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In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Repräsentative Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

In dieser Studie wird ein effizientes und reproduzierbares Tuina-Protokoll zur Behandlung der Schultersteife entwickelt, das in einem Rattenmodell etabliert wurde. Dieser Ansatz wird dazu beitragen, die Tuina-Therapie-Behandlungsmethode für Schultersteife zu untersuchen.

Zusammenfassung

Die Frozen Shoulder (FS) ist eine häufige Erkrankung, für die es keine definierte optimale Therapie gibt. Die Tuina-Therapie, eine Technik der Traditionellen Chinesischen Medizin (TCM), die zur Behandlung von FS-Patienten in chinesischen Krankenhäusern eingesetzt wird, hat hervorragende Ergebnisse gezeigt, aber ihre Mechanismen sind noch nicht vollständig verstanden. Aufbauend auf einer vorangegangenen Studie zielte diese Arbeit darauf ab, ein Tuina-Protokoll für ein FS-Rattenmodell zu entwickeln. Wir teilten 20 SD-Ratten nach dem Zufallsprinzip in Kontroll- (C; n = 5), FS-Modell- (M; n = 5), FS-Modell-Tuina-Behandlung (MT; n = 5) und FS-Modell-orale Behandlung (MO; n = 5) ein. In dieser Studie wurde die Gipsimmobilisierungsmethode verwendet, um das FS-Rattenmodell zu etablieren. Die Wirkung von Tuina und oralem Dexamethason auf den glenohumeralen Bewegungsumfang (ROM) wurde evaluiert und die histologischen Befunde bewertet. Unsere Studie zeigte, dass Tuina und orales Dexamethason in der Lage waren, das schulteraktive ROM zu verbessern und die Struktur der Kapsel zu erhalten, wobei sich die Tuina-Therapie als wirksamer erwies als orales Dexamethason. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass das in dieser Studie etablierte Tuina-Protokoll für FS hochwirksam war.

Einleitung

Die Frozen Shoulder (FS), auch bekannt als adhäsive Kapsulitis der Schulter, ist eine selbstlimitierende Erkrankung, die durch Schulterschmerzen und Bewegungseinschränkungen gekennzeichnet ist. Sie betrifft in der Regel Menschen im Alter zwischen 30 und 70 Jahren, mit einem Durchschnittsalter von 50 Jahren, und hat eine Prävalenz von etwa 5 % in der chinesischen Bevölkerung1. Es wird berichtet, dass Frauen eine 1,6-mal höhere Inzidenz von FS haben als Männer2. Die Prävalenz von FS ist bei Menschen mit Diabetes, Glukose- und Fettstoffwechselstörungen oder anderen verwandten Erkrankungen höher und liegt zwischen 10 % und 36 %2,3. Zu den aktuellen klinischen Behandlungen für FS gehören Physiotherapie, Steroidmedikamente und chirurgische Behandlungen4.

Es hat sich gezeigt, dass Tuina, eine Therapie der Traditionellen Chinesischen Medizin (TCM), Schulterschmerzen bei FS-Patienten wirksam lindert und ihre Lebensqualität verbessert 5,6. Die zugrundeliegenden Mechanismen dieser Behandlung sind jedoch nicht gut verstanden. Daher ist die Verwendung von Tiermodellen zur Untersuchung der Wirkungen und Mechanismen von Tuina bei der Behandlung von FS von entscheidender Bedeutung.

Das Schultergelenk der Ratte hat eine komplexe Struktur, die der der menschlichen Schulter ähnelt, und wird häufig in mechanistischen Studien von FS7 verwendet. Das FS-Rattenmodell ist gekennzeichnet durch einen Rückgang des Glenohumeral-ROM und der Kapselfibrose8. Darüber hinaus ermöglicht dieses Modell die Beobachtung der Schulterkapsel und ermöglicht pathologische Untersuchungen während der Reparatur der Verletzung9. Darüber hinaus werden orale Kortikosteroide häufig als Kontrollgruppe in der FS-Behandlungsforschung verwendet10. Diese Studie zielt darauf ab, ein Tuina-Protokoll für das FS-Rattenmodell zu entwickeln und demonstriert die Durchführbarkeit von Tierversuchen in der Tuina-Forschung, indem die Wirksamkeit der Tuina-Therapie und des oralen Dexamethasons verglichen wird.

