Hochauflösende Respirometrie zur Beurteilung der Mitochondrienfunktion in menschlichen Spermien

Zusammenfassung

Die Analyse der Mitochondrienfunktion von Spermien mittels hochauflösender Respirometrie ermöglicht die Messung des Sauerstoffverbrauchs von frei beweglichen Spermien in einem geschlossenen Kammersystem. Die Technik kann zur Messung der Atmung in menschlichen Spermien eingesetzt werden, die Informationen über die mitochondrialen Eigenschaften und die Integrität der Spermien liefert.

Zusammenfassung

Die Samenqualität wird oft durch eine routinemäßige Samenanalyse untersucht, die beschreibend und oft nicht schlüssig ist. Männliche Unfruchtbarkeit ist mit einer veränderten mitochondrialen Aktivität der Spermien verbunden, so dass die Messung der mitochondrialen Funktion der Spermien ein Indikator für die Spermienqualität ist. Die hochauflösende Respirometrie ist eine Methode zur Messung des Sauerstoffverbrauchs von Zellen oder Geweben in einem geschlossenen Kammersystem. Diese Technik kann zur Messung der Atmung in menschlichen Spermien eingesetzt werden und liefert Informationen über die Qualität und Integrität der Spermienmitochondrien. Die hochauflösende Respirometrie ermöglicht es den Zellen, sich frei zu bewegen, was bei Spermien a priori von Vorteil ist. Diese Technik kann mit intakten oder permeabilisierten Spermien angewendet werden und ermöglicht die Untersuchung der intakten Mitochondrienfunktion der Spermien und der Aktivität einzelner Atmungskettenkomplexe. Das hochauflösende Oxygraph-Gerät verwendet Sensoren zur Messung der Sauerstoffkonzentration in Verbindung mit einer empfindlichen Software zur Berechnung des Sauerstoffverbrauchs. Die Daten werden verwendet, um Atmungsindizes auf der Grundlage der Sauerstoffverbrauchsverhältnisse zu berechnen. Folglich sind die Indizes die Anteile von zwei Sauerstoffverbrauchsraten und werden intern auf die Zellzahl oder Proteinmasse normiert. Die Atmungsindizes sind ein Indikator für die mitochondriale Funktion und Dysfunktion der Spermien.

Einleitung

Es wird geschätzt, dass männliche Unfruchtbarkeit 40%-50% aller Fälle von Unfruchtbarkeit bei Paaren ausmacht¹. Die konventionelle Samenanalyse spielt eine entscheidende Rolle bei der Bestimmung der männlichen Fruchtbarkeit. Etwa 15 % der unfruchtbaren Männer haben jedoch normale Spermienparameter². Darüber hinaus liefert die routinemäßige Samenanalyse nur begrenzte Informationen über die Spermienfunktion und spiegelt keine subtilen Spermiendefekte wider³.

Spermienmitochondrien haben eine besondere Struktur, da sie als spiralförmige Hülle um die Geißeln angeordnet sind. Die mitochondriale Hülle enthält eine variable Anzahl von Mitochondrien, die durch intermitochondriale Linker verbunden und durch geordnete Proteinanordnungen auf der äußeren Mitochondrienmembran mit dem Zytoskelett verankert sind ^4,5. Diese Struktur macht es besonders schwierig, die Mitochondrien der Spermien zu isolieren. Daher werden in den meisten Studien zur mitochondrialen Funktion von Spermien In-situ-Analysen oder demembranierte Spermien verwendet⁶.

Die mitochondriale Struktur und Funktion der Spermien wurde konsistent mit männlicher Unfruchtbarkeit in Verbindung gebracht 7,8,9,10,11, was darauf hindeutet^, dass die Analyse der Struktur und Funktion dieser Organellen ein guter Kandidat für die Einbeziehung in die Spermienanalyse sein könnte.

Mitochondrien spielen eine wichtige Rolle im zellulären Energiestoffwechsel, insbesondere durch die Verwendung von Sauerstoff zur Herstellung von Adenosintriphosphat (ATP) durch oxidative Phosphorylierung (OXPHOS). Insbesondere bei Spermien ist die Quelle von ATP (Glykolyse vs. OXPHOS) umstritten, und viele der Daten bleiben umstritten und hängen von verschiedenen experimentellen Ansätzen ab 4,12,13. Messungen der Atmung mittels Oximetrie bieten signifikante Einblicke in die mitochondriale Atmungskapazität, die mitochondriale Integrität und den Energiestoffwechsel der Zelle^14,15,16. Traditionell wurde diese Technik mit der Clark-Sauerstoffelektrode durchgeführt - einem Instrument, das seit mehr als 50 Jahren zur Messung der mitochondrialen Atmung verwendet wird^17,18. Darüber hinaus wurde der mitochondriale Sauerstoffverbrauch der Spermien mit der klassischen Clark-Sauerstoffelektrode 19,20,21 analysiert. Die hochauflösende Respirometrie (HRR) mit Oxygraphen (Oroboros) bietet eine höhere Sensitivität als die Verwendung klassischer Respirometriegeräte²². Die Oxygraphen bestehen aus zwei Kammern mit Injektionsanschlüssen, und jede Kammer verfügt über einen polarographischen Sauerstoffsensor. Mit dieser Technik ist es möglich, Gewebeobjektträger, Zellen und isolierte mitochondriale Suspensionen zu analysieren. Die Probe wird in der Kammer kontinuierlich gerührt, und während des Experiments wird der Sauerstoffverbrauch gemessen und die Sauerstoffraten mit einer speziellen Software berechnet. Die Kammern weisen eine reduzierte Sauerstoffleckage auf, was ein Vorteil gegenüber den herkömmlichen Sauerstoffelektrodenvorrichtungen^14,23 ist.

Wie bei anderen Zellen ist auch bei Spermien die Empfindlichkeit der HRR-Geräte höher als bei der herkömmlichen Respirometrie, was bedeutet, dass HRR-Geräte für die Analyse einer begrenzten Anzahl intakter oder permeabilisierter Samenzellen verwendet werden können. Es gibt zwei Hauptstrategien zur Beurteilung der mitochondrialen Funktion von Spermien mittels HRR: (a) Messung des Sauerstoffverbrauchs in intakten Zellen, bei der die Atmungsfunktion in einem Medium, das Substrate wie Glukose enthält, reproduziert wird, oder (b) Messung des Sauerstoffverbrauchs in permeabilisierten Zellen unter Verwendung eines der OXPHOS-Komplexe, wobei spezifische Substrate hinzugefügt werden, um jede Funktion separat zu überwachen.

In der vorliegenden Studie beschreiben wir den Einsatz von HRR zur Bestimmung der mitochondrialen Atmung in menschlichen Samenzellen.

Protokoll

Die Experimente wurden von der Ethikkommission der Facultad de Medicina de la Universidad de la República, Montevideo, Uruguay, genehmigt.

Abbildung 1: Arbeitsablauf für hochauflösende Respirometrie zur Beurteilung der mitochondrialen Funktion in intakten und permeabilisierten menschlichen Spermien. Das Protokoll wurde in vier verschiedene Schritte unterteilt: 1) Vorbereitung der Probe, 2) Sauerstoffkalibrierung im Oroboros-Instrument, 3) Messung des Sauerstoffverbrauchs für intakte und permeabilisierte Zellen und 4) Datenextraktion aus dem Gerät und Analyse. Abkürzungen: CASA = computergestützte Spermienanalyse; BWW = Biggers Whitten Whittingham mittel; MRM = mitochondriales Atmungsmedium; ADP = Adenosindiphosphat; FCCP = Carbonylcyanid -p-Trifluormethoxyphenylhydrazon; AA = Antimycin A. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

HINWEIS: Der Arbeitsablauf zur Messung des Sauerstoffverbrauchs in Spermien mit HRR ist in Abbildung 1 dargestellt. Informationen zu den Materialien, Geräten und Reagenzien, die im Protokoll verwendet werden, sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Vorbereitung der Probe

