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In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

Wir berichten über einen einfachen, zeiteffizienten und auf Fluoreszenzspektroskopie basierenden Hochdurchsatz-Assay zur Quantifizierung von Aktinfilamenten in ex vivo biologischen Proben aus Hirngeweben von Nagetieren und menschlichen Probanden.

Zusammenfassung

Actin, der Hauptbestandteil des Zytoskeletts, spielt eine entscheidende Rolle bei der Aufrechterhaltung der neuronalen Struktur und Funktion. Unter physiologischen Zuständen tritt Aktin im Gleichgewicht in seinen zwei Formen auf: monomeres kugelförmiges (G-Aktin) und polymerisiertes Filament (F-Aktin). An den synaptischen Terminals bildet das Aktin-Zytoskelett die Grundlage für kritische prä- und postsynaptische Funktionen. Darüber hinaus sind dynamische Veränderungen des Aktinpolymerisationsstatus (Interkonversion zwischen kugelförmigen und filamentösen Formen von Aktin) eng mit plastizitätsbedingten Veränderungen der synaptischen Struktur und Funktion verbunden. Wir berichten hier über eine modifizierte fluoreszenzbasierte Methodik zur Beurteilung des Polymerisationsstatus von Aktin unter Ex-vivo-Bedingungen. Der Assay verwendet fluoreszierend markiertes Phalloidin, ein Phallotoxin, das spezifisch an Aktinfilamente (F-Actin) bindet und ein direktes Maß für polymerisiertes filamentöses Aktin liefert. Als Proof of Principle liefern wir den Nachweis für die Eignung des Assays sowohl in Nagetier- als auch in postmortalen menschlichen Hirngewebehomogenaten. Mit Latrunculin A (einem Medikament, das Aktinfilamente depolymerisiert) bestätigen wir den Nutzen des Assays bei der Überwachung von Veränderungen der F-Aktinspiegel. Darüber hinaus erweitern wir den Assay auf biochemische Fraktionen isolierter synaptischer Terminals, wobei wir eine erhöhte Aktinpolymerisation bei Stimulation durch Depolarisation mit hohem extrazellulärem K+bestätigen.

Einleitung

Cytoskelettprotein Aktin ist an mehreren zellulären Funktionen beteiligt, einschließlich struktureller Unterstützung, zellulärem Transport, Zellmotilität und -teilung. Aktin kommt im Gleichgewicht in zwei Formen vor: monomeres kugelförmiges Aktin (G-Aktin) und polymerisiertes filamentöses Aktin (F-Aktin). Schnelle Veränderungen im Polymerisationsstatus von Aktin (Interkonversion zwischen seinen G- und F-Formen) führen zu einem schnellen Auf- und Abbau von Filamenten und liegen seiner regulatorischen Rolle in der Zellphysiologie zugrunde. Aktin bildet den Hauptbestandteil der neuronalen Zytoskelettstruktur und beeinflusst ein breites Spektrum neuronaler Funktionen1,2. Bemerkenswert ist, dass das Aktin-Zytoskelett ein integraler Bestandteil der strukturellen Plattform der synaptischen Terminals ist. Als solches ist es eine wichtige Determinante der synaptischen Morphogenese und Physiologie und spielt eine grundlegende Rolle bei der Kontrolle der Größe, Anzahl und Morphologie der Synapsen3,4,5. Insbesondere die dynamische Aktinpolymerisation-Depolymerisation ist eine Schlüsseldeterminante des synaptischen Umbaus, der mit der synaptischen Plastizität verbunden ist, die den Gedächtnis- und Lernprozessen zugrunde liegt. Tatsächlich hängen sowohl präsynaptische (wie Neurotransmitterfreisetzung6,7,8,9,10) als auch postsynaptische Funktionen (plastizitätsbezogene dynamische Umgestaltung11,12,13,14) kritisch von dynamischen Veränderungen des Polymerisationsstatus des Aktin-Zytoskeletts ab.

Unter physiologischen Bedingungen werden die F-Aktinspiegel dynamisch und eng durch einen multimodalen Weg reguliert, der posttranslationale Modifikation4,15,16 sowie Aktin-bindende Proteine (ABPs)4,17umfasst . ABPs können die Aktindynamik auf mehreren Ebenen beeinflussen (z. B. Initiierung oder Hemmung der Polymerisation, Induktion von Filamentverzweigungen, Durchtrennen von Filamenten in kleinere Stücke, Förderung der Depolymerisation und Schutz vor Depolymerisation) und stehen wiederum unter einer strengen modulatorischen Kontrolle, die empfindlich auf verschiedene extra- und intrazelluläre Signalereagiert 18,19,20. Solche regulatorischen Kontrollen auf mehreren Ebenen diktieren eine strenge Regulierung der Aktindynamik am synaptischen Zytoskelett und verfeinern prä- und postsynaptische Aspekte der neuronalen Physiologie sowohl im basalen als auch im aktivitätsinduzierten Zustand.

Angesichts der wichtigen Rolle von Aktin in der neuronalen Physiologie ist es nicht verwunderlich, dass mehrere Studien Hinweise auf Veränderungen der Aktindynamik als kritische pathogene Ereignisse im Zusammenhang mit einer Vielzahl von neurologischen Störungen wie Neurodegeneration, psychischen Erkrankungen sowie neurologischen Entwicklungsbeschwerden erbracht haben3,21,22,23,24,25,26,27. Trotz der Fülle von Forschungsdaten, die auf eine Schlüsselrolle von Aktin in der neuronalen Physiologie und Pathophysiologie hinweisen, bestehen jedoch noch erhebliche Lücken im Verständnis der Aktindynamik, insbesondere am synaptischen Zytoskelett. Weitere Forschungsstudien sind erforderlich, um ein besseres Verständnis von neuronalem Aktin und seinen Veränderungen unter pathologischen Bedingungen zu haben. Ein Schwerpunkt in diesem Zusammenhang ist die Beurteilung des Aktinpolymerisationsstatus. Es gibt kommerzielle Kits auf Basis von Western Blotting (G-Actin / F-Actin in vivo Assay biochemisches Kit; Cytoskeleton SKU BK03728,29) und hausgemachte Assays zur Beurteilung der F-Aktin-Spiegel6. Da diese jedoch eine biochemische Isolierung von F-Aktin und G-Aktin erfordern und ihre anschließende Quantifizierung auf Immunblotting-Protokollen basiert, können sie zeitaufwändig sein. Wir berichten hier über einen auf Fluoreszenzspektroskopie basierenden Assay, der aus einer früheren Studie30 mit Modifikationen angepasst wurde, die verwendet werden können, um sowohl den basalen Gehalt an F-Aktin als auch dynamische Veränderungen in seiner Montage-Demontage zu bewerten. Insbesondere haben wir das ursprüngliche Protokoll, das Proben erfordert, die für eine 1-ml-Küvette geeignet sind, effizient auf das aktuelle 96-Well-Plattenformat modifiziert. Das modifizierte Protokoll hat daher die für den Assay erforderliche Gewebe-/Probenmenge deutlich reduziert. Darüber hinaus liefern wir den Nachweis, dass das Protokoll nicht nur für Hirngewebehomogenate, sondern auch für subzelluläre Fraktionen wie isolierte synaptische Terminals (Synaptosomen und Synaptoneurosomen) geeignet ist. Schließlich kann der Assay für frisch seziertes Nagetier-Hirngewebe und langfristig gelagerte postmortale menschliche Gehirnproben eingesetzt werden. Bemerkenswert ist, dass der Assay zwar in einem neuronalen Kontext präsentiert wird, aber in geeigneter Weise auf andere Zelltypen und damit verbundene physiologische Prozesse ausgedehnt werden kann.

Protokoll

Alle experimentellen Verfahren wurden in Übereinstimmung mit den Vorschriften des University of Otago Committee on Ethics in the Care and Use of Laboratory Animals (Ethics Protocol No. AUP95/18 und AUP80/17) und neuseeländischer Gesetzgeber. Menschliches Hirngewebe wurde aus der Neurologischen Gewebebank des Krankenhauses Clínic-IDIBAPS BioBank in Barcelona, Spanien, gewonnen. Alle Gewebeentnahmeprotokolle wurden von der Ethikkommission des Krankenhauses Clínic, Barcelona, genehmigt und die Einwilligung der Familien nach Aufklärung eingeholt.

1. Herstellung von Puffern und Reagenzien

  1. Bereiten Sie die folgenden Puffer für die Homogenisierung von Hirngewebe und die Herstellung einer angereicherten Fraktion synaptischer Terminals vor:
    Homogenisierungspuffer: 5 mM HEPES, pH 7,4 ergänzt mit 0,32 M Saccharose
    Resuspensionspuffer: 5 mM Tris, pH 7,4 ergänzt mit 0,32 M Saccharose
    Waschpuffer: 5 mM Tris, pH 8,1
    1,2 M Saccharose
    1,0 M Saccharose
    0,85 M Saccharose
  2. Fügen Sie hausgemachte oder kommerzielle Mischung aus Protease- und Phosphatasehemmern hinzu.
    HINWEIS: Wir haben die EDTA-freie Version der Complete Protease Inhibitor Mix (1 Tablette pro 10 ml Puffer) und des Phosphatase-Inhibitor-Cocktails IV (1:100; Volumen: Volumen) verwendet.
  3. Bereiten Sie die folgenden Puffer und Reagenzien für die Fixierung, Permeabilisierung und Bindung von Phalloidin vor:
    Krebspuffer: 118,5 mM NaCl, 4,7 mM KCl, 1,2 mM MgCl2, 2 mM CaCl2, 0,1 mM KH2PO4, 5 mM NaHCO3, 10 mM Glukose, 20 mM HEPES, pH 7,4
    1 M KCl
    25% Glutaraldehyd (Stammlösung)
    Krebspuffer mit 0,1 % Triton X-100 und 1 mg/ml NaBH4
    400x Alexa Fluor 647 Phalloidin in DMSO
    Krebspuffer mit 0,32 M Saccharose
    50 μM Latrunculin A in DMSO (Standardlösung)
    1 M KCl (Lagerlösung)
    ACHTUNG: Phalloidin ist giftig (LD50 = 2 mg/kg) und muss mit Vorsicht behandelt werden. Das Einatmen von Glutaraldehyd ist giftig und sollte in einem Abzug gehandhabt werden.
  4. Lagern Sie die Puffer bei 4 °C und Phalloidin und Latrunculin A bei -20 °C zur Langzeitlagerung.
    HINWEIS: Die langfristige Lagerung von Puffern wird nicht empfohlen. Das Protokoll kann hier pausiert werden.

2. Homogenisierung des Hirngewebes

  1. Homogenisieren Sie das kryokonservierte oder frisch sezierte Rattenhirngewebe in 10 Volumina Homogenisierungspuffer in einemPotter-Elvehjem-Glasrohr und Stößel auf Eis.
    HINWEIS: Eine optimale Homogenisierung wird durch 15-20 Schläge des Stößels von Hand für Hirngewebe erreicht. Eine erfolgreiche Homogenisierung kann durch einen reibungslosen Fluss der Suspension durch das Glasrohr bestätigt werden. Das Protokoll kann hier pausiert werden.
  2. Bestimmen Sie die Proteinkonzentration im Homogenat mit einem Bradford-Assay31.
    HINWEIS: Alternative hausgemachte oder kommerzielle Assays zur Proteinschätzung können ebenfalls verwendet werden.
  3. Homogenatproben in Krebspuffer in einer Konzentration von 2-3 mg Protein/ml in einem Volumen von 50 μL verdünnen.
    HINWEIS: In einigen unserer Experimente inkubieren wir Homogenate mit 2 μM Latrunculin A oder DMSO (Kontrollen) bei 37 °C für 1 h. Dazu werden Homogenate in 48 μL Krebspuffer resuspendiert und 2 μL 50 μM Latrunculin A oder 2 μL DMSO zugegeben. Weiterhin wird für das Immunoblotting nach der Inkubation eine kleine Menge der Probe (10 μg) gesammelt.
  4. Fixieren Sie die Homogenatproben (Abschnitt 5).

3. Vorbereitung isolierter Nervenbahnen

  1. Herstellung von Synaptosomen
    HINWEIS: Alternative Protokolle32,33 für Synaptosomen können ebenfalls verwendet werden.
    1. Zentrifugenhirnhomogenat bei 1.200 x g für 10 min bei 4 °C.
    2. Entsorgen Sie das Pellet, das die rohe Kernfraktion ist.
    3. Weitere Zentrifuge des in Schritt 3.1.1 erhaltenen Überstandes (S1) bei 12.000 x g für 15 min bei 4 °C.
    4. Entfernen Sie den Überstand (S2), der die lösliche zytosolische Fraktion ist.
    5. Resuspend das in Schritt 3.1.3 erhaltene Pellet (P2), das die rohe synaptosomale Fraktion im Resuspensionspuffer ist.
      HINWEIS: Das Volumen des Resuspensionspuffers hängt von der Menge des Ausgangsgewebes und der Menge des erhaltenen Pellets ab. Zum Beispiel, wenn mit 150-300 mg Hirngewebe begonnen wird, kann das erhaltene Pellet in 200 μL Resuspensionspuffer resuspendiert werden.
    6. Laden Sie die resuspendierten rohen Synaptosomen auf einen diskontinuierlichen Saccharosegradienten aus gleichen Volumina von 0,85-1,0-1,2 M Saccharose.
      HINWEIS: Wir verwenden typischerweise jeweils 1 ml saccharoselösung (für 150-300 mg Gewebe). Dies kann bei größeren Gewebemengen entsprechend geändert werden. Diskontinuierliche Gradienten können mit einer 25G-Spritze, die gegen die Innenwand des Ultrazentrifugenröhrchens gedrückt wird, und einer sanften Schichtung der Saccharoseschichten hergestellt werden.
    7. Zentrifuge bei 85.000 x g für 2 h bei 4 °C.
      HINWEIS: Aufgrund der hohen Zentrifugationsgeschwindigkeit ist eine Ultrazentrifuge erforderlich, die in der Lage ist, ein Vakuum zu erzeugen, um die Erwärmung zu reduzieren.
    8. Sammeln Sie die synaptosomale Fraktion an der Grenzfläche zwischen 1,0 und 1,2 M Saccharose mit einer 200 μL Pipettspitze.
    9. Die synaptosomale Fraktion mit eiskaltem Waschpuffer durch Zentrifugation bei 18.000 x g 10 Minuten bei 4 °C waschen.
      HINWEIS: Zum Waschen wird die synaptosomale Fraktion, die an der Grenzfläche von 1,0 und 1,2 M Saccharose erhalten wird, in einem frischen 1,5-ml-Röhrchen gesammelt und ein gleiches Volumen Waschpuffer hinzugefügt, um die Entfernung von hoher Saccharose aus dem Medium sicherzustellen.
    10. Waschen Sie das synaptosomale Pellet erneut mit eiskaltem Homogenisierungspuffer bei 12.000 g für 10 Minuten bei 4 °C.
    11. Resuspend die Synaptosomen im Homogenisierungspuffer auf Eis.
      HINWEIS: Das Protokoll kann hier kurz pausiert werden.
    12. Bestimmen Sie die Proteinkonzentration mit einem Bradford-Assay.
    13. Die Synaptosomen im Krebspuffer werden in einer Konzentration von 2-3 mg Protein/ml in einem Volumen von 50 μL (47,5 μL, wenn Synaptomsomen durch KCl depolarisiert werden sollen; siehe Abschnitt 4) wieder aufgewendet.
      HINWEIS: Zur Resuspension wird die synaptosomale Fraktion zunächst bei 12.000 x g für 5 min bei 4 °C gesponnen und der Überstand (Puffer) entfernt. Das synaptosomale Pellet wird dann durch sanftes Pipettieren mit einer 200 μL Pipettspitze im Krebspuffer resuspendiert.
    14. Fahren Sie mit der Depolarisation fort (Abschnitt 4).
  2. Herstellung von Synaptoneurosomen
    HINWEIS: Alternative Protokolle34,35 für Synaptoneurosomen können ebenfalls verwendet werden.
    1. Das Gehirn homogenisieren Sie durch einen vorbenetzten Netzfilter von 100 μm Porengröße in einem Filterhalter mit einer 1-ml-Spritze.
      HINWEIS: Die Vorbenetzung aller Filter ist wichtig, um Probenverlust zu vermeiden, und sollte mit einem Homogenisierungspuffer erfolgen. Dazu wird der Homogenisierungspuffer mit einer 1 mL Spritze durch die Filter im Filterhalter geleitet, bis der Puffer ausströmt.
    2. Sammeln Sie das Filtrat (F1) in einem vorgekühlten 1,5 ml Röhrchen auf Eis.
    3. Wiederholen Sie den Vorgang (Schritte 3.2.1 und 3.2.2) für die F1-Fraktion, um das zweite Filtrat (F2) zu erhalten.
    4. F2-Filtrat durch einen Nettofilter von 5 μm Porengröße leiten.
    5. Sammeln Sie das Filtrat (F3) in einem vorgekühlten 1,5 ml Röhrchen auf Eis.
    6. Zentrifugenfiltrat F3 bei 1.500 x g für 10 min bei 4 °C.
    7. Das Pellet (Synaptoneurosomen) im Krebspuffer auf Eis in einer Konzentration von 2-3 mg Protein/ml in einem Volumen von 50 μL (47,5 μL, wenn Synapptosomen durch KCl depolarisiert werden sollen; siehe Abschnitt 4) wird wieder aufgewendet.
      HINWEIS: Das Protokoll kann hier kurz pausiert werden.
    8. Schätzen Sie die Proteinkonzentration mit einem Bradford-Assay.
    9. Fahren Sie mit der Depolarisation fort (Abschnitt 4).

4. KCl-vermittelte Depolarisation isolierter synaptischer Klemmen

  1. Synaptosomen/Synaptoneurosomen bei 37 °C für 5-10 min ausgleichen.
  2. Stimulieren Sie Synaptosomen/Synaptoneurosomen durch Zugabe von KCl, um extrazelluläres K+ auf 50 mM für 30 s bei 37 °C zu erhöhen und dem jeweiligen unstimulierten Kontrollsatz das gleiche Volumen an Krebspuffer hinzuzufügen.
    HINWEIS: Fügen Sie beispielsweise 2,5 μL 1 M KCl zu Synaptosomen hinzu, die in 47,5 μL Krebspuffer resuspendiert wurden; und fügen Sie 2,5 μL Krebspuffer zum jeweiligen unstimulierten Kontrollsynaptom hinzu. Bei Experimenten, bei denen eine große Anzahl von Proben beteiligt ist, gehen Sie mit nicht mehr als 2 Proben gleichzeitig vor, so dass die Depolarisationszeit 30 s nicht überschreitet.
  3. Beenden Sie die Stimulation durch Zugabe von Glutaraldehyd (Abschnitt 5).

5. Fixierung und Phalloidinfärbung von Proben

  1. Glutaraldehyd wird zu homogenaten/synaptosomalen/synaptoneurosomalen Proben in einer Endkonzentration von 2,5% für 2-3 min bei Raumtemperatur hinzugefügt.
    HINWEIS: Wir haben 6 μL 25% ige Glutaraldehydlösung zugegeben, so dass die Endkonzentration von Glutaraldehyd in den 50 μL-Proben (Homogenate/Synaptosomen/Synaptoneurosomen) ca. 2,5% betrug. Die Fixierung ist kritisch und sollte schnell sein und daher sollte die Probe unmittelbar nach Zugabe von Glutaraldehyd kräftig vortexiert werden.
  2. Sedimentieren Sie die Proben bei 20.000 x g für 5 min.
  3. Entfernen Sie den Überstand.
    HINWEIS: Verwerfen Sie den Überstand in einem Abzug, da Glutaraldehyd giftig ist.
  4. Permeabilisieren Sie das Pellet durch Resuspension in 100 μL Krebspuffer mit 0,1% Triton X-100 und 1 mg/ml NaHB4 für 2-3 min bei Raumtemperatur.
  5. Sedimentieren Sie die Proben bei 20.000 x g für 5 min.
  6. Entfernen Sie den Permeabilisierungspuffer.
  7. Das Pellet mit 200 μL Krebspuffer durch Zentrifugation bei 20.000 x g 5 min waschen.
  8. Das Pellet mit 1x Alexa Fluor 647 Phalloidin (entsprechend 500 μU) in 100 μL Krebspuffer für 10 Minuten im Dunkeln bei Raumtemperatur wieder aufbereiten und einfärben.
    HINWEIS: Andere Arten von fluoreszierenden Phalloidin-Analoga sind im Handel erhältlich und können für den Assay ersetzt werden. Die Konzentration von Phalloidin und das Gesamtprobenvolumen der Inkubation müssen möglicherweise entsprechend der Menge und Art des zu testenden Gewebes/ der Probe geändert werden, und die optimalen Bedingungen sollten entsprechend standardisiert werden.
  9. Zentrifuge die gefärbten Proben bei 20.000 x g für 5 min.
  10. Entfernen Sie das ungebundene Phalloidin (Überstand).
  11. Waschen Sie die Probe mit 200 μL Krebspuffer durch Zentrifugation bei 20.000 x g für 5 min.
  12. Resuspend in 200 μL Krebspuffer mit 0,32 M Saccharose.
    HINWEIS: Das Protokoll kann hier kurz pausiert werden.

6. Fluorometrische Analyse und Lichtstreuung

  1. Verteilen Sie Alexa Fluor 647 Phalloidin-gefärbte Proben in einer schwarzen 96-Well-Platte.
  2. Messen Sie die Fluoreszenzintensität bei einer Anregungswellenlänge von 645 nm und einer Emissionswellenlänge von 670 nm in einem Plattenleser bei Raumtemperatur.
  3. Übertragen Sie die Proben von der schwarzen 96-Well-Platte auf die transparente 96-Well-Platte mit 200 μL-Pipetenspitzen.
  4. Messen Sie die Lichtstreuung bei 540 nm, um Verluste zu korrigieren, die während der vorherigen Schritte der Fixierung, Permeabilisierung und Färbung aufgetreten sein könnten.
    HINWEIS: Variationen des biologischen Materials, das in den gefärbten Proben zurückgehalten wird, können bei kleineren Mengen an Ausgangsmaterial stärker ausgeprägt sein (siehe Diskussion).
  5. Fügen Sie einen Satz Alexa Fluor 647 Phalloidin in Krebspuffer in verschiedenen Konzentrationen (0,05x, 0,1x, 0,25x, 0,35x, 0,75x, 0,5x und 1x entsprechend 25, 50, 125, 175, 250, 375 und 500 μU) für jede Charge des Assays als Standardkurve ein.
    HINWEIS: Dies ist ein optionaler Schritt und hat keinen Einfluss auf die Ergebnisse des Assays, insbesondere wenn die F-Actin-Spiegel relativ ausgedrückt werden (Abschnitt 7). Das Protokoll kann hier pausiert werden.

7. Datenanalyse

  1. Die Menge an F-Aktin in den Proben ist direkt proportional zur Fluoreszenzintensität von gebundenem Phalloidin. Ausgedrückt in absoluten Zahlen der Einheiten von Phalloidin gebunden, berechnet aus der linearen Kurve des markierten Phalloidin-Standards.
    HINWEIS: Als Beispiel siehe Abbildungen 2A-B, 3A, 4A-B und ergänzende Abbildung 2.
  2. Drücken Sie den F-Aktingehalt als Bruchteil der Kontrollproben aus.
    HINWEIS: Als Beispiel siehe Abbildungen 5A-B.

Ergebnisse

Linearität des Assays zur Bewertung der F-Aktin-Spiegel
Zunächst wurde eine Standardkurve für den linearen Anstieg der Fluoreszenz von Alexa Fluor 647 Phalloidin ermittelt und für jede Reihe von Experimenten wiederholt(Abbildung 1). Um den linearen Bereich des Assays zu untersuchen, wurden unterschiedliche Mengen an Hirnhomogenaten von Nagetieren (Abbildungen 2A und 2B) und postmortalen menschlichen Probanden (Abb...

Diskussion

Der hier beschriebene Assay, der im Wesentlichen aus einer früheren Studie30 mit Modifikationen adaptiert wurde, verwendet ein Phallotoxin, Phalloidin, das mit einem fluoreszierenden Etikett gekennzeichnet ist. Fluoreszierende Phalloidin-Analoga gelten als Goldstandard für die Färbung von Aktinfilamenten in festen Geweben47,48,49. Tatsächlich sind sie die ältesten Werkzeuge zur spezifischen Identifiz...

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts preiszugeben.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde von der Neurological Foundation of New Zealand (1835-PG), dem New Zealand Health Research Council (#16-597) und dem Department of Anatomy der University of Otago, Neuseeland, unterstützt. Wir sind der Neurologischen Gewebebank der HCB-IDIBAPS BioBank (Spanien) für menschliches Hirngewebe zu Dank verpflichtet. Wir danken Jiaxian Zhang für ihre Hilfe bei der Aufnahme und Bearbeitung des Videos.

Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
3.5 mL, open-top thickwall polycarbonate tubeBeckman Coulter349622For gradient centrifugation (synaptosome prep)
Alexa Fluor 647 PhalloidinThermo Fisher ScientificA22287F-actin specific ligand
Antibody against  b-actinSanta Cruz BiotechnologySc-47778For evaluation of total actin levels by immunoblotting
Antibody against GAPDHAbcamAb181602For evaluation of GAPDH levels by immunoblotting
Bio-Rad Protein Assay Dye Reagent ConcentrateBio-Rad5000006Bradford based protein estimation
Calcium chloride dihydrate (CaCl2·2H2O)Sigma-AldrichC3306Krebs buffer component
cOmplete, Mini, EDTA-free Protease Inhibitor CocktailSigma-Aldrich4693159001For inhibition of endogenous protease activity during sample preparation
Corning 96-well Clear Flat Bottom PolystyreneCorning3596For light-scattering measurements
D-(+)-GlucoseSigma-AldrichG8270Krebs buffer component
Dimethyl sulfoxideSigma-AldrichD5879Solvent for phalloidin and latrunculin A
Fluorescent flatbed scanner (Odyssey Infrared Scanner)Li-Cor BiosciencesFor detection of immunoreactive signals on immunoblots
Glutaraldehyde solution (25% in water) Grade IISigma-AldrichG6257Fixative
HEPESSigma-AldrichH3375Buffer ingredient for sample preparation and Krebs buffer component
Latrunculin ASigma-AldrichL5163Depolymerizer of actin filaments
Magnesium chloride hexahydrate (MgCl2·6H2O)Sigma-AldrichM2670Krebs buffer component
Microplates
Mitex membrane filter 5 mmMilliporeLSWP01300Preparation of synaptoneurosomes
Nunc F96 MicroWell Black PlateThermo Fisher Scientific237105For fluorometric measurements
Nylon net filter 100 mmMilliporeNY1H02500Preparation of synaptoneurosomes
Phosphatase Inhibitor Cocktail IVAbcamab201115For inhibition of endogenous phosphatase activity during sample preparation
Potassium chloride (KCl)Sigma-AldrichP9541Krebs buffer component and for depolarization of synaptic terminals
Potassium phosphate monobasic ((KH2PO4)Sigma-AldrichP9791Krebs buffer component
Sodium borohydride (NaBH4)Sigma-Aldrich71320Component of Permeabilization buffer
Sodium chloride (NaCl)LabServ (Thermo Fisher Scientific)BSPSL944Krebs buffer component
Sodium hydrogen carbonate (NaHCO3)LabServ (Thermo Fisher Scientific)BSPSL900Krebs buffer component
SpectraMax i3xMolecular DevicesFor fluorometric measurements
SucroseFisher ChemicalS/8600/60Buffer ingredient for sample preparation
Swimnex Filter HolderMilliporeSx0001300Preparation of synaptoneurosomes
Tissue grinder 5 mL Potter-ElvehjemDuran Wheaton Kimble358034For tissue homogenization
Triton X-100Sigma-AldrichX100Component of Permeabilization buffer
Trizma baseSigma-AldrichT6066Buffer ingredient for sample preparation

Referenzen

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