Protokoll

Diese Studie wurde von der Ethikkommission des angeschlossenen Krankenhauses der Shandong-Universität für Traditionelle Chinesische Medizin genehmigt (Nummer: AWE-2022-023).

1. Versuchstiere

  1. Zwanzig männliche Sprague-Dawley (SD)-Ratten (7 Wochen alt, 250-280 g) wurden unter Standardbedingungen (Raumtemperatur [RT] 20-24 °C, Luftfeuchtigkeit 40%-60 % und 12 h/12 h Hell/Dunkel-Zyklus) untergebracht.

2. Gruppierungsmethode

  1. Gruppieren Sie die SD-Ratten in Kontrollgruppe (C), FS-Modell-Kontrollgruppe (M), FS-Modell-Tuina-Behandlungsgruppe (MT) und FS-Modell-orale Behandlungsgruppe (MO), die jeweils aus 5 Ratten bestehen. Halten Sie 5 Ratten pro Käfig (gleiche Gruppe).
  2. Nach 7 Tagen der Akklimatisierung immobilisieren Sie eine Schulter der Ratten in den M-, MT- und MO-Gruppen mit Gipsabdruck-Immobilisierung für 3 Wochen, um FS zu imitieren, wie im nächsten Abschnitt beschrieben.
  3. Verabreichen Sie den Ratten in der MT-Gruppe 2 Wochen lang eine Tuina-Therapie, wie in Abschnitt 4 beschrieben (Abbildung 1).
  4. Berechnen Sie die erforderliche Dosierung von Dexamethason für jedes Kilogramm Ratten (0,0675 mg/Tag) basierend auf der Dosierung für Erwachsene (0,75 mg/Tag) und dem Verhältnis von Ratten- zu menschlicher Körperoberfläche (0,018).
  5. Verabreichen Sie Ratten in der MO-Gruppe täglich eine intragastrische Dexamethasonlösung in einer Dosierung von 0,067 mg/kg/Tag um 7:00 Uhr für 2 Wochen.
    HINWEIS: Verwenden Sie diese Gruppierungsmethode, um die Wirkung des Tuina-Protokolls in dieser Studie zu bestätigen. Führen Sie die Gruppierungsmethode nach experimentellen Zwecken in verschiedenen Studien durch.

3. Entwicklung des FS-Modells

  1. Anästhesierung von Ratten mit Tribromethanol (250 mg/kg, durch intraperitoneale Injektion)11.
    HINWEIS: In Übereinstimmung mit den Anforderungen der Ethikkommission der Institution wurde eine Stammlösung aus Tribomoethanol (10 g) und tert-Amylalkohol (10 ml) bei 4 °C gelagert.  Vor der Verwendung wurde es mit destilliertem Wasser auf 2% verdünnt.
  2. Tragen Sie gipsgetränkte Bandagen auf die rechte Schulter und Brust der Ratten auf, wobei die rechte Vordergliedmaße 3 Wochen lang in einer Innenrotation des Schultergelenks um 90° gehalten wird (Abbildung 2)12.
    HINWEIS: Überwachen Sie Ratten, um sicherzustellen, dass sie normale physiologische Aktivitäten wie Gehen, Essen und Trinken ausführen können. Befestigen Sie den Gipsverband neu, wenn die Ratten keine normalen physiologischen Aktivitäten ausführen können.
  3. Bestätigung der erfolgreichen Etablierung des FS-Modells durch Beobachtung der Entwicklung von Symptomen wie Steifheit im rechten Schultergelenk, Kontraktion der rechten oberen Extremität, Muskelatrophie und Hinken bei Ratten13.