1. Musterkollektion
   1. Sammeln Sie frisch ejakuliertes menschliches Sperma durch Masturbation nach einer empfohlenen 3-tägigen Abstinenz in einem sterilen Kunststoffbehälter. Transportieren Sie die Proben sofort ins Labor.
   2. Inkubieren Sie die Proben für 30-60 Minuten bei Raumtemperatur (RT), um sie vollständig zu verflüssigen²⁴.
   3. Lagern Sie die Proben nach der Verflüssigung bei 37 °C, bis das Experiment beginnt.
2. Spermienauswertung mit computergestützter Spermienanalyse (CASA)
   1. Mischen Sie die Probe und geben Sie 7 μl in eine vorgewärmte Spermienzählkammer.
   2. Stellen Sie die Kammer auf den vorgewärmten (37 °C) Tisch eines Direktlichtmikroskops.
   3. Öffnen Sie die computergestützte Spermienanalyse-Software und geben Sie das Modul Beweglichkeit und Konzentration auf (klicken Sie auf Mot).
   4. Wählen Sie die Konfiguration aus, die den Bedingungen für menschliche Spermien entspricht.
      HINWEIS: Die Konfiguration muss an die Art und Tiefe der Kammer sowie an die Probenart und das System CASA angepasst werden.
   5. Analysieren Sie nach dem Zufallsprinzip 10 verschiedene Felder pro Kammer, indem Sie auf die Schaltfläche Analysieren klicken.
   6. Klicken Sie auf Ergebnisse , um die Probenkonzentration und -motilität zu erhalten.
3. Vorbereitung der Zellen
   HINWEIS: Wenn der HRR nicht kalibriert ist, beginnen Sie mit den Schritten 2.1-2.2, bevor Sie die Zellen vorbereiten (Schritt 1.3). Es ist wichtig, den Sauerstoffverbrauch sofort zu messen, wenn die Samenzellen im Medium resuspendiert werden.
   1. Die Proben werden bei 400 x g für 10 min bei RT zentrifugiert.
   2. Entfernen Sie das Samenplasma und resuspendieren Sie die Spermien in 2 ml Biggers Whitten Whittingham (BWW) für Experimente mit intakten Zellen oder mitochondriales Atmungsmedium (MRM) für Studien mit permeabilisierten Zellen. Die Zusammensetzung der Medien ist in Tabelle 1 dargestellt.
   3. Wiederholen Sie die in Schritt 1.2 beschriebenen Schritte für Spermienkonzentrationsuntersuchungen.

2. Hochauflösende Respirometrie: OXPHOS-Analyse

HINWEIS: HRR integriert hochempfindliche Oxygraphen (Oxygraph-2 K; Oroboros Instruments GmbH, Innsbruck, Österreich) mit Software (DatLab, Version 4.2; Oroboros Instruments GmbH). Die experimentellen Daten werden als Sauerstoffkonzentration in Abhängigkeit von der Zeit (als pmol von O₂/10⁶ Zellen·min−1) und als ^{Echtzeittransformationen} dieser Daten angezeigt, so dass der Experimentator die Atmung (Sauerstoffverbrauch, Sauerstofffluss) biologischer und biochemischer Proben verfolgen kann, während das Experiment noch läuft. Die HRR kann verwendet werden, um die Atmung lebender und beweglicher Zellen zu verfolgen, was besonders für Spermien nützlich ist, deren Beweglichkeit mit der Spermienqualität und dem Fruchtbarkeitspotenzial verbunden ist. Das Labor verwendet einen HRR Oroboros Oxygraph2-k, Oroboros Instruments, mit zwei Kammern. Die in diesem Protokoll beschriebenen Schritte müssen für beide 2-ml-Kammern unabhängig voneinander durchgeführt werden.

1. Vorbereitung der Ausrüstung
   1. Schalten Sie den HRR ein und verbinden Sie ihn mit der Respirometrie-Software (DatLab) zur Datenerfassung und -analyse.
   2. Ersetzen Sie das 70%ige Ethanol in der Oxygraphenkammer durch ddH₂O. Rühren Sie es kontinuierlich mit dem magnetischen Rührstab in der Kammer bei 750 U/min um. 10 min stehen lassen und anschließend das doppelt destillierte (dd)_H2Oabsaugen.
   3. Waschen Sie die Kammer dreimal mit ddH₂O für jeweils 5 Minuten.
      HINWEIS: Dieser Schritt ist notwendig, um das verbleibende Ethanol aus den Kammern zu entfernen. Samenzellen reagieren sehr empfindlich auf Ethanol. Die Aufzeichnung könnte beeinträchtigt werden, wenn dieser Schritt weggelassen wird.
2. Kalibrierung der Sauerstoffsensoren
   HINWEIS: Das Kalibrierungsverfahren variiert je nach Gerät leicht. Eine Luftkalibrierung des polarographischen Sauerstoffsensors durchführen, wie vom Hersteller²⁵ beschrieben. In diesem Abschnitt wird das Kalibrierungsprotokoll kurz erläutert.
   1. Entfernen Sie das_ddH2O und pipettieren Sie 2 ml desselben Mediums, das für die Zellvorbereitung verwendet wurde, in die Kammer. Setzen Sie die Stopfen auf und lassen Sie eine Luftaustauschblase erhalten.
      HINWEIS: Es ist wichtig, das Volumen der Kammer zu kennen, um das genaue Volumen des benötigten Mediums zu bestimmen.
   2. Notieren Sie die Sauerstoffkalibrierwerte (klicken Sie auf Layout > 01 Calibration Exp. Gr3-Temp), um die Leistung der Sensormembran zu überwachen, indem Sie das Medium mit dem Rührstab bei 750 U/min für mindestens 30 min bei 37 °C rühren. Verwenden Sie die anderen Einstellungen wie erwähnt: Verstärkung für Sensor: 2; Polarisationsspannung: 800 mV; Datenaufzeichnungsintervall: 2,0 s.
      ANMERKUNG: Es wird erwartet, dass eine unkorrigierte_O2-Steigung (rote Linie) innerhalb von ±2 pmol∙s⁻1∙mL⁻¹ mit einem stabilen Signal des polarographischen Sensors erzielt wird.
   3. Ziehen Sie die Maus bei gedrückter linker Maustaste und Umschalttaste, um einen Bereich auszuwählen, in dem die Änderung der Sauerstoffkonzentration (Y1 O2-Konzentration, blaue Linie) stabil ist.
   4. Öffnen Sie das Fenster O2-Kalibrierung (klicken Sie auf Oxygraph > _{O2-Kalibrierung}). Ändern Sie in der Luftkalibrierung die ausgewählte Markierung in den in Schritt 2.2.3 ausgewählten Bereich. Klicken Sie abschließend auf Kalibrieren und in Zwischenablage kopieren.
   5. Stoppen Sie die Aufnahme und speichern Sie, indem Sie auf Oxygraph > Ok Control > Save and Disconnect klicken.
      HINWEIS: Dieses Dataset muss gespeichert werden, damit es in allen Experimenten des Tages verwendet werden kann. Die Kalibrierung wird nur einmal pro Tag für jedes Medium durchgeführt.
3. Digitonin-Permeabilisierungs-Titration
   1. Öffnen Sie die Kammer und saugen Sie das Medium im Inneren an.
   2. In die Kammer werden mindestens 24 x 10 6 und nicht mehr als 70 x 10⁶ Samenzellen in einem Endvolumen von 2 ml MRM geladen.
      HINWEIS: Es ist wichtig, die Anzahl der Zellen in der Kammer zu messen, um den Sauerstoffverbrauch am Ende des Experiments anzupassen. Eine geringere Anzahl von Zellen als empfohlen kann nicht gemessen werden.
   3. Schließen Sie die Kammer, indem Sie die Stopfen ganz hineindrücken und saugen Sie die restliche Flüssigkeit oben an. Starten Sie das Experiment mit den gleichen Einstellungen wie bei der Kalibrierung: Rührgeschwindigkeit: 750 U/min; Temperatur: 37 °C; Verstärkung für Sensor: 2; Polarisationsspannung: 800 mV; und Datenaufzeichnungsintervall: 2,0 s.
   4. Um die Kalibrierung zu laden, doppelklicken Sie auf das Feld Pos Calib in der unteren Ecke. Öffnen Sie die in Schritt 2.2 durchgeführte Kalibrierung (klicken Sie auf Oxygraph > O2-Kalibrierung > Aus Datei kopieren) und klicken Sie auf Kalibrieren und in Zwischenablage kopieren.
      HINWEIS: Die POS-Calib-Box wechselt von gelb zu grün. Die Daten werden in Diagrammen mit Sauerstoffdurchfluss pro Volumen korrigiert angezeigt (Layout 05 Fluss pro Volumen unkorrigiert). In Oxygraph > Layout stehen verschiedene Layouts zur Verfügung.
   5. Fügen Sie 5 μl 0,5 M Adenosindiphosphat (ADP), 10 μl 2 M Glutamat und 2,5 μl 0,4 M Malat hinzu (Endkonzentrationen: 1,25 mM, 10 mM und 0,5 mM). Messen Sie den Sauerstoffverbrauch, bis sich das Signal stabilisiert hat.
      HINWEIS: Präzisions-Mikrospritzen von Hamilton werden für die Injektion durch die Ladeöffnung im Stopfen verwendet. Verwenden Sie eine Spritze pro Medikament, um eine Kreuzkontamination zu vermeiden. Klicken Sie auf F4 , um sich zu registrieren, und markieren Sie im Sauerstoffregister, wenn eine Behandlung hinzugefügt wird.
      HINWEIS: Die Substrate werden in Reinstwasser vorbereitet und 3 Monate lang bei −20 °C gelagert.
   6. Tritatieren Sie durch Zugabe von 1 μl 10 mM Digitonin in aufeinanderfolgenden Schritten, bis der Sauerstoffverbrauch ein maximales Niveau erreicht.
      HINWEIS: Eine gründliche Reinigung mit Wasser, 70 % Ethanol und 100 % Ethanol ist unerlässlich, wenn dieselbe Kammer für zwei Experimente am selben Tag verwendet wird.
      HINWEIS: Digitonin wird in Reinstwasser hergestellt und 3 Monate lang bei −20 °C gelagert.
4. Routinemäßiges Protokoll zur Beurteilung der Atemwege für intakte und permeabilisierte Samenzellen (Komplex I oder Komplex II)
   1. Öffnen Sie die Kammer und saugen Sie das Medium im Inneren an.
   2. Mindestens 24 x 10 6 und nicht mehr als 70 x 10⁶ Samenzellen in einem Endvolumen von 2 ml BWW (intakte Zellanalyse) oder MRM (permeabilisierte Zellanalyse) in die Kammer geben.
   3. Starten Sie das Experiment mit den gleichen Einstellungen wie bei der Kalibrierung (dies ist in Schritt 2.3.3 beschrieben).
   4. Laden Sie die in Schritt 2.2 durchgeführte Kalibrierung wie in Schritt 2.3.4 beschrieben.
   5. Zeichnen Sie die Atmung der Zellen mindestens 5 Minuten lang auf, bis ein stabiles Signal erhalten wird. Diese Messung entspricht der basalen Atmung in intakten Zellen.
   6. Wenn das Experiment mit intakten Zellen durchgeführt wird, fahren Sie mit Schritt 2.4.9 fort. Bei permeabilisierten Zellen werden 4,5 μl 10 mM Digitonin (Endkonzentration: 22,5 μM) injiziert. Permeabilisieren Sie die Zellen für 5 Minuten.
   7. Fügen Sie die Substrate hinzu: 10 μl 2 M Glutamat und 2,5 μl 0,4 M Malat (Endkonzentrationen: 10 mM bzw. 0,5 mM) für Komplex I oder 20 μL 1 M Succinat (Endkonzentration: 10 mM) für Komplex II. Messen Sie den Sauerstoffverbrauch, bis das Signal ansteigt und sich stabilisiert. Dies ist Zustand 4, was bedeutet, dass der Basalkomplex I oder der Basalkomplex II die Atmung in Abwesenheit von ADP unterstützt.
      HINWEIS: Die Substrate werden in Reinstwasser vorbereitet und 3 Monate lang bei −20 °C gelagert.
   8. Injizieren Sie 5 μl 0,5 M ADP (Endkonzentration: 1,25 mM). Messen Sie den Sauerstoffverbrauch, bis das Signal ansteigt und sich stabilisiert. Die Zugabe von ADP erhöht das Signal, das dem maximalen Sauerstoffverbrauch durch Komplex I oder Komplex II entspricht (Zustand 3, in permeabilisierten Zellen).
   9. Fügen Sie 1 μl 4 mg/ml Oligomycin (Endkonzentration: 2 μg/ml), einen ATP-Synthetase-Inhibitor, hinzu. Messen Sie den Sauerstoffverbrauch, bis das Signal abnimmt und sich stabilisiert.
      HINWEIS: Oligomycin wird in Ethanol hergestellt und 3 Monate lang bei −20 °C gelagert.
   10. Titrieren durch Zugabe von 1 μl 0,1 mM zu 1 mM Carbonylcyanid-P-trifluormethoxy-phenylhydrazon (FCCP) in aufeinanderfolgenden Schritten, bis eine maximale entkoppelte Atmungsrate erreicht ist. Messen Sie den Sauerstoffverbrauch, bis das Signal ansteigt und sich stabilisiert.
       HINWEIS: FCCP wird in Ethanol hergestellt und 3 Monate lang bei −20 °C gelagert.
   11. Die Endkonzentration von FCCP ist probenabhängig. Hören Sie auf, das Medikament zu injizieren, wenn der Sauerstoffverbrauch zu sinken beginnt.
   12. Zum Schluss injizieren Sie 1 μl 5 mM Antimycin A (2,5 μM Endkonzentration). Dabei handelt es sich um einen Komplex-III-Inhibitor zur Unterscheidung zwischen dem mitochondrialen und dem Restsauerstoffverbrauch (nicht-mitochondriale Atmung). Für die Analyse von Komplex I wird anstelle von AA 1 μl 1 μl 1 mM Rotenon (0,5 μM Endkonzentration), ein Inhibitor dieses Komplexes, zugegeben. Messen Sie den Sauerstoffverbrauch, bis das Signal abnimmt und sich stabilisiert.
       HINWEIS: Die Arzneimittel werden in Ethanol zubereitet und 3 Monate lang bei −20 °C gelagert.

3. Datenextraktion und -analyse

Abbildung 2: Erfassung von respiratorischen Parametern aus einem hochauflösenden Respirometrie-Experiment. (A,B) Schematische Darstellungen von Graphen, die wie in Abbildung 1 beschrieben für intakte bzw. permeabilisierte Zellen erhalten wurden. Diese Parameter wurden bereits beschrieben¹⁵. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

1. Ziehen Sie die Maus, indem Sie die linke Maustaste und die Umschalttaste drücken, um Bereiche auszuwählen, in denen der Sauerstofffluss pro Volumen korreliert (Y2 O2 slope uncorr., rote Linie) nach der Injektion eines Substrats oder Inhibitors stabil ist. Figur 2 zeigt die verschiedenen Parameter, die aus dem zuvor beschriebenen Register¹⁵ gewonnen werden.
   HINWEIS: Die Parameter hängen vom Experiment ab. alle sind wie folgt: basale Atmung in intakten Zellen und Atmung in Gegenwart von Glutamat/Malat oder Succinat (Zustand 4), ADP (Zustand 3), Oligomycin (Protonenleck), FCCP (maximale Atemfrequenz), Rotenon/AA (nicht-mitochondriale Atmung). In permeabilisierten Zellen entspricht die basale Atmung dem Zustand 3.
2. Klicken Sie auf die Fenster Markierungen > Statistiken , und exportieren Sie die Daten.
3. Normalisieren Sie die erhaltenen Daten pro 1 Million Samenzellen. Die Einheiten der Steigungen sind pmolO₂·s−1·^mL−1·¹⁰⁻⁶ Zellen.
4. Subtrahieren Sie den nicht-mitochondrialen Sauerstoffverbrauch von allen Werten, bevor Sie die Indizes berechnen.
5. Berechnen Sie die Indizes mit den verschiedenen Gleichungen, die zuvor¹⁵ beschrieben wurden:
   

Ergebnisse

Bestimmung der optimalen Konzentration von Digitonin in Samenzellen
In diesem Protokoll stellen wir die Verwendung von HRR vor, um Veränderungen von OXPHOS in menschlichen Samenzellen in Echtzeit zu überwachen. Da die Methode zur Analyse von intakten oder Digitonin-permeabilisierten Spermien verwendet werden kann, stellen wir zunächst die Standardisierung der Digitoninkonzentration vor, die für die Permeabilisierung von Spermien erforderlich ist (Abbildung 3).

Diskussion

Die HRR hängt entscheidend von mehreren Schritten ab: (a) der Wartung der Geräte, (b) der genauen Kalibrierung der Sauerstoffsensoren, (c) der Entkopplertitration²⁶ und schließlich (d) der angemessenen Verwendung von Indizes, die die mitochondriale Funktion darstellen. Die Wartung der Geräte ist von entscheidender Bedeutung. Es wird empfohlen, die Membranen des polarographischen Sauerstoffsensors regelmäßig auszutauschen und den instrumentellen Untergrund zu korrigieren. Ein ausgiebiges Wasc...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Acid free- Bovine serum albumine	Sigma Aldrich	A8806
Adenosine 5'-diphosphate monopotassium salt dihydrate	Sigma Aldrich	A5285
Animycin A from streptomyces sp.	Sigma Aldrich	A8674
Calcium chloride	Sigma Aldrich	C4901
carbonyl cyanide-P- trifluoromethoxy-phenylhydrazone	Sigma Aldrich	C2920
DatLab sofware version 4,2	Oroboros Instruments GmbH	N/A
D-glucose	Sigma Aldrich	G7021
Digitonin	Sigma Aldrich	D141
EGTA	Sigma Aldrich	E4378
HEPES	Sigma Aldrich	H3375
L glutamic acid	Sigma Aldrich	G1251
L malic acid	Sigma Aldrich	M1000
Magnesium sulphate	Sigma Aldrich	M7506
Microliter Syringes	Hamilton	87900 or 80400
Microscope camera	Basler	acA780-75gc
Microscope Eclipse E200 with phase contrast 10X Ph+	Nikon	N/A
Monopotassium phosphate	Sigma Aldrich	P5655
MOPS	Sigma Aldrich	M1254
Oligomycin A	Sigma Aldrich	75351
Oxygraph-2 K	Oroboros Instruments GmbH	N/A
Potassium chloride	Sigma Aldrich	P3911
Power O2k-Respirometer	Oroboros Intruments	10033-01
Rotenone	Sigma Aldrich	R8875
Saccharose	Sigma Aldrich	S0389
Sodium bicarbonate	Sigma Aldrich	S5761
Sodium lactate	Sigma Aldrich	L7022
Sodium pyruvate	Sigma Aldrich	P2256
Sperm class analyzer 6.3.0.59 Evolution-SCA Research	Microptic	N/A
Sperm Counting Chamber DRM-600	Millennium Sciences CELL-VU	N/A
Succinate disodium salt	Sigma Aldrich	W327700