Eine Pipeline mit bilateraler Utero-Elektroporation zur Vernehmung genetischer Einflüsse auf das Nagetierverhalten

Zusammenfassung

Die Rolle der kürzlich entdeckten krankheitsassoziierten Gene bei der Pathogenese neuropsychiatrischer Störungen bleibt unklar. Eine modifizierte bilaterale in utero Elektroporation Technik ermöglicht den Gentransfer in großen Populationen von Neuronen und Untersuchung der ursächlichen Auswirkungen von Genexpressionsänderungen auf das Sozialverhalten.

Zusammenfassung

Da genomweite Assoziationsstudien die heterogenen genetischen Grundlagen vieler neurologischer Erkrankungen beleuchten, steigt die Notwendigkeit, den Beitrag bestimmter Gene zur Entwicklung und Funktion des Gehirns zu untersuchen. Sich auf Mausmodelle zu verlassen, um die Rolle spezifischer genetischer Manipulationen zu untersuchen, ist nicht immer möglich, da transgene Mauslinien recht teuer sind und viele neuartige krankheitsassoziierte Gene noch keine kommerziell verfügbaren genetischen Linien haben. Darüber hinaus kann es Jahre der Entwicklung und Validierung dauern, um eine Mauslinie zu erstellen. In der Gebärmutter bietet die Elektroporation eine relativ schnelle und einfache Methode, die Genexpression in einer zelltypspezifischen Weise in vivo zu manipulieren, die nur die Entwicklung eines DNA-Plasmids erfordert, um eine bestimmte genetische Manipulation zu erreichen. Bilateral ein utero Elektroporation kann verwendet werden, um große Populationen von frontalen Kortex pyramidalen Neuronen zu zielen. Die Kombination dieser Gentransfermethode mit Verhaltensansätzen ermöglicht es, die Auswirkungen genetischer Manipulationen auf die Funktion präfrontaler Kortexnetzwerke und das soziale Verhalten von jugendlichen und erwachsenen Mäusen zu untersuchen.

Einleitung

Genomweite Assoziationsstudien (GWAS) haben die Entdeckung neuartiger Kandidatengene vorangetrieben, die mit Hirnpathologien^verbundensind 1^,2,3,4. Diese Studien waren besonders nützlich beim Verständnis verheerender neuropsychiatrischer Störungen wie Schizophrenie (SCZ), wo die Untersuchung neuartiger Gene als Ausgangspunkt für neue Forschungslinien und therapeutische^{Interventionen}diente 5^,6. Gene, die ein Risiko für SCZ bergen, zeigen eine voreingenommene Expression im präfrontalen Kortex (PFC) während der pränatalen und frühen postnatalen Entwicklung, einer Region, die in die Pathologie mehrerer neuropsychiatrischer Erkrankungen verwickelt ist⁷. Zusätzlich weisen Mausmodelle psychiatrischer Störungen eine abnormale Aktivität in PFC-Netzwerken^6,8,^9auf. Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass SZC-assoziierte Gene eine Rolle bei der Entwicklungsverdrahtung dieser Region spielen könnten. Weitere Untersuchungen mit Tiermodellen sind erforderlich, um den Beitrag dieser Kandidatengene zur Etablierung von Verbindungen im PFC zu verstehen und festzustellen, ob diese Gene eine ursächliche Rolle bei der Pathogenese neuropsychiatrischer Störungen spielen. Genetische Manipulationstechniken bei Mäusen, die die Untersuchung von Genexpressionsänderungen an bestimmten neuronalen Schaltkreisen während der pränatalen und frühen postnatalen Entwicklung ermöglichen, sind eine vielversprechende Methode, um die molekularen Mechanismen zu verstehen, die Genexpressionsänderungen mit PFC-Dysfunktion verknüpfen.

Genetische Mauslinien bieten eine Methode, um die Auswirkungen bestimmter Gene auf die Entwicklung und Funktion des Gehirns zu untersuchen. Die Abhängigkeit von transgenen Mäusen kann jedoch einschränkend sein, da es nicht immer kommerziell verfügbare Linien gibt, um die Auswirkungen bestimmter Gene auf die Entwicklung neuronaler Schaltkreise zu untersuchen. Darüber hinaus kann es extrem teuer und zeitaufwändig sein, benutzerdefinierte Mauslinien zu entwickeln. Die Verwendung von intersektionalen genetischen Manipulationsstrategien, die transgene Mäuse mit viralen Ansätzen kombinieren, hat das Verständnis des Gehirns revolutioniert^10,11,12. Trotz vieler Fortschritte haben virale Strategien je nach viralem Vektortyp gewisse Einschränkungen, einschließlich Beschränkungen der Verpackungskapazität, die die virale Expression¹³ einschränken können, und die Zelltoxizität im Zusammenhang mit der viralen Expression¹⁴. Darüber hinaus erfordert eine robuste Genexpression mit Adeno-assoziierten Viren (AAVs) unter den meisten experimentellen Bedingungen etwa 2 bis 4 Wochen¹⁵, was routinemäßige virale Strategien unmöglich macht, um Gene während der frühen postnatalen Entwicklung zu manipulieren.

In der Utero-Elektroporation (IUE) ist ein alternativer Ansatz, der einen schnellen und kostengünstigen Gentransfer^16,17 ermöglicht, der in Verbindung mit fluoreszierender Etikettierung und pharmakogenetischen oder optogenetischen Ansätzen eine leistungsstarke Plattform bietet, um die Funktion neuronaler Schaltkreise zu sezieren. Darüber hinaus können mit der Entwicklung von CRISPR-Cas9 Genom-Editing-Genen überexprimiert oder präzise verändert werden, indem zelltypspezifische Knock-down oder Knock-out von bestimmten Genen oder durch die Modulation der Promotoren^18,19. Genmanipulationsansätze mit IUE sind besonders vorteilhaft, wenn die Wirkung von Genen auf neuronale Schaltkreise während schmaler Entwicklungsfenster getestet werden muss²⁰. IUE ist eine vielseitige Technik und Überexpression kann leicht erreicht werden, indem ein Gen in einen Expressionsvektor unter einem bestimmten Promotor eingefügt wird. Eine zusätzliche Kontrolle der Genexpression kann erreicht werden, indem die Expression mit Promotoren unterschiedlicher Stärken angetrieben wird oder induzierbare Promotoren verwendet werden, die in der Lage sind, die Genexpression zeitlich zu kontrollieren^21,22. Darüber hinaus ermöglicht IUE die Ausrichtung von Zellen innerhalb bestimmter kortikaler Schichten, Zelltypen und Hirnregionen, was nicht immer mit anderen Ansätzen möglich ist^5,17. Jüngste Fortschritte in der IUE-Konfiguration auf der Grundlage der Verwendung von drei Elektroden, die eine effizientere Verteilung des elektrischen Feldes erzeugen, haben das funktionelle Repertoire dieser Methode erweitert und es Wissenschaftlern ermöglicht, neue Zelltypen anzusprechen und die Effizienz, Genauigkeit und Anzahl der Zellen zu erhöhen, die zielgerichtet sein können^23,24. Diese Technik wurde vor kurzem verwendet, um die ursächliche Rolle der Komplementkomponente 4A (C4A), ein Gen, das mit SCZ verbunden ist, in der PFC-Funktion und frühen Kognition zu bestimmen⁵.

Präsentiert wird hier eine experimentelle Pipeline, die Gentransferansätze kombiniert, um große Populationen von exzitatorischen Neuronen im frontalen Kortex, einschließlich der PFC, mit Verhaltensparadigmen zu erreichen, die nicht nur die Untersuchung von Zell- und Schaltkreis-Änderungen ermöglichen, sondern auch die Überwachung des Verhaltens während der frühen postnatalen Entwicklung und des Erwachsenenalters ermöglicht. Zuerst beschrieben ist eine Methode, um große Populationen von Schicht (L) 2/3 pyramidalen Neuronen in frontalen kortikalen Regionen bilateral zu transfekieren. Als nächstes werden Aufgaben zur Assay-Sozialverhalten bei jugendlichen und erwachsenen Mäusen skizziert. Zellzählungen können nach Abschluss von Verhaltensaufgaben ermittelt werden, um das Ausmaß und die Position der Zelltransfektion zu quantifizieren. Darüber hinaus kann die Anzahl der transfizierten Zellen mit Verhaltensdaten korreliert werden, um festzustellen, ob eine größere Anzahl transfizierter Zellen zu größeren Verhaltensstörungen führt.

Protokoll

Alle experimentellen Protokolle wurden gemäß den Richtlinien der National Institutes of Health (NIH) für die Tierforschung durchgeführt und vom Boston University Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) genehmigt.