4. Tuina-Methode

HINWEIS: Während des gesamten Verfahrens muss der Prüfer persönliche Schutzausrüstung tragen. Nur ein einziger professioneller Tuina-Arzt muss alle Manipulationen durchführen (Abbildung 3, Abbildung 4 und Abbildung 5).

  1. Trainieren Sie mit dem Parameterbestimmungssystem der intelligenten Massagetechnik, das einen Mechanorezeptor und einen Computer umfasst (Abbildung 3A).
    1. Führen Sie Manipulationen an den Mechanorezeptor- und Kraftparametern in drei Richtungen durch, die über die Software angezeigt werden (Abbildung 3B).
    2. Verwenden Sie den Daumenfinger, um die rotierend-knetende Methode in einer rotatorischen Bewegung mit einer Kraft von 0,5 kg und einer Frequenz von 100-120 mal/min durchzuführen (Abbildung 3C).
    3. Verwenden Sie die Daumenfingerspitze, um die Punktpressmethode mit einer Kraft von 0,5 kg durchzuführen (Abbildung 3D).
    4. Führen Sie Tuina an den Ratten durch, indem Sie die in den Schritten 4.1.2 und 4.1.3 erwähnte mechanische Anzeige 1 Minute lang aufrechterhalten.
  2. Halten Sie die Ratte, bis sie sich beruhigt hat (~2 min). Führen Sie dann die Manipulation durch. Bringen Sie die Ratte in die seitliche Liegeposition, aber die Position kann sich je nach Manipulationsmethoden ändern.
  3. Klemmen Sie mit dem rechten Zeige- und Mittelfinger die rechte Vordergliedmaße der Ratte und beugen und strecken Sie sie mehrmals, um die Positionen des Schultergelenks, des Ellenbogengelenks und des Oberarmknochens der Ratte zu bestimmen.
  4. Die rechte Schulter, die Vordergliedmaße und den Rücken der Ratte mit dem Daumenbrei mit einer Stärke von 0,5 kg und einer Frequenz von 100-120 Mal/min 3 min im Uhrzeigersinn kneten (Abbildung 4A-C).
    1. Manipuliere die Muskeln der Vordergliedmaßen in der seitlichen Liegeposition.
    2. Manipuliere die Schulter- und Rückenmuskulatur in Bauchlage.
  5. Drücken Sie die Akupunkturpunkte LI15 (Jianyu), SI11 (Tianzong), HT01 (Jiquan) und LI11 (Quchi) vertikal mit der Daumenfingerspitze 30 Mal pro Akupunkturpunkt mit einer Stärke von 0,5 kg (Abbildung 4D-G).
    1. Verwenden Sie den Ratten-Akupunktur-Atlas, um die Position jedes Akupunkturpunkts zu definieren (Abbildung 5)14,15.
    2. Drücken Sie LI15, das sich in der Vertiefung anterior-inferior des Schulterdachendes befindet, in Bauchlage.
    3. Drücken Sie SI11, das sich in der Vertiefung zur Fossa infraspinatus in der Mitte der Wirbelsäule des Schulterblattes befindet, in Bauchlage.
    4. Drücken Sie HT01, das sich in der Mitte der Achselhöhle befindet, in Rückenlage.
    5. Drücken Sie LI11 in der Vertiefung medial des Extensor carpi radialis am lateralen Ende der Kubitalfalte in der lateralen Liegeposition.
  6. Halten Sie das Schultergelenk mit dem linken Daumen und Mittelfinger fest und strecken Sie die Vordergliedmaße 10 s lang in den Positionen Adduktion, Abduktion, vordere Streckung und hintere Streckung (Abbildung 4H-K).
    HINWEIS: Diese Dehnungsmethode muss bei Ratten ohne Widerstand durchgeführt werden.
  7. Pausieren Sie die Tuina-Prozedur, wenn die Ratte unruhig wird. Streicheln Sie die Ratte 10 Sekunden lang, um sie zu beruhigen, und fahren Sie dann mit dem Versuch fort.
  8. Führen Sie das Verfahren 2 Wochen lang täglich durch.

5. Messung des Glenohumeral-ROM

HINWEIS: Es ist wichtig, den Messvorgang so schnell wie möglich abzuschließen, um eine Degeneration des Gelenkkapselgewebes zu verhindern.

  1. Entfernen Sie das Schulterblatt und die proximalen zwei Drittel des Oberarmknochens en bloc, nachdem die Ratte mit einer übermäßigen Dosierung von Tribromethanol (3-fache Anfangsdosis durch intraperitoneale Injektion) geopfert wurde, wobei der untere Rand des Schulterblatts freigelegt wurde.
  2. Eine Injektionsnadel (1,2 cm x 0,45 mm) entlang des Oberarmschaftes in den Oberarmkopf einführen.
  3. Führen Sie zwei Injektionsnadeln senkrecht in die oberen und unteren Ecken des Schulterblatts auf Kunststoffschaum ein, der mit einem sterilen chirurgischen Tuch umwickelt ist.
  4. Befestigen Sie einen dünnen Faden an der Injektionsnadel am Oberarmschaft und ziehen Sie ihn am anderen Ende mit einer Kraft von 5 g parallel zum Oberarmschaft. Messen Sie den Winkel zwischen dem unteren Rand des Schulterblatts und dem Humerusschaft (Abbildung 6).
    HINWEIS: Um zuverlässige Ergebnisse zu gewährleisten, lassen Sie die Messungen von einem separaten Prüfer durchführen.
  5. Melden Sie Daten als Mittelwerte ±Standardabweichung (SD) mit einer Softwareanwendung für statistische Analysen.
    HINWEIS: Hier wurde die SPSS-Software (SPSS, Version 25.0) verwendet.
  6. Analysieren Sie die Unterschiede zwischen Gruppen mithilfe der unidirektionalen Varianzanalyse (ANOVA).
  7. Rufen Sie Balkengrafiken mit geeigneter Software ab.
    HINWEIS: Hier wurde GraphPad Prism 8 verwendet.
  8. Beurteilung der Kapselpathologie mittels H&E- und Masson-Färbung nach der Messung.

6. Vorbereitung des Abschnitts

  1. Nach der Auswertung des Glenohumeral-ROM werden die ganzen Proben 3 Tage lang in 4 % PFA fixiert, gefolgt von einer Entkalkung in EDTA-Lösung (pH 7,2) für weitere 2 Monate.
  2. Nach der Dehydrierung werden eingebettete Gewebeblöcke, die die Proben enthalten, in 5-μm-Scheiben16 geschnitten.
  3. Die Scheibe bei 65 °C 60 Min. trocknen.
  4. Die Scheibe entwachsen.
  5. Weichen Sie die Scheibe 7 Minuten lang in Xylol I, Xylol II und Xylol III ein, gefolgt von einer absteigenden Ethanolreihe (wasserfreies Ethanol, 5 min; 95 % Ethanol, 2 min; 80 % Ethanol, 2 min, und 70 % Ethanol, 2 min) und schließlich 2 Minuten lang in Reinstwasser.

7. H&E-Färbung

  1. Färben Sie die Abschnitte 5 Minuten lang mit Hämatoxylin, spülen Sie sie 3 Sekunden lang mit 1%igem Salzsäureethanol ab und waschen Sie sie 5 Minuten lang mit fließendem Wasser.
  2. Färben Sie die Partie 3 Minuten lang mit Eosin und waschen Sie sie mit Leitungswasser.
  3. Weichen Sie den Abschnitt in einer Ethanolreihe ein (95 % Ethanol I, 3 s; 95 % Ethanol II, 3 s; wasserfreies Ethanol I, 3 s und wasserfreies Ethanol II, 1 min) und tauchen Sie dann in eine Xylolreihe (Xylol I, 1 min; Xylol II, 1 min).
  4. Geben Sie einen Tropfen neutrale Gummiversiegelung auf jede Probe. Versiegeln Sie jede Probe mit einem Deckglas.
  5. Sammeln Sie Bilder mit einem inversen Fluoreszenzmikroskop (Maßstabsbalken = 100 μm).

8. Masson-Färbung

  1. Ziehen Sie mit einem immunhistochemischen Stift einen Kreis um die Schnitte und inkubieren Sie die Schnitte dann 2 h lang in Bouin-Lösung bei 37 °C bis Beizmittel. Anschließend die Partien mit Wasser waschen, bis die gelbe Farbe verschwunden ist.
  2. Behandeln Sie die Proben 3 Minuten lang mit Lapislazuliblau und waschen Sie sie dann mit destilliertem Wasser.
  3. Nachdem Sie die Schnitte 2 Minuten lang mit Hämatoxylin (Mayer) gefärbt haben, werden die Schnitte 3 s lang in der sauren Ethanol-Differenzierungslösung behandelt. Waschen Sie die Abschnitte dann 10 Minuten lang unter fließendem Wasser.
  4. Färben Sie die Abschnitte 10 Minuten lang mit Ponceau-Magenta-Farbstofflösung ein und waschen Sie sie anschließend mit Wasser.
  5. Tauchen Sie die Abschnitte 10 Minuten lang in die Phosphomolybdänsäurelösung.
  6. Fügen Sie den Abschnitten 5 Minuten lang Anilinblau-Färbelösung hinzu und waschen Sie sie dann 2 Minuten lang mit einer schwach sauren Arbeitslösung.
  7. Trocknen Sie die Abschnitte aus und machen Sie sie transparent, wie in Schritt 7.3 beschrieben.
  8. Geben Sie einen Tropfen neutrales Gummiversiegelungsmittel auf jeden Abschnitt und decken Sie ihn mit einem Deckglas ab. Lassen Sie die Abschnitte in einem Abzug trocknen.
  9. Sammeln Sie Bilder wie in Schritt 7.5 beschrieben.

Repräsentative Ergebnisse

Die körperliche Aktivität von Ratten wurde beobachtet, um den Erfolg oder Misserfolg des FS-Modells zu bewerten. Eine frühere Studie zeigte, dass die Gipsimmobilisierung die zurückgelegte Strecke und die Gehgeschwindigkeit im Vergleich zu normalen Ratten signifikant reduzierte17. Eine andere Studie deutete darauf hin, dass FS keinen Einfluss auf die zurückgelegte Strecke hatte und Hinken das häufigste Symptom war13. Diese Studie zeigte Steifheit im rechten Schultergelenk, Kontraktion der rechten oberen Extremität, Muskelatrophie und Hinken bei Ratten nach der Modellierung. Diese Läsionen in den MT- und MO-Gruppen waren nach 2-wöchiger Intervention vollständig verschwunden. In der M-Gruppe gab es jedoch keine signifikante Veränderung.

Das primäre Kriterium für die Beurteilung der Wirksamkeit von Tuina bei FS ist die Messung des Glenohumeral-ROM18. Wir beobachteten, dass die Durchschnittswerte des glenohumeralen ROM 149,3° ± 5,9° in der C-Gruppe, 111,1° ± 3,9° in der M-Gruppe, 128,5° ± 2,8° in der MT-Gruppe und 119,56° ± 2,9° in der MO-Gruppe betrugen. Wie in Abbildung 7 dargestellt, war das glenohumerale ROM der Ratten in der M-Gruppe signifikant niedriger als in der C-Gruppe (P < 0,0001). Darüber hinaus war das ROM in der MT- und MO-Gruppe signifikant höher als in der M-Gruppe (P < 0,05, P < 0,0001). Allerdings war das ROM in der MO-Gruppe signifikant niedriger als in der MT-Gruppe (P < 0,0001). Dieser Befund deutet darauf hin, dass Tuina die Funktion des Schultergelenks bei FS-Ratten signifikant verbessern kann.

Darüber hinaus können die H&E-Färbung und die Masson-Färbung die Wirkung von Tuina auf die Erhaltung der Struktur und die Verringerung der Fibrose in der Kapsel weiter demonstrieren. Um die Beobachtung zu erleichtern, wurde die Kapsel des Glenohumeralgelenks für histologische Befunde verwendet. Die Schultergelenkskapsel besteht aus synovialen und fibrösen Schichten19. Die H&E-Färbung zeigte eine Synoviozytenproliferation, abgeflachte Synovialfalten, Erythrozytenstauung und vaskuläre Proliferation in der M-Gruppe, die typische Merkmale von FS sind (Abbildung 8A,B). Diese Merkmale nahmen nach Tuina und oraler Dexamethason-Therapie bis zu einem gewissen Grad ab (Abbildung 8C,D). Im Vergleich zur MT-Gruppe wies die MO-Gruppe auch viele Synovialzellen auf. Die Masson-Färbung zeigte die Anordnung der Faserbündel in jeder Gruppe (gelbe Pfeile). Die Kapsel besteht aus einem losen Netzwerk von netzartigen Fasern mit Faserbündeln, die in einer sauberen Richtung angeordnet sind (Abbildung 8E). In der M-Gruppe waren die Faserbündel ungeordnet angeordnet, was auf eine Kapselfibrose hindeutet (Abbildung 8F). Die Kapseln von Ratten in der MT-Gruppe zeigten, dass die Faserbündel sauber und klar geschichtet sind, aber in der MO-Gruppe leicht ungeordnet bleiben (Abbildung 8G,H).

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Abbildung 1: Protokoll zur Etablierung des FS-Modells und der Tuina-Intervention. Die Ratten erhielten 7 Tage lang eine adaptive Fütterung, 21 Tage lang eine FS-Modelleinrichtung und eine Tuina-Therapie wurde 14 Tage lang täglich durchgeführt. Am 36. Tag wurden alle Ratten getötet. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Abbildung 2: Gipsimmobilisierung zur Etablierung eines Rattenmodells von FS. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

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Abbildung 3: Quantitative Kontrolle der Manipulation . (A) Intelligentes System zur Bestimmung der Parameter der Massagetechnik. (B) Drei Kräfte können als parallele Kraft entlang der X-Richtung, Längskraft entlang der Y-Richtung und vertikale Kraft entlang der Z-Richtung gemessen werden. (C) Stärke des Rotationsknetverfahrens. Die rote Kurve stellt die stabilisierte vertikale Kraft (0,5 kg) dar. Die orangefarbene Kurve stellt die reguläre Parallelkraft dar. Die weiße Kurve stellt die reguläre Längskraft dar. (D) Die Stärke des Punktpressverfahrens. Die rote Kurve stellt die vertikale Kraft (0,5 kg) dar. Orangefarbene und weiße Kurven stellen nichtparallele und longitudinale Kräfte dar. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Abbildung 4: Manipulation in der Tuina-Therapie. (A-C) Kneten Sie die Muskeln der rechten Schultern, der Vordergliedmaßen und des Rückens. (D-G) Drücken Sie LI15, SI11, HT01 und LI11. (H-K) Dehnen Sie die Vordergliedmaße in Adduktions-, Abduktions-, Vorder- und Hinterstreckungspositionen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Abbildung 5: Anatomische Positionen von LI15, SI11, HT01 und LI11 bei Ratten. ● Laterale Fläche, ○ Mediale Fläche. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Abbildung 6: Messung des glenohumeralen ROM. An einer Injektionsnadel, die in den Oberarmschaft eingeführt wird, wird ein dünner Faden befestigt und am anderen Ende mit einer Kraft von 5 g parallel zum Oberarmschaft gezogen. Der Winkel zwischen dem unteren Rand des Schulterblatts und dem Humerusschaft wird als Glenohumeral-ROM gemessen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

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Abbildung 7: Glenohumerales ROM in drei Gruppen von Ratten. Die Werte sind Mittelwerte ± S.D., n = 5. Signifikante Unterschiede werden durch die Einweg-ANOVA angezeigt (a P < 0,001 und bP < 0,0001). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Abbildung 8: Histologische Befunde der Schulterkapsel. (A,E) Die Kontrollgruppe weist eine normale Kapselstruktur auf (H&E- und Masson-Färbung). (B,F) Die FS-Modellgruppe veranschaulicht Veränderungen in der Struktur der Kapsel wie folgt: abgeflachte Synovialfalten, Kapselfibrose und gestörte Faserbündel (H&E- und Masson-Färbung). (C,G). Das FS-Modell in Kombination mit der Tuina-Gruppe zeigt, dass die Struktur der Kapsel nahezu normal ist und eine Fibrose nicht offensichtlich ist (H&E- und Masson-Färbung). (D,H) Das FS-Modell in Kombination mit oralem Dexamethason zeigt, dass die Struktur der Kapsel nahezu normal ist und eine Fibrose offensichtlich ist (H&E- und Masson-Färbung). Maßstabsbalken = 100 μm. HH: Kopf des Oberarmknochens; schwarzer Pfeil: Synovialfalten; roter Pfeil: Erythrozytenstauung und vaskuläre Proliferation; Gelber Pfeil: Faserbündel. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Diskussion

Der erste kritische Schritt ist die Modellauswahl. Aufgrund der Schwierigkeit bei der Implementierung des primären FS-Modells werden häufig Gipsimmobilisierung und chirurgische interne Fixation zur Etablierung von FS-Rattenmodellen verwendet 9,12. Die schwerste Einschränkung der Schulterbeweglichkeit und die Fibrose der Kapsel wurden im FS-Modell beobachtet, das durch Gipsruhigstellung für 3 Wochen hergestellt wurde12,20. In dieser Studie waren die Erfolgsquoten des FS-Modells mit 100 % Erfolg ausgezeichnet.

Der zweite kritische Schritt sind die Manipulationen, die in diesem Protokoll verwendet werden. In dieser Studie wurden drei Manipulationen (Kneten, Pressen und Dehnen) verwendet. Die Weichteilknet-Manipulation wurde auf die Schulter, das Schulterblatt und den Oberarm angewendet, um die Muskeln zu entspannen. Die Pressmanipulation wurde durchgeführt, indem Druck auf Akupunkturpunkte wie LI15, SI11, HT01 und LI11 ausgeübt wurde, die in der klinischen Praxis am häufigsten für FS 5,21 verwendet werden. LI15, SI11 und HT01 befinden sich in Positionen um die Schulterkapsel herum und können bei der Verbesserung des ROM und der Schulterfunktion wirksam sein22. LI11 wird häufig bei motorischen Beeinträchtigungen der oberen Extremitäten eingesetzt und befindet sich im selben Meridian wie LI15. Diese Akupunktur-Matching-Methode trägt dazu bei, die Wirksamkeit von LI1523 zu verbessern. Nach der vollständigen Entspannung wurden Dehnungstechniken angewendet, um die funktionellen Aktivitäten wiederherzustellen.

Das mögliche Problem in diesem Protokoll ist, dass Ratten während Tuina eine starke Resistenz zeigen, die eher durch Angst als durch Überschreitung der Toleranz der Ratten verursacht werden kann. An diesem Punkt sollten die Manipulationen gestoppt werden, bis sich die Ratten beruhigt haben (Streicheln für 10 s beruhigt die Ratten). Darüber hinaus sollte das Ausmaß der Dehnung entsprechend den Symptomen der Ratten angepasst werden. Anfangs war die Einschränkung des Schultergelenks offensichtlich, und die Dehnungsamplitude war gering. Zusammen mit der Intervention erholte sich die Schultergelenksfunktion der Ratten allmählich und die Amplitude der Dehnung nahm progressiv zu. Der Standard ist, dass Ratten die Dehnungsmethode ohne Widerstand akzeptieren können. Schließlich haben Ratten ein gewisses Maß an Aggression, und Tuina benötigt einen längeren Kontakt mit Ratten, daher ist es wichtig, persönliche Schutzausrüstung zu tragen.

Die quantitative Kontrolle der Manipulation ist in Tuina-Experimenten am schwierigsten. Während ein Massagemanipulationssimulator verwendet werden kann, um die Stärke und Häufigkeit einer einzelnen Manipulation zu steuern, ist diese Methode begrenzt, wenn mehrere Manipulationen und Behandlungsstellen beteiligt sind24,25. In der klinischen Praxis wird Tuina in der Regel direkt von Ärzten durchgeführt, und in dieser Studie war es schwierig, mit medizinischen Geräten einzugreifen. Um die Stimulation zu steuern, kann das intelligente Parameterbestimmungssystem der Massagetechnik verwendet werden, um das Training von Tuina zu standardisieren. Nach dem Training kann der Untersucher bis zu einem gewissen Grad die gleiche Kraft auf jede Ratte anwenden. Die Haupteinschränkung dieses Protokolls besteht darin, dass Manipulationen nicht vollständig kontrolliert werden können.

Die TCM-Tuina-Therapie hat eine reiche Geschichte der Anwendung in ganz China, wobei verschiedene Ärzte in Krankenhäusern unterschiedliche Kombinationen von Manipulations- und Behandlungsstellen verwenden. Daher ist es wichtig, replizierbare und wirksame Protokolle sowohl für Tierversuche als auch für klinische Studien zu erstellen. In dieser Studie basierten die verwendeten Manipulationen und Akupunkturpunkte auf einer früheren Studie unseres Teams, die unsere klinische Erfahrung mit den Merkmalen des FS-Tiermodells21 kombinierte. Diese Studie zeigte die Wirksamkeit des entwickelten Tuina-Protokolls bei der Verbesserung der Schultergelenksfunktion und der Verringerung der Kapselfibrose bei FS-Ratten. Diese Ergebnisse bilden die Grundlage für weitere Untersuchungen der Mechanismen, die der Tuina-Behandlung zugrunde liegen. Darüber hinaus kann das Protokoll für Forscher nützlich sein, die daran interessiert sind, die Wirksamkeit alternativer medizinischer Behandlungen für FS zu untersuchen.

Eine frühere Studie ergab, dass der Mechanismus der Tuina-Intervention bei Fibrose mit der Herunterregulierung von TGF-β und CTGF zusammenhängen könnte, während das Gleichgewicht von MMP-1/TIMP-1 reguliert wird, wodurch die Produktion der extrazellulären Matrix (ECM) verringert wird26. Die Wirkung von Tuina auf die Fibrose der Schulterkapsel kann durch die Regulierung verschiedener Mechanismen erreicht werden. Es sind jedoch weitere Untersuchungen erforderlich, um die Mechanismen, die an dieser Verbesserung beteiligt sind, vollständig zu verstehen.

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch den Wissenschafts- und Technologieentwicklungsplan 2020 in der Stadt Jinan (Fördernummer 202019059), das Wissenschafts- und Technologieprojekt für traditionelle chinesische Medizin der Provinz Shandong (Fördernummer 2021Q080) und das Erbprojekt der Qilu School of Traditional Chinese Medicine (Fördernummer [2022]93) unterstützt.

Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
4% paraformaldehydeSolarbioP1110
Embedding machineChangzhou Paisijie Medical Equipment Co., LtdBM450A
Ethylene Diamine Tetraacetic Acid (EDTA)SolarbioE1171
Hematoxylin eosin (HE) staining kitSparkjadeEE0012
Intelligent-massage technique parameter determination systemShanghai Dukang Intrument Equipment Co. LtdZTC-figure-materials-719
MicrotomeLeica531CM-Y43

Modified Masson Trichrome Staining Solution		Shanghai yuanye Bio-Technology Co., LtdR20381-8Bouin 50 mL;
lapis lazuli blue dye 50 mL;
Hematoxylin (Mayer) 50 mL;
acidic ethanol differentiation solution 50 mL;
ponceau magenta dye solution 50 mL;
phosphomolybdic acid solution 50 mL;
aniline blue staining solution 50 mL;
 weak acid 50 mL
TribromoethanolMacklinT903147-5

Referenzen

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