifikationen und die Einführung unserer eigenen Erfahrung, die sich aus über 30 Jahren heterotopischer Herztransplantationen im Labor ergibt, haben wir einen praktikablen c...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Anesthesia device (including isoflurane vaporizer)	Summit Anesthesia Solutions	No Catalog Number available
Cannula (27 G)	BD Microlance	302200
Carprofen	Pfizer	Rimadyl 50 mg/mL
Cellstar Tubes (15 mL)	GreinerBioOne	188271
Cell strainer (40 µm)	BD Falcon	2271680
Collagenase Type CLSII	Biochrome	C2-22
Compresses 5x5 cm	Fuhrmann	31501
Compresses 7.5x7.5 cm	Fuhrmann	31505
Cotton swabs	Heinz Herenz Medizinalbedarf	1032128
Dexpathenol (5 %)	Bayer	"Bepanthen"
DPBS BioWhittaker	Lonza	17-512F
Forceps	B. Braun	Aesculap BD557R
Forceps	B. Braun	Aesculap BD313R
Forceps	B. Braun	Aesculap BD35
Heating mat	Gaymar Industries	"T/Pump"
Hemostatic gauze	Ethicon	Tabotamp
Heparin-Natrium 25 000 I.E.	Ratiopharm	No Catalog Number available
Isofluran CP	CP-Pharma	No Catalog Number available
Large-pored sieve (stainless steel)	Forschungswerkstätten Hannover Medical School	No Catalog Number available
Lidocaine	Astra Zeneca	2 % Xylocain
Metamizol-Natrium	Ratiopharma	Novaminsulfon 500 mg/mL
Micro forceps	B. Braun	Aesculap BD3361
Micro needle holder	Codman, Johnson & Johnson Medical	Codmann 80-2003
Micro needle holder	B. Braun	Aesculap BD336R
Micro needle holder	B. Braun	Aesculap FD241R
Micro scissors	B. Braun	Aesculap FD101R
Micro scissors	B. Braun	Aesculap FM471R
Needle holder	B. Braun	Aesculap BM221R
Penicillin/Streptomycin/Glutamine (100x)	PAA	P11-010
Peripheral venous catheter (18 G)	B. Braun	4268334B
Peripheral venous catheter (22 G)	B. Braun	4268091B
Probe pointed scissors	B. Braun	Aesculap BC030R
Retractors	Forschungswerkstätten Hannover Medical School	No Catalog Number available
RPMI culture medium	Lonza	BE12-702F
Saline solution (NaCl 0.9 %)	Baxter	No Catalog Number available
Scissors	B. Braun	Aesculap BC414
Surgical microscope	Carl-Zeiss	OPMI-MDM
Sutures (anastomoses)	Catgut	Mariderm 8-0 monofil
Sutures (ligature)	Resorba	Silk 5-0 polyfil
Sutures (skin, fascia)	Ethicon	Mersilene 3-0
Syringe (1 mL)	B. Braun	9166017V
Syringe (10 mL)	B. Braun	4606108V
Syringe (20 mL)	B. Braun	4606205V
Vascular clamp	B. Braun	Aesculap FB708R