1. DNA-Lösungsvorbereitung

1. Kaufen Sie ein kommerzielles Plasmid oder subklonieren Sie ein Gen von Interesse in Plasmid mit gewünschtem Promotor. Hierbei wurde ein Plasmid verwendet, das EGFP unter dem CAG-Promotor (pCAG-EGFP) enthält.
   HINWEIS: Bestimmen Sie den gewünschten Promotor basierend auf der erforderlichen Ausdrucksebene. Im Allgemeinen können Plasmide unter dem CAG-Promotor verwendet werden, um hohe Konzentrationen des Transgens zu erreichen, während zelltypspezifische Promotoren (z. B. Synapsin für Neuronen) tendenziell weniger aktiv sind. Der Experimentator sollte empirisch die geeigneten Expressionsniveaus für jedes Plasmid bestimmen.
2. Transformieren Sie Bakterien und wachsen Bestände in bakteriellen Medien mit dem entsprechenden Antibiotikum.
   1. Entfernen Sie kompetente Zellen (DH5-Zellen) von -80 °C und tauen Sie 20 min auf Eis.
   2. Mischen Sie 100 pg -100 ng der Plasmid-DNA mit 30 l kompetenten Zellen. Inkubieren Sie die Mischung auf Eis für 20 min.
   3. Führen Sie einen Hitzeschock durch Inkubieren in einem 42 °C-Wasserbad für 45 s und dann die Röhre zurück auf Eis für 2 min.
   4. Fügen Sie den transformierten, kompetenten Zellen 200 - 1.000 L LB-Medien hinzu und wachsen Sie 45 min bei 37 °C auf einem Schüttelinkubator.
   5. Platte 200 l der umgewandelten Zellen in eine LB-Agarplatte, die das entsprechende Antibiotikum enthält, und bebrütet die Platte über Nacht bei 37 °C.
   6. Am nächsten Tag eine Bakterienkolonie in 200 ml LB-Brühe mit dem entsprechenden Antibiotikum bei 37 °C auf einem Schüttelinkubator über Nacht bebrüten.
3. Reinigen Sie die Plasmid-DNA mit einem Maxiprep-Kit.
   1. Befolgen Sie die Anweisungen im erhaltenen maxiprep Kit. Für Elutionsschritt, nicht elute DNA in den Elutionspuffer. Stattdessen wird die DNA entweder mit 200 l sterilem 1x PBS oder molekularem Wasser verwendet.
   2. Stellen Sie sicher, dass die Endkonzentration der DNA größer als 1 g/l ist. Wenn das Plasmid, das das betreffende Gen enthält, kein Reportergen enthält, bereiten Sie auch ein Plasmid vor, um mit einem Reportermolekül, wie grünem Fluoreszenzprotein (GFP), mitzutranssektieren, um die Visualisierung transfizierter Zellen zu ermöglichen.
4. Bereiten Sie die DNA-Lösung für die Operation vor, indem Sie die Plasmid-DNA in 1x PBS auf 1 g/l Endkonzentration jedes Plasmids verdünnen. Fügen Sie der DNA-Lösung einen schnellen grünen Farbstoff zu einer Endkonzentration von 0,1% hinzu. Für bilaterale Injektionen 60 l Lösung pro Damm (für ca. 10 Welpen) vorbereiten.
   HINWEIS: Wenn Plasmid kein Reportergen enthält, ko-elektroporate mit GFP. Die Co-Elektroporationsraten liegen in der Regel bei 95 % oder höher. In unseren Händen wurde die Transfektionseffizienz durch die Kotransfektion nicht beeinträchtigt. Alle elektroporated Plasmide sollten auf 1 g/l verdünnt werden.

2. Bestellung oder Zucht von zeitschwangeren Mäusen

1. Wenn Sie zeitschwangere Mäuse bestellen, bestellen Sie Mäuse, am embryonalen Tag (E) 13 oder früher anzukommen, damit die Muttertiere genügend Zeit haben, sich an tierisch zu akklimatisieren.  In diesem Protokoll werden CD-1-Auszuchtmäuse für alle Experimente verwendet.
   HINWEIS: Die Bestellung ein paar Tage im Voraus wird den Stress der Tiere reduzieren und zu einer höheren Überlebensrate der Welpen führen.
2. Wenn Sie zeitschwangere Mäuse züchten, paaren Sie weibliche Mäuse über Nacht, einmal pro Woche, mit einem Männchen. Überprüfen Sie, ob am nächsten Morgen (E0.5) ein Vaginalstecker vorliegt. Bestimmen Sie die Schwangerschaft, indem Sie das Gewicht der weiblichen Mäuse überwachen.
   HINWEIS: Verschiedene Mausstämme haben unterschiedliche Gewichtszuwächse während der Schwangerschaft, so bestimmen typische Gewichtszunahme für die Maus Stamm verwendet.
3. Ob Bestellung oder Zucht der Mäuse, um Stress der Dämme zu reduzieren, legen Sie ein Nistpad und Maushaus in den Käfig. Die Reduzierung von Stress kann dazu beitragen, die Überlebensrate der Welpen zu erhöhen.

3. Design und Montage von drei ZinkenElektrode

1. Verwenden Sie Titanbleche der Sorte 2 mit einer Dicke von 0,063 in als Lagermaterial für Elektrodenkontakte.
2. Mit Standard-Bearbeitungstechniken oder Präzisionshandwerkzeugen, elektroden mit den folgenden Abmessungen: 20 mm x 5 mm mit einer abgerundeten Spitze und gerillten Rücken. Entfernen Sie alle rauen Kanten oder Grate mit feinem Sandpapier.
3. Um die Elektrodenkontakte zu verdrahten, wickeln Sie 22 G litzenden Kupferdraht um die Nuten der Elektrode und sichern Sie durch Löten. Schützen Sie dieses Gelenk mit Schrumpfschläuchen.
4. Befestigen Sie dann die angeschlossene Elektrode an autoklavierbaren, nicht-leitenden Zangen mit einem zusätzlichen Schrumpfschlauch, um die beiden negativen Elektroden herzustellen. Befestigen Sie die einzelne positive Elektrode an einem autoklavierbaren, nichtleitenden Material (z. B. einem Zahnbürstengriff mit abgesägtem Kopf). Passen Sie das offene Ende des Drahtes mit einem Standard-Bananenstecker an.

4. Vorbereitung auf die Operation

1. Bringen Sie schwangere Muttertiere mindestens 30 min vor der Operation in den Operationsbereich, um die Reduzierung des Stressniveaus nach dem Transport aus der Tiereinrichtung zu ermöglichen.
2. Sterilisieren Sie die gesamte Operationsstelle mit sterilisierenden keimtötenden Tüchern und dann 70% Ethanol. Handschuhe wechseln, bevor Sie mit der Operation beginnen.
3. Sterilisieren Sie autoklavierte Werkzeuge in einem Glasperlensterilisator.
4. Sterile 1x PBS (ca. 50 ml pro Damm) auf 50 ml konische Rohre übertragen und in einem Rohrträger in das auf 38-40 °C erhitzte Wasserbad legen. Überprüfen Sie die sterile Saline-Temperatur mit einem Thermometer.
5. Schalten Sie die Wasserwärmeumwälzpumpe so ein, dass sie vor Beginn der Operation auf 37 °C erwärmt wird. Dadurch wird die Körpertemperatur der Maus für die Dauer der Operation beibehalten.
6. Schalten Sie den Druckinjektor und Elektroporator ein und sorgen Sie für die ordnungsgemäße Funktion vor der Operation.
7. Drehen Sie die Plasmid-DNA-Lösung (in Schritt 1.4 erhalten) kurz auf einer Tischzentrifuge und legen Sie sie auf Eis.
8. Ziehen Sie Glaspipetten auf einen Pipettenzieher, so dass die Spitze der gezogenen Glaspipette einen Durchmesser von ca. 50 m hat.
9. Füllen Sie die Pipette mit einer DNA-Lösung von 20-40 l (in Schritt 1.4 erhalten).
10. Richten Sie alle notwendigen Gegenstände für die Chirurgie einschließlich Haarentfernung Lotion, Jod, 70% Ethanol, Baumwoll-Swaps, Augensalbe, Nähte, Gaze, etc.
11. Bereiten Sie ein Operationsblatt vor und füllen Sie die notwendigen Informationen aus, wie Z. B. Maus-ID und Gewicht, Datum der Operation, Name des Chirurgen usw.

5. In der Utero-Elektroporationschirurgie

1. Wiegen Sie die Maus vor der Operation und notieren Sie dies auf dem Operationsblatt.
2. Anästhetisieren Sie eine trächtige Maus (E16) durch Einatmen in einer Induktionskammer mit 4% (v/v) Sauerstoff-Isofluran-Gemisch. Sobald die Maus induziert wurde, bewegen Sie sich zu einer Maskeninhalation und halten Sie Isofluran bei 1-1,5% (v/v) und überwachen Sie die Atmung während der gesamten Operation. Überprüfen Sie, ob die Maus vollständig beästhebt ist, sollte die Atemrate 55-65 Atemzüge pro Min. betragen.
3. Präoperative Analgetika verabreichen: Buprenorphin (3,25 mg/kg; SC) und Meloxicam (1–5 mg/kg; SC) bei einem maximalen Volumen von 10-30 ml/kg.
4. Verwenden Sie Haarentfernungscreme oder verwenden Sie vorsichtig ein Rasiermesser, um das Fell aus dem Bauch zu entfernen. Sterilisieren Sie den Bauch durch Abstrichen mit Povidon-Jod und 70% Ethanol und wiederholen Sie dies mindestens 3 Mal. Erstellen Sie ein steriles Feld um den Bauch mit einer sterilen Gaze, sterile Drapieren kann auch verwendet werden.
5. Machen Sie einen Mittellinienschnitt (3-4 cm) in der Bauchhaut, sicher, die Haut mit Zangen zu heben, um zu vermeiden, durch den Muskel zu schneiden. Dann durch den Muskel schneiden, wieder darauf achten, den Muskel zu heben, um zu vermeiden, wichtige Organe zu schneiden.
6. Ziehen Sie die Uterushörner vorsichtig mit Ringzangen aus dem Damm und legen Sie sie sanft auf das sterile Feld, um sicherzustellen, dass das Gebärmutterhorn mit Polsterung gestützt wird und nicht zu weit vom Damm entfernt ist. Von diesem Punkt an halten Sie das Gebärmutterhorn während des Rests der Operation mit dem vorgewärmten sterilen 1x PBS befeuchtet.
7. Positionieren Sie einen Embryo mit Zangen oder Fingern. Legen Sie die gezogene Glaspipette vorsichtig in einem 45-Grad-Winkel in Bezug auf die horizontale Ebene des Kopfes ein und werden in den seitlichen Ventrikel eingeführt, der visuell zwischen der Mittellinie des Gehirns und des Auges identifiziert werden kann. Injizieren Sie etwa 2-3 l in jeden seitlichen Ventrikel, indem Sie entweder die Pipette in eine und dann in die andere Herzkammer (empfohlen) oder indem Sie die DNA-Lösung in einen Ventrikel injizieren, bis sie in beide seitlichen Ventrikel gelangt. Der Ventrikel wurde erfolgreich gezielt, wenn nach der Injektion eine Halbmondform vorhanden ist.
   HINWEIS: Die Spitze der Glaspipette könnte während der Operation brechen. Wenn dies geschieht, ersetzen Sie die Glaspipette, um sicherzustellen, dass die Uterushörner befeuchtet gehalten werden, während eine neue Pipette vorbereitet und mit der DNA-Lösung gefüllt wird.
8. Um Zellen bilateral im frontalen Kortex zu transfekten, positionieren Sie die beiden negativen Elektroden an den Seiten des Embryos kopf nur seitlich und leicht kaudal zu den seitlichen Ventrikeln und positionieren Sie die positive Elektrode zwischen den Augen, direkt vor der sich entwickelnden Schnarbe.
9. Stellen Sie sicher, dass der Embryo großzügig befeuchtet ist. Wenden Sie vier quadratische Impulse an (Pulsdauer = 50 ms Dauer, Pulsamplitude = 36 V, Interpulsintervall = 500 ms).
10. Injizieren und elektroporate alle Embryonen, gehen nacheinander, so dass jeder Embryo sofort nach der INJEKTION der DNA-Lösung elektroporating wird. Sobald alle Embryonen elektropoiert sind, setzen Sie die Uterushörner vorsichtig wieder in die Bauchhöhle ein. Während dieses Schritts, beschichten Sie die Bauchhöhle in sterilen PBS (1x) zur Unterstützung der Uterushornplatzierung.
11. Füllen Sie die Bauchhöhle mit sterilen 1x PBS, so dass keine Lufttaschen übrig bleiben, nachdem die Naht abgeschlossen ist. Besinnen Sie den Muskel mit resorbierbaren Nähten und die Haut mit Seide nicht resorbierbaren Nähten.
12. Lassen Sie den Damm in einer beheizten Kammer für mindestens 1 h vollständig erholen. In den nächsten 48 h, überprüfen Sie die Dämme regelmäßig. Wenn sich der Damm von der Anästhesie erholt und das Bewusstsein wiedererlangt, beginnt er sich zu bewegen und zu flüstern.
13. Verabreichen Sie postoperative Analgetika, wenn Dämme Anzeichen von Schmerzen zeigen, wie z. B. ihren Körper aufzurichten und schnell zu atmen. Nur verabreichen, wenn es Anzeichen von Schmerzen gibt, da SC-Injektionen die Dämme belasten könnten, aber wenn sie der experimentellen Gruppe verabreicht wird, wird auch an die Kontrollgruppe verabreicht, oder umgekehrt.

6. Frühes Sozialverhalten in einer mütterlichen Interaktionsaufgabe

HINWEIS: Dieses Protokoll wurde an frühere Veröffentlichungen^5,25angepasst. Führen Sie diese Aufgabe aus, nachdem Mäuse vom postnatalen Tag (P) 18-21 geboren wurden.

1. Mütterliches Homing-Verhalten in der aufgabe der mütterlichen Interaktion I (MI1).
   1. Stellen Sie sicher, dass die Käfigbetten in der Woche vor der Aufgabe nicht geändert werden.
   2. Erhalten oder bauen Sie eine offene Feld (OF) Arena, die leicht gereinigt werden kann (Acryl wird empfohlen) mit den folgenden Abmessungen: 50 x 50 x 30 cm (Länge-Breite-Höhe). Die Lichtverhältnisse während der Leistung von Verhaltensweisen können je nach experimenteller Frage variieren und können das Niveau von Erregungs- und Angstverhalten beeinflussen. Zeichnen Sie Verhaltensexperimente unter einem dim Licht (ca. 20 Lux) auf, das über der Mitte der Arena positioniert ist.
   3. Akklimatisieren Sie den Damm zwei Tage vor dem Verhaltenstest an die Arena, indem Sie ihn für fünf Min. pro Tag unter einen Mesh-Drahtbecher (z. B. einen Bleistiftbecher) in einer Ecke der Arena stellen.
   4. Am Testtag, der von P18-21 sein kann, bevor Mäuse entwöhnt wurden, reinigen Sie die Arena gründlich mit Desasienwipes und 70% Ethanol.
   5. Richten Sie die Arena mit zwei gegenüberliegenden Ecken ein, die beide saubere Bettwäsche enthalten, und eine Ecke mit verschmutzter Nestbettwäsche aus dem Hauskäfig des Welpen.
   6. Erlauben Sie jedem Welpen, die Arena für 3 min zu erkunden, indem sie jeden Welpen in der neutralen, leeren Ecke am Anfang platzieren.
      HINWEIS: Zeichnen Sie das Verhalten mit einer Videokamera mit 30 fps auf. Reinigen Sie die Arena zwischen jedem Welpen gründlich und ersetzen Sie die frische Bettwäsche. Alternativ welche Ecke die frische versus Nest-Bettwäsche als Steuerung ist, um Auswelchen Oder aus anderen Gründen (z. B. Umgebungsgeräusche oder Licht) die Kurvenpräferenz zu vermeiden. Wenn Sie mehrere Würfe über das P18-21-Entwicklungsfenster ausführen, führen Sie Verhaltensexperimente gleichzeitig zwischen den Tagen durch. Stellen Sie außerdem sicher, dass Kontroll- und Versuchsgruppen an einem bestimmten Tag parallel ausgeführt werden.
2. Mütterliche soziale Interaktion in der aufgabe der mütterlichen Interaktion II (MI2)
   1. Führen Sie diese Aufgabe unmittelbar nach der MI1-Aufgabe aus.
   2. Richten Sie die Arena so ein, dass eine Ecke einen leeren Drahtgitterbecher und die gegnerische Ecke den Damm unter einem Maschendrahtbecher enthält. Wenn Mäuse in der Lage sind, den Becher zu bewegen, wiegen Sie den Becher mit einem Gewicht, das an die Oberseite des Bechers geklebt werden kann, um Bewegung zu verhindern. Legen Sie verschmutzte Nestbetten aus dem heimischen Käfig in eine andere Ecke.
   3. Führen Sie den MI2-Task aus. Platzieren Sie den Welpen in der leeren Ecke und zeichnen Sie das Verhalten für fünf Min bei 30 fps auf, sodass der Pup erkunden kann. Führen Sie jeden Welpen separat und reinigen Sie gründlich die gesamte Arena und Draht-Mesh-Becher zwischen jedem Welpen.

7. Assaying Erwachsenen Soziales Verhalten Aufgabe

1. Führen Sie das soziale Verhalten von Erwachsenen bei denselben Mäusen aus, die in der MI1- und MI2-Aufgabe ausgeführt wurden, sobald sie erwachsen sind (P60-P70 oder älter). Die hier gesammelten Daten wurden in einer separaten Kohorte durchgeführt.
2. Behandeln Sie die erwachsenen Mäuse für 3 aufeinander folgende Tage, um die Gewöhnung an den Experimentator zu ermöglichen. Stellen Sie sicher, dass nur Experimentatoren, die mit den Mäusen vertraut gemacht wurden, Verhaltensexperimente durchführen, idealerweise alle Aufgaben von derselben Person ausführen.
3. Habituate Mäuse in die OF-Arena für 3 Tage für 5 min jeden Tag.
4. Assay-Verhalten in einer neuartigen Objekterkennungsaufgabe zur Messung der allgemeinen Fortbewegung und des Interesses an einem neuen Objekt. Dies wird eine sinnvollere Interpretation des sozialverhaltens ermöglichen, wenn Mäuse ein spezifisches Defizit in sozialen Interaktionen haben.
   1. Platzieren Sie Mäuse in der Arena für 5 min mit einem neuartigen Objekt (kleines Plastikspielzeug mit glatten, reinigenden Oberflächen) in einer Ecke der Arena. Reinigen Sie die Arena zwischen Mäusen gründlich mit 70% Ethanol.
   2. Zur neuartigen Objekterkennung das zuvor exponierte "Romanobjekt", das jetzt bekannt ist, in eine Ecke stellen und ein neues Romanobjekt in die gegenüberliegende Ecke stellen. Wechseln Sie für alle Aufgaben die Ecken zwischen den Versuchen als Steuerelement.
   3. Für neuartige soziale Interaktion, stellen Sie sicher, dass die neuartigen Mäuse sind Alter, Stamm und Geschlechtsanpassung und werden an die Mesh-Draht-Tasse für 2 aufeinander folgende Tage für 5 min jeden Tag akklimatisiert. Legen Sie für jede Prüfung eine neuartige Maus unter einen Maschendrahtbecher und platzieren Sie in der gegenüberliegenden Ecke einen leeren Maschendrahtbecher. Lassen Sie die Mäuse die Arena für 5 min erkunden, während Sie das Verhalten aufzeichnen. Reinigen Sie die Arena und Mesh-Drahtbecher gründlich zwischen jedem Versuch.

8. Analysieren von Verhaltensdaten

1. Verwenden Sie DeepLabCut (https://github.com/AlexEMG/DeepLabCut), um grundlegende Körperteileverfolgung durchzuführen). Ausführliche Hinweise zur Installation und Verwendung von DeepLabCut finden Sie auf der GitHub-Seite. Ebenfalls verfügbar ist eine benutzerdefinierte Python-basierte Bibliothek 'dlc_utils' (https://github.com/balajisriram/dlc_utils) für die weitere Analyse der Daten nach Abschluss der grundlegenden Körperteileverfolgung. Weitere Informationen zur Verwendung dieser Bibliothek finden Sie auf der GitHub-Seite.
   1. Installieren Sie DeepLabCut mit dem anaconda-Installationsprozess. Installieren Sie eine GUI-fähige CPU-only-Version von DeepLabCut sowie die GPU-fähige Version zum Trainieren des Netzwerks.
   2. Folgen Sie den Anweisungen im untenstehenden Link, um ein Projekt zum Nachverfolgen von Körperteilen zu erstellen. Wählen Sie breifly eine Stichprobe von Frames aus Ihrem Datensatz aus und markieren Sie die relevanten Körperteile in diesen gesampelten Frames manuell. Trainieren Sie das DeepLabCut-Netzwerk, um die Körperteile vorherzusagen und sicherzustellen, dass das trainierte Netzwerk angemessen funktioniert.
      https://github.com/AlexEMG/DeepLabCut/blob/master/examples/Demo_yourowndata.ipynb
   3. Zum Zwecke der Verfolgung der Körperposition und der Identifizierung einfacher Wechselwirkungen in einem offenen Feld, identifizieren Sie den Schwerpunkt des Tieres, den Kopf (operativ definiert als Mittelpunkt zwischen den Ohren), die linken und rechten Ohren sowie die Schnis und die Basis des Schwanzes. Mehrere Körperteile nachverfolgt zu haben, ermöglicht die entsprechende Substitution, wenn einige Körperteile aufgrund von Okklusion im Rahmen fehlen.
   4. Verfolgen Sie neben tierischen Körperteilen eine Vielzahl von Punkten, die mit der Umwelt zusammenhängen: z. B. die Ränder von Verhaltensboxen. Diese ermöglichen eine wiederholbare Abschätzung solcher Punkte über mehrere Sitzungen hinweg - auch wenn sich die Position des Verhaltens-Setups zwischen den Sitzungen leicht ändert.
   5. Achten Sie nach dem Nachverfolgen der Körperteile aus den Verhaltensdaten darauf, die vorhergesagten Körperteilpositionen basierend auf der Mitbeschaffenden für die Vorhersage auf jedem Frame des Videos zu filtern. Niedrige Konfidenzprognosen sind in der Regel mit verschlossenen Körperteilen verbunden. Ersetzen Sie für solche Vorhersagen ein bestimmtes Körperteil durch ein anderes (falls eine solche Substitution angemessen ist) oder verwenden Sie die Positionen anderer Körperteile, um vorherzusagen, wo sich der relevante Körperteil wahrscheinlich befindet. Bei den meisten Anwendungen im offenen Feld ist der Schwerpunkt des Körpers der Nagetiere selten verdeckt und kann mit hoher Genauigkeit und Präzision vorhergesagt werden.
   6. Verwenden Sie die vorhergesagte Position des Schwerpunkts sowie die Position der verfolgten Punkte in der Umgebung, um eine Reihe von Merkmalen des Verhaltens des Tieres zu schätzen. In den offenen Felddaten kann z. B. die Zeitableitung der Position verwendet werden, um die Geschwindigkeit des Tieres zu berechnen.
2. Um Verzerrungen zu vermeiden, führen Sie alle Experimente nach Möglichkeit "blind" in Bezug auf die experimentelle Gruppe durch, insbesondere wenn es ein subjektives Element bei der Bewertung der Ergebnisse gibt. Test auf die Auswirkungen von Geschlechtsunterschieden auf die wichtigsten experimentellen Ergebnisse durch die Bündelung von Daten in männliche und weibliche Gruppen. Alle statistischen Tests sind darauf ausgelegt, eine gleiche Anzahl von Tieren zwischen Gruppen zu testen.

9. Post-hoc-Zellzählung zur Charakterisierung des Ausmaßes der Zelltransfektion

1. Bestimmen Sie die Anzahl der zellen, die pro Maus transfiziert werden, da nicht alle Mäuse eine erfolgreiche Transfektion haben und es Unterschiede in der Anzahl der transfizierten Zellen geben wird. Eine Methode, um dies zu erreichen, besteht darin, die Anzahl der transfizierten Neuronen in abwechselnden koronalen Abschnitten zu zählen, gefolgt von einer Interpolation, um die Gesamtzahl der transfizierten Zellen zu schätzen. Dazu jeden anderen koronalen Abschnitt (50 m) abbilden und zählen.
   1. Verwenden Sie transkardiale Perfusionen mit 4% PFA, um Gewebe zu fixieren und dann das Gehirn zu sezieren. Nach Kryoschutz, Abschnitt das Gehirn in koronalen Abschnitten bei 50 m.
   2. Für den frontalen Kortex die Zellen innerhalb von +2,75 und + 1,35 mm von Bregma zählen. Diese Koordinaten enthalten frontalkortikale Bereiche und einen Teil des somatosensorischen Kortex (S1).  Mit dieser Methode gab es keine beobachteten transfizierten Zellen in kaudalen kortikalen Regionen oder subkortikalen Bereichen.
   3. Achten Sie darauf, die linke von der rechten Hemisphäre zu bezeichnen, z. B. eine Halbkugel mit einem Nadelloch während des Schnitts zu markieren, und zellen bilateral zu zählen. Verwenden Sie eine automatisierte Zellzählsoftware oder zählen Sie Zellen manuell, um das Vorhandensein eines Zellkörpers mithilfe von DAPI zu bestätigen.
2. Sobald die Zellenanzahl ermittelt wurde, legen Sie einen Schwellenwert für die Aufnahme fest. Zum Beispiel beziehen Sie nur Mäuse ein, die bilateral in die Analyse einbeziehen. Für weitere Analysen korrelieren Sie die Anzahl der zellen, die mit Verhaltensreaktionen transfiziert wurden, um zu sehen, ob eine Assoziation vorliegt. Diese Technik zielt auf mehrere Gehirnbereiche ab, daher ist es notwendig, Informationen darüber bereitzustellen, welche Hirnregionen genetisch manipuliert wurden.
   HINWEIS: Es ist möglich, dass die Manipulation bestimmter Gene die neuronale Migration, Spezifikation und/oder den Tod verändern könnte. Stellen Sie während der Zellzählung sicher, dass die Anatomie des Gehirns untersucht wird und sich jedes transfezierte Neuron innerhalb der Schicht befindet, die angeblich transfiziert wurde (d. h. L2/3). Bruttoanatommessungen wie kortikale Dicke können auch durch Messung des Abstands von der Pia zum kortikalen L6 quantifiziert werden.

Ergebnisse

Erfolgreiche Entwicklung und Implementierung eines kundenspezifischen Elektroporators und einer dreier Prong-Elektrode.
Für IUEs wurde ein kostengünstiger, kundenspezifischer Elektroporator auf der Grundlage eines zuvor beschriebenen Entwurfs²⁷ (Abbildung 1A und Abbildung 2) gebaut. Eine Drei-Zange-Elektrode wurde^23,24 mit Kunststoffzangen mit 2 negativen Ele...

Diskussion

Hierin wird eine Pipeline beschrieben, die die Manipulation neuartiger Gene von Interesse in großen Populationen von frontalkortikalen Neuronen mit Verhaltenstests bei Mäusen kombiniert. Darüber hinaus ermöglicht diese Pipeline die Längsuntersuchung des Verhaltens bei denselben Mäusen sowohl während der frühen postnatalen Entwicklung als auch im Erwachsenenalter. Diese Technik umgeht die Notwendigkeit, sich auf genetische Tiermodelle zu verlassen, die in Bezug auf Zeit und Kosten teuer sein können. Die Stärke d...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
13mm Silk Black Braided Suture	Havel's	SB77D	Suture skin
Adson Forceps	F.S.T.	11006-12	IUE
C270 Webcam	Logitech	N/A	Record behavior
Electroporator	Custom-built	N/A	See Figure 1 and 2 and Bullmann et al, 2015
EZ-500 Spin Column Plasmid DNA Maxi-preps Kit, 20preps	Bio Basic Inc.	BS466	Pladmid preparation
Fast Green FCF	Sigma	F7252-5G	Dye for DNA solution
Fine scissors- sharp	F.S.T.	14060-09	IUE
Fisherbrand Gauze Sponges	Fisher Scientific	1376152	IUE
Gaymar Heating/Cooling	Braintree	TP-700	Heating Pad
Glass pipette puller	Sutter Instrument,	P-97	IUE
Glass pipettes	Sutter Instrument,	BF150-117-10	IUE
Hair Removal Lotion	Nair	N/A	Hair removal
Hartman Hemostats	F.S.T.	13002-10	IUE
Open field maze- homemade acrylic arena	Custom-built	N/A	50 × 50 × 30 cm length-width-height
pCAG-GFP	Addgene	11150	Mammalian expression vector for expression of GFP
Picospritzer III	Parker Hannifin	N/A	pressure injector
Retractor - 2 Pronged Blunt	F.S.T.	17023-13	IUE
Ring forceps	F.S.T.	11103-09	IUE
Sterilizer, dry bead	Sigma	Z378569	sterelize surgical tools
SUTURE, 3/0 PGA, FS-2, VIOLET FOR VET USE ONLY	Havel's	HJ398	Suture muscle
Water bath	Cole-Parmer	EW-12105-84	warming sterile saline