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In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

In dieser Studie wird ein neuartiges Mausmodell vorgestellt, das speziell zur Simulation von Endometriomen, einem klinisch signifikanten Subtyp der Endometriose, entwickelt wurde. Durch die Verwendung von C57BL/6J-Mäusen zielt das Modell darauf ab, die pathophysiologischen Mechanismen aufzuklären, die der endometriombedingten Unfruchtbarkeit zugrunde liegen, und bietet ein verfeinertes Werkzeug, um die derzeitige Wissenslücke in der Reproduktionsmedizin zu schließen.

Zusammenfassung

Das Endometriom (OMA), ein Subtyp der Endometriose, der durch die Bildung von endometriotischen Zysten in den Eierstöcken gekennzeichnet ist, betrifft 17-44% der Personen, bei denen Endometriose diagnostiziert wurde. Frauen mit OMA leiden häufig unter einer beeinträchtigten Fruchtbarkeit, doch die genauen Mechanismen, die der OMA-assoziierten Unfruchtbarkeit zugrunde liegen, bleiben unklar. Bemerkenswert ist, dass bestehende Tiermodelle die oberflächliche Peritonealendometriose (SUP) und die tief infiltrierende Endometriose (DIE) simulieren, was eine bemerkenswerte Lücke in der Forschung zur OMA hinterlässt. Als Antwort auf die Wissenslücke stellt dieser Artikel ein bahnbrechendes OMA-simulierendes Mausmodell vor und bietet eine umfassende Beschreibung der im Modell verwendeten Techniken und Verfahren. Mit einer hohen Erfolgsrate von 83 % und der Spezifität der Eierstockläsionen ist dieses Modell vielversprechend, um unser Verständnis von OMA zu verbessern, insbesondere im Zusammenhang mit Unfruchtbarkeit. Es bietet eine wertvolle Plattform für die gezielte Erforschung von OMA-assoziierten Fertilitätsproblemen und ebnet möglicherweise den Weg für verbesserte diagnostische und therapeutische Strategien im Bereich der Reproduktionsmedizin.

Einleitung

Das Endometriom (OMA) ist der vorherrschende Subtyp der Endometriose und wird bei etwa 17-44 % der Personen beobachtet, bei denen Endometriose diagnostiziert wurde 1,2. Es ist gekennzeichnet durch die Bildung von endometriotischen Zysten in den Eierstöcken. Diese umgangssprachlich als "Schokoladenzysten" bezeichneten Zysten leiten ihren Namen von ihrer charakteristischen braunen, teerartigen Konsistenzab 3. Neben der OMA kann sich die Endometriose auch als oberflächliche Peritonealendometriose (SUP) und tief infiltrierende Endometriose (DIE) äußern. SUP bezieht sich auf die Läsionen an der Peritonealschleimhaut, während sich DIE auf Läsionen bezieht, die mehr als 5 mm unter die Peritonealoberfläche eindringen4. Die Heterogenität in Lokalisation, Erscheinungsbild und Tiefe der Läsionen bei diesen Endometriose-Subtypen führt zu unterschiedlichen klinischen Symptomen und unterschiedlichen Schweregraden der Erkrankung 5,6. OMA ist besonders mit schwereren Endometriosestadien assoziiert und wurde mit Unfruchtbarkeit, Beckenverwachsungen und einem erhöhten Eierstockkrebsrisiko in Verbindung gebracht 1,7,8,9.

Der Zusammenhang von Endometriose, insbesondere OMA, mit Unfruchtbarkeit ist ein klinisches Problem, das Anlass zu großer Besorgnis gibt. Endometriose tritt bei 25-50% der unfruchtbaