Kardiale Reaktion auf β-adrenerge Stimulation durch Druck-Volumen-Schleifenanalyse bestimmt

Zusammenfassung

Hier beschreiben wir eine Herzdruck-Volumen-Schleifenanalyse unter steigenden Dosen von intravenös infundiertem Isoproterenol zur Bestimmung der intrinsischen Herzfunktion und der β-adrenergen Reserve bei Mäusen. Für die Druck-Volumen-Schleifenmessungen verwenden wir einen modifizierten Open-Chest-Ansatz, bei dem wir die Beatmung mit positivem endexspiratorischem Druck einbeziehen.

Zusammenfassung

Die Bestimmung der Herzfunktion ist eine robuste Endpunktanalyse in Tiermodellen von Herz-Kreislauf-Erkrankungen, um Effekte spezifischer Behandlungen auf das Herz zu charakterisieren. Aufgrund der Machbarkeit genetischer Manipulationen ist die Maus zum häufigsten Säugetiertiermodell geworden, um die Herzfunktion zu untersuchen und nach neuen potenziellen therapeutischen Zielen zu suchen. Hier beschreiben wir ein Protokoll zur Bestimmung der Herzfunktion in vivo unter Verwendung von Druck-Volumen-Schleifenmessungen und -analysen unter basalen Bedingungen und unter β-adrenergen Stimulation durch intravenöse Infusion von steigenden Isoproterenolkonzentrationen. Wir bieten ein verfeinertes Protokoll einschließlich Beatmungsunterstützung unter Berücksichtigung des positiven endexspiratorischen Drucks zur Verbesserung negativer Effekte bei Messungen am offenen Brustkorb und einer starken Analgesie (Buprenorphin), um unkontrollierbaren Myokardstress zu vermeiden, der durch Schmerzen während des Eingriffs hervorgerufen wird. Insgesamt ermöglicht die detaillierte Beschreibung des Verfahrens und die Diskussion über mögliche Fallstricke eine hochstandardisierte und reproduzierbare Druck-Volumen-Schleifenanalyse, die den Ausschluss von Tieren aus der experimentellen Kohorte reduziert, indem mögliche methodische Verzerrungen verhindert werden.

Einleitung

Herz-Kreislauf-Erkrankungen beeinflussen typischerweise die Herzfunktion. Diese Frage weist auf die Bedeutung der Beurteilung der detaillierten In-vivo-Herzfunktion in Tierversuchsmodellen hin. Tierversuche sind von einem Rahmen der drei Rs (3Rs) Leitprinzipien (Reduce/Refine/Replace) umgeben. Im Falle des Verständnisses komplexer Pathologien mit systemischen Reaktionen (d.h. Herz-Kreislauf-Erkrankungen) auf der aktuellen Entwicklungsebene besteht die Hauptoption darin, die verfügbaren Methoden zu verfeinern. Die Verfeinerung wird auch zu einer Verringerung der erforderlichen Tierzahlen aufgrund der geringeren Variabilität führen, was die Aussagekraft der Analyse und der Schlussfolgerungen verbessert. Darüber hinaus bietet die Kombination von kardialen Kontraktilitätsmessungen mit Tiermodellen von Herzerkrankungen, einschließlich solcher, die durch neurohumorale Stimulation oder durch Drucküberlastung wie Aortenbanding induziert werden, die beispielsweise veränderte Katecholamin/β-adrenerge Spiegel^1,2,3,4nachahmen, eine leistungsfähige Methode für präklinische Studien. Unter Berücksichtigung der Tatsache, dass die katheterbasierte Methode nach wie vor der am weitesten verbreitete Ansatz zur eingehenden Beurteilung der kardialen Kontraktilität⁵ist, wollten wir hier eine verfeinerte Messung der In-vivo-Herzfunktion bei Mäusen durch Druck-Volumen-Schleifen-Messungen (PVL) während der β-adrenergen Stimulation auf der Grundlage früherer Erfahrungen, einschließlich der Bewertung spezifischer Parameter dieses Ansatzes, vorstellen^{6. ( 7}) DIE MITGLIEDSTAATEN SIND IN DEN

Zur Bestimmung kardialer hämodynamischer Parameter stehen Ansätze zur Verfügung, die bildgebende oder katheterbasierte Techniken umfassen. Beide Optionen gehen mit Vor- und Nachteilen einher, die für die jeweilige wissenschaftliche Fragestellung sorgfältig abgewogen werden müssen. Bildgebende Ansätze umfassen Echokardiographie und Magnetresonanztomographie (MRT); beide wurden erfolgreich bei Mäusen eingesetzt. Echokardiographische Messungen sind mit hohen Anschaffungskosten durch eine Hochgeschwindigkeitssonde verbunden, die für die hohe Herzfrequenz der Mäuse erforderlich ist. Es ist ein relativ einfacher nicht-invasiver Ansatz, aber er ist variabel unter den Bedienern, die idealerweise Erfahrung in der Erkennung und Visualisierung von Herzstrukturen haben sollten. Darüber hinaus können keine Druckmessungen direkt durchgeführt werden und Berechnungen werden aus der Kombination von Größengrößen und Durchflussmessungen erhalten. Zum anderen hat es den Vorteil, dass mehrere Messungen am selben Tier durchgeführt werden können und die Herzfunktion beispielsweise während des Krankheitsverlaufs überwacht werden kann. Hinsichtlich der Volumenmessung ist die MRT das Goldstandardverfahren, aber ähnlich wie bei der Echokardiographie sind keine direkten Druckmessungen möglich und es können nur vorlastabhängige Parameter erhalten werden⁸. Limitierende Faktoren sind auch die Verfügbarkeit, der Analyseaufwand und die Betriebskosten. Hier sind katheterbasierte Methoden zur Messung der Herzfunktion eine gute Alternative, die zusätzlich die direkte Überwachung des intrakardialen Drucks und die Bestimmung lastunabhängiger Kontraktilitätsparameter wie preload recruitable stroke work (PRSW)⁹ermöglichen. Die ventrikulären Volumina, die mit einem Druckleitfähigkeitskatheter (durch Leitfähigkeitsbestimmung) gemessen werden, sind jedoch kleiner als die aus dem MRT, aber die Gruppenunterschiede werden im gleichen Bereich beibehalten¹⁰. Um zuverlässige Volumenwerte zu ermitteln, ist die entsprechende Kalibrierung erforderlich, die ein kritischer Schritt bei den PVL-Messungen ist. Es kombiniert ex vivo Messungen der Blutleitfähigkeit in volumenkalibrierten Küvetten (Umwandlung von Leitfähigkeit in Volumen) mit der in vivo Analyse für die Parallelleitung des Myokards während der Bolusinjektion der hypertonen Kochsalzlösung^11,12. Darüber hinaus sind die Positionierung des Katheters im Ventrikel und die korrekte Ausrichtung der Elektroden entlang der Längsachse des Ventrikels entscheidend für die Nachweisbarkeit des von ihnen erzeugten umgebenden elektrischen Feldes. Mit der reduzierten Größe des Mausherzens ist es möglich, Artefakte zu vermeiden, die durch Veränderungen der intraventrikulären Ausrichtung des Katheters verursacht werden, selbst in erweiterten Ventrikeln^5,10, aber Artefakte können sich unter β-adrenerger Stimulation^{entwickeln 6,13}. Zusätzlich zu den Leitwertmethoden schien die Entwicklung der zulassungsbasierten Methode die Kalibrierschritte zu vermeiden, aber hier werden die Volumenwerte eher überschätzt^14,15.

Da die Maus eines der wichtigsten präklinischen Modelle in der kardiovaskulären Forschung ist und die β-adrenerge Reserve des Herzens von zentralem Interesse in der Herzphysiologie und -pathologie ist, stellen wir hier ein verfeinertes Protokoll zur Bestimmung der in vivo Herzfunktion bei Mäusen durch PVL-Messungen während β-adrenerger Stimulation vor.

Protokoll

Alle Tierversuche wurden nach den Vorschriften des Regierungspräsidiums Karlsruhe und der Universität Heidelberg (AZ 35-9185.82/A-2/15, AZ 35-9185.82/A-18/15, AZ 35-9185.81/G131/15, AZ 35-9185.81/G121/17) genehmigt und durchgeführt und entsprechen den Richtlinien der Richtlinie 2010/63/EU des Europäischen Parlaments zum Schutz wissenschaftlich verwendeter Tiere. Die in diesem Protokoll gezeigten Daten stammen von männlichen Wildtypen C57Bl6/N (17 ± 1,4 Wochen). Mäuse wurden unter spezifizierten pathogenfreien Bedingungen in der Tierhaltung (IBF) der Medizinischen Fakultät Heidelberg gehalten. Die Mäuse waren in einem 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus untergebracht, mit einer relativen Luftfeuchtigkeit zwischen 56-60%, einem 15-fachen Luftwechsel pro Stunde und einer Raumtemperatur von 22 ° C +/- 2 ° C. Sie wurden in konventionellen Käfigen Typ II oder Typ II gehalten, die lange zeit mit Tierstreu und Seidenpapieren als Bereicherung versehen waren. Standard autoklavierte Nahrung und autoklaviertes Wasser standen zur Verfügung, um ad libitumzu konsumieren.

1. Herstellung von Instrumenten und Arzneimittellösungen

1. Zentraler Venenkatheter: Schneiden Sie den Mikroschlauch (0,6 mm Außendurchmesser) in ~20 cm lange Katheterröhren. Verwenden Sie eine Pinzette, um ein Ende des Rohres auf die Spitze einer 23-Gauge-Kanüle zu ziehen. Schneiden Sie das andere Ende des Schlauches diagonal ab, um eine scharfe Spitze zu erzeugen, die die Oberschenkelvene durchbohren kann.
2. Endotrachealtube: Für ein Intubationsröhrchen schneiden Sie eine 20-Gauge-Venen-Kanüle von 3 cm Länge, um den Spritzenaufsatz zu entfernen.
   1. Wenn das Intubationsrohr nicht perfekt in den Ventilatoranschluss passt, wickeln Sie den Parafilm über das Ende des Rohrs, an dem das Beatmungsgerät angeschlossen ist. Die Verbindung muss stabil und durch die Eindickung abgedichtet sein (Abbildung 1A). Kürzen Sie den Metallführungsstift der 20-Gauge-Venenkanüle auf 2,7 cm und verwenden Sie ihn als Intubationshilfe. Verfeinerte Ansätze für die Intubation, einschließlich Lichtfasern zur Erleichterung der Visualisierung der Luftröhre, werden ebenfalls gut beschrieben, zum Beispiel von Das und Mitarbeitern¹⁶.
3. Anästhesiemischung für die Intubation: Mischen Sie 200 μL Heparin (1000 I.E./ml) mit 50 μL 0,9% NaCl und 750 μL 2 mg/ml-Etiomidat aus einem Produkt auf Öl-in-Wasser-Basis. Verwenden Sie 7 μL/g Körpergewicht (BW) für jede Maus (0,1 mg/kg BW Buprenorphin 10 mg/kg BW-Etiomidat).
4. Muskelrelaxans: Lösen Sie 100 mg Pancuronium-Bromid in 100 ml 0,9% NaCl auf. Verwenden Sie 1,0 μL/g Körpergewicht (1 mg/kg KG) für jede Maus.
5. Isoproterenollösungen: Lösen Sie 100 mg Isoproterenol in 100 ml 0,9% NaCl (1 μg/μL) auf. Die folgenden Verdünnungen (Tabelle 1) werden vorbereitet und jeweils in eine 1 ml Spritze gegeben.
   1. Um die Verdünnung 1 zu erhalten, verdünnen Sie den Bestand 1:1,8. Um die Verdünnung 2 zu erhalten, verdünnen Sie die Brühe 1:6. Um Verdünnung 3 zu erhalten, verdünnen Sie die Verdünnung 1 in 1:10. Schließlich erhält man Verdünnung 4 durch eine 1:10 Verdünnung der Verdünnung 2.
6. 15% hypertones NaCl (w/v): 1,5 g 0,9% NaCl in 10 mL doppelt destilliertem_H2O auflösen. Die Lösung wird mit einem 0,45 μm Porenspritzenfilter filtriert.
7. Herstellung von 12,5% iger Albuminlösung (w/v): 1,25 g Rinderserumalbumin in 10 ml 0,9% NaCl auflösen. Die Lösung bei 37 °C für 30 min inkubieren. Auf Raumtemperatur abkühlen lassen und die Lösung mit einem 0,45 μm Porenspritzenfilter filtrieren.
8. Vorbereitung des Setups: Zuerst die Heizplatte einschalten und auf 39-40 °C einstellen. Legen Sie eine mit Kochsalzlösung gefüllte Spritze auf das Heizkissen und übertragen Sie den PVL-Katheter (Pressure-Volume Loop) in die Spritze. Den Katheter mindestens 30 Minuten vor der Anwendung zur Stabilisierung vorbrüsten. Das von uns verwendete Setup besteht aus einem 1,4-F-Druckleitfähigkeitskatheter, einer Steuereinheit und der entsprechenden Software, und es ist grafisch in Abbildung 1B beschrieben und Anbieterreferenzen sind in der Tabelle der Materialienaufgeführt .

2. Anästhesie

1. Buprenorphin (0,1 mg/kg KÖRPERGEWICHT intraperitoneal) 30 min vor der Intubation injizieren.
2. Legen Sie die Maus in eine Acrylglaskammer, die mit 2,5% Isofluran vorgesättigt und mit einem Heizkissen auf dem Boden der Kammer vorgewärmt ist.
3. Sobald die Maus schläft (fehlender Reflex), wird die Anästhesiemischung (7 ml/kg KG) mit 10 mg/kg Etipradat und Heparin (1.200 I.E./kg KG) intraperitoneal injiziert.

3. Belüftung

1. Das Tier wird 3-4 Minuten nach der Anästhesieinjektion auf die Intubationsplattform (Abbildung 1C) überführt. Die Maus hängt an den Zähnen mit der Dorsalansicht zum Bediener.
2. Heben Sie die Zunge vorsichtig mit einer Pinzette an. Um die Stimmritze zu identifizieren, heben Sie den Unterkiefer der Maus mit einer zweiten Pinzette leicht an.
3. Führen Sie den Endotrachealtubus (Abbildung 1A) vorsichtig in die Luftröhre ein und entfernen Sie die Führungsstange.
4. Übertragen Sie das Tier auf die Heizplatte, legen Sie es auf die Rückseite und verbinden Sie das Intubationsrohr mit dem Kleintierbeatmungsgerät.
5. Stellen Sie die Atemfrequenz auf 53,5 x (Körpergewicht in Gramm)^-0,26 [min^-1], wie von anderen beschrieben¹², und das Tidalvolumen auf maximalen Inspiratordruck von 11 ± 1 cmH₂O ein.
6. Fixieren Sie vorsichtig die Extremitäten der Maus auf der Heizplatte mit Klebestreifen und tragen Sie Augensalbe auf beide Augen auf, um Trockenheit zu vermeiden.
7. Setzen Sie einen rektalen Temperaturfühler ein und halten Sie die Körperkerntemperatur bei 37 ± 0,2 °C.
8. Installieren Sie ein 1-Kanal-EKG und überwachen Sie die Herzfrequenz online als Indikator für Anästhesietiefe und -stabilität.
9. Bei Fehlen interdigitaler Reflexe intraperitoneal 1 mg/kg KÖRPERGEWICHT des Muskelrelaxans Pancuroniumbromid injizieren. Dies verhindert respiratorische Artefakte während pvl-Messungen.

4. Chirurgie

1. Allgemeine Empfehlungen
   1. Während der Operation mit ~ 1,5-2% Isofluran belüften, das mit O2 verdampft_ist. Die Isoflurankonzentration kann auch von Variablen wie Mausstamm, Geschlecht, Alter und Gewicht der Tiere abhängen, muss aber individuell und experimentell bestimmt werden und die Werte hier sind Referenz für den C57BL6/N-Mausstamm. Wichtig ist, dass das Beatmungsgerät an ein Absaugsystem angeschlossen ist, um zu verhindern, dass der Bediener Isofluran einatmet.
   2. Verwenden Sie eine Vergrößerung zwischen 1,5-4x aus dem Stereomikroskop für chirurgische Eingriffe.
      HINWEIS: Beachten Sie die institutionellen/lokalen Leitlinien zur Vorbereitung des Tieres auf Operationen ohne Überleben.
2. Femurkanüle
   1. Spülen Sie den Hinterteil mit 70% Ethanol ab, schneiden Sie die linke Leistenregion ein und legen Sie die linke Oberschenkelvene frei.
   2. Sprengen Sie die Epigastrikel und vene mit einer Kauterisation.
   3. Ligat die Oberschenkelvene mit einer Nähte, die distal zum Katheterzugang platziert wird.
   4. Passieren Sie eine Naht unter der Oberschenkelvene und bereiten Sie einen Knoten schädel der Punktionsstelle vor. Punktion der Oberschenkelvene mit dem vorbereiteten Mikroröhrchen (siehe Schritt 1.1), das an einer 1 ml Spritze befestigt ist.
   5. Binden Sie den Knoten fest, um das Rohr im Inneren des Gefäßes zu befestigen.
   6. Wirken Sie dem Flüssigkeitsverlust durch die Infusion von 0,9% NaCl, ergänzt mit 12,5% Albumin, bei einer Infusionsrate von 15 μL/min mit einer automatischen Spritzenpumpe entgegen. Halten Sie das exponierte Gewebe außerdem mit vorgewärmtem 0,9% NaCl feucht.
3. Thorakotomie
   1. Spülen Sie den Thorax mit 70% Ethanol ab.
   2. Schneiden Sie die Haut direkt unter dem Xyphoid-Prozess ein und trennen Sie die Brustmuskeln stumpf mit einer Pinzette oder einem Kauterium von der Brustwand.
   3. Heben Sie den Xyphoid-Prozess mit einer Pinzette an und schneiden Sie dann die Brustwand durch, die sich seitlich auf beiden Seiten mit einem Kauterium bewegt, bis das Zwerchfell von unten vollständig sichtbar ist.
   4. Schneiden Sie das Zwerchfell von unten ein und legen Sie die Herzspitze frei. Entfernen Sie dann vorsichtig das Perikard mit einer Pinzette.
   5. Führen Sie eine begrenzte Costotomie auf der linken Seite durch, wie zuvor beschrieben⁶.
   6. Führen Sie eine Naht unter der Vena caval inferior durch, um in späteren Stadien eine Vorlastreduktion durchzuführen.
   7. Punktieren Sie die Herzspitze vorsichtig mit einer 25-Gauge-Kanüle (maximal 4 mm). Entfernen Sie die Kanüle und führen Sie den PV-Katheter ein, bis sich alle Elektroden im Ventrikel befinden.
   8. Stellen Sie die Position des Katheters durch sanfte Bewegungen und Drehungen ein, bis rechteckige Schlaufen erhalten sind (Abbildung 2A).
   9. Halten Sie immer das gesamte exponierte Gewebe feucht mit vorgewärmtem 0,9% NaCl.

5. Messungen

1. Allgemeine Empfehlungen
   1. Während der Messungen mit ~ 1,5-2% Isofluran belüften, das mit 100% O2 verdampft_ist.
   2. Führen Sie 2 Baseline-Messungen sowie 2 Vena-Cava-Okklusionen für jeden Schritt des Dosis-Wirkungs-Protokolls durch.
      HINWEIS: Es ist wichtig, dass nach dem ersten und zweiten Vena-Cava-Verschluss sowohl die Druck- als auch die Volumenwerte auf Steady-State-Werte wie vor der ersten Okklusion zurückkehren. Diese Beobachtung ist notwendig, um eine Verschiebung der Katheterposition aufgrund serieller Reduktionen des intraventrikulären Volumens zu erkennen. Wäre eine Verschiebung der Katheterposition der Fall, würden vor allem Volumenwerte verschoben.
2. Führen Sie eine Online-Analyse der Parameter (Herzfrequenz, Schlagvolumen, dP / dt_max)durch und warten Sie, bis die Steady-State-Herzfunktion erreicht ist. Für den erwarteten Parameterbereich mit der hier verwendeten Einstellung bei C57Bl6/N-Mäusen verweisen wir auf die veröffentlichten Ergebnisse⁶.
3. Stoppen Sie das Beatmungsgerät an der Endexspirationsposition und notieren Sie die Ausgangsparameter. Reduzieren Sie nach 3 bis 5 Sekunden die kardiale Vorbelastung, indem Sie die Naht unter der Vena caval inferior mit einer Pinzette anheben, um vorlastunabhängige Parameter zu erhalten (Abbildung 2B). Schalten Sie das Beatmungsgerät ein. Warten Sie mindestens 30 Sekunden auf die zweite Okklusion, bis die hämodynamischen Parameter stabilisiert sind.
4. Nach Erhalt der Messungen unter basalen Bedingungen fahren Sie mit der Dosis-Wirkungs-Beziehung von Isoproterenol fort, indem Sie zu den vorbereiteten Spritzen wechseln. Hier bleibt die Infusionsrate unverändert, um Veränderungen der kardialen Vorbelastung zu vermeiden. Achten Sie beim Wechseln der Spritze darauf, keine Luftblasen zu infundieren.
   1. Warten Sie mindestens 2 Minuten, bis eine neue Steady-State-Herzfunktion erreicht ist, stoppen Sie das Beatmungsgerät erneut an der endexspiratorischen Position und zeichnen Sie die Ausgangsparameter auf. Reduzieren Sie nach 3 bis 5 Sekunden die kardiale Vorbelastung, indem Sie die Naht unter der Vena caval inferior anheben, um vorlastunabhängige Parameter zu erhalten.
   2. Warten Sie mindestens 30 Sekunden auf die zweite Okklusion. Anschließend auf die vorbereitete Spritze mit der nächsten Isoproterenolkonzentration umschalten und die Aufzeichnungen der Baseline- und Preload-unabhängigen Parameter wiederholen.
      HINWEIS: Artefakte wie die endsystolische Druckspitze (ESPS, Abbildung 2C)können während der Erhöhung der Dosierung von Isoproterenol auftreten, die aus einer Kathetereinklemmung resultiert. Artefakte, die vor dem Beginn der basalen Parameter auftreten, können durch Neupositionierung des Katheters leicht korrigiert werden.

6. Kalibrierung

HINWEIS: Die Kalibrierungsverfahren können je nach verwendetem PVL-System variieren.

1. Kalibrierung der Parallelleitung
   1. Schließen Sie nach der letzten Messung der Isoproterenol-Dosis-Wirkungs-Beziehung eine Spritze mit einer 15%igen NaCl-Lösung an die Oberschenkelkanüle an. Füllen Sie vorsichtig 5 μL der hypertonen Lösung, die in der Röhre verbleibt, bis sich das PVL während der Online-Visualisierung leicht nach rechts verschiebt. Warten Sie dann, bis die Schleifen wieder in den stationären Zustand zurückkehren.
   2. Stoppen Sie das Beatmungsgerät am Ende der Exspiration und injizieren Sie innerhalb von 2 bis 3 Sekunden einen Bolus von 10 μL 15% NaCl. Überprüfen Sie, ob sich PVL während der Online-Visualisierung weitgehend verbreitert und nach rechts verschoben wird.
2. Kalibrierung von Leitfähigkeit zu Volumen
   1. Warten Sie 5 Minuten, nicht weniger, damit der hypertone Salzbolus vollständig verdünnt ist. Anschließend den Katheter entfernen und mit einer 1 mL Spritze und einer 21-Gauge-Kanüle mindestens 600 μL Blut aus dem linken Ventrikel des schlagenden Herzens entnehmen. Zu diesem Zeitpunkt wird das Tier unter Tiefernarkose und Analgesie durch massive Blutungen eingeschläfert, indem die Beatmung und Entfernung des Herzens gestoppt wird.
   2. Das Blut wird in die vorgewärmte (in einem Wasserbad bei 37 °C) Kalibrierküvette mit Zylindern bekannten Volumens überführt. Legen Sie den PV-Katheter zentral in jeden Zylinder und zeichnen Sie den Leitwert auf. Durch die Berechnung einer Standardkurve für jedes Tier können die Leitwerteinheiten in absolute Volumenwerte umgerechnet werden.

7. Würdigung

1. Nach erfolgreichen PVL-Messungen unter basalen Bedingungen und Isoproterenol-Stimulation visualisieren, digitalisieren, berechnen und extrahieren Sie Parameter, die die Herzfunktion charakterisieren (wie PRSW, dP/dt, enddiastolischer Druck und Volumen, endsystolischer Druck und Volumen, Relaxationskonstante Tau, unter anderem) mit einer geeigneten PVL-Analysesoftware. Weitere statistische Analysen und grafische Darstellungen können mit standardisierter Analysesoftware durchgeführt werden.
2. Analyse von Preload-unabhängigen Parametern
   HINWEIS: Für diesen Schritt ist es entscheidend, das Verfahren zu standardisieren.
   1. Wählen Sie die ersten 5-6 PVLs, die eine abnehmende Vorspannung während aller Messungen zeigen, für die Analyse der vorlastunabhängigen Parameter (Abbildung 2D). Eine konstante Anzahl von PVLs, die für die Analyse während der Vorlastreduzierung ausgewählt werden, verringert die Variabilität zwischen den Messungen der erhaltenen Parameter.
   2. Berechnen Sie den Mittelwert der beiden Messungen für jeden Schritt des Protokolls.

Ergebnisse

Die Druckvolumenschleifenmessung (PVL) ist ein leistungsfähiges Werkzeug, um die kardiale Pharmakodynamik von Medikamenten zu analysieren und den kardialen Phänotyp gentechnisch veränderter Mausmodelle unter normalen und pathologischen Bedingungen zu untersuchen. Das Protokoll ermöglicht die Beurteilung der kardialen β-adrenergen Reserve im erwachsenen Mausmodell. Hier beschreiben wir eine Open-Chest-Methode unter Isoflurananästhesie in Kombination mit Buprenorphin (Analgetikum) und Pancuronium (Muskelrelaxans), di...

Diskussion

Hier stellen wir ein Protokoll zur Analyse der in vivo Herzfunktion bei Mäusen unter zunehmender β-adrenerger Stimulation zur Verfügung. Das Verfahren kann verwendet werden, um sowohl Die Basisparameter der Herzfunktion als auch die adrenerge Reserve (z. B. Inotropie und Chronotropie) bei genetisch veränderten Mäusen oder bei Eingriffen zu adressieren. Der wichtigste Vorteil von PVL-Messungen (Pressure-Volume Loop) im Vergleich zu anderen Mitteln zur Bestimmung der Herzfunktion ist die Analyse der intrinsischen, las...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
1.4F SPR-839 catheter	Millar Instruments, USA	840-8111
1 ml syringes	Beckton Dickinson, USA	REF303172
Bio Amplifier	ADInstruments, USA	FE231
Bridge-Amplifier	ADInstruments, USA	FE221
Bovine Serum Albumin	Roth, Germany	8076.2
Buprenorphine hydrochloride	Bayer, Germany	4007221026402
Calibration cuvette	Millar, USA	910-1049
Differential pressure transducer MPX	Hugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, Germany	Type 39912
Dumont Forceps #5/45	Fine Science tools Inc.	11251-35
Dumont Forceps #7B	Fine Science tools Inc.	11270-20
Graefe Forceps	Fine Science tools Inc.	11051-10
GraphPad Prism	GraphPad Software	Ver. 8.3.0
EcoLab-PE-Micotube	Smiths, USA	004/310/168-1
Etomidate Lipuro	Braun, Germany	2064006
Excel	Microsoft
Heparin	Ratiopharm, Germany	R26881
Hot plate and control unit	Labotec, Germany	Hot Plate 062
Isofluran	Baxter, Germany	HDG9623
Isofluran Vaporizer	Abbot	Vapor 19.3
Isoprenalinhydrochloride	Sigma-Aldrich, USA	I5627
Fine Bore Polythene tubing 0.61 mm OD, 0.28 mm ID	Smiths Medical International Ltd, UK	Ref. 800/100/100
MiniVent ventilator for mice	Hugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, Germany	Type 845
MPVS Ultra PVL System	Millar Instruments, USA
NaCl	AppliChem, Germany	A3597
NaCl 0.9% isotonic	Braun, Germany	2350748
Pancuronium-bromide	Sigma-Aldrich, USA	BCBQ8230V
Perfusor 11 Plus	Harvard Apparatus	Nr. 70-2209
Powerlab 4/35 control unit	ADInstruments, USA	PL3504
Rechargeable cautery-Set	Faromed, Germany	09-605
Scissors	Fine Science tools Inc.	140094-11
Software LabChart 7 Pro	ADInstruments, USA	LabChart 7.3 Pro
Standard mouse food	LASvendi GmbH, Germany	Rod18
Stereo microscope	Zeiss, Germany	Stemi 508
Surgical suture 8/0	Suprama, Germany	Ch.B.03120X
Venipuncture-cannula Venflon Pro Safty 20-gauge	Beckton Dickinson, USA	393224
Vessel Cannulation Forceps	Fine Science tools Inc.	00574-11
Water bath	Thermo Fisher Scientific, USA
Syringe filter (Filtropur S 0.45)	Sarstedt, Germany	Ref. 83.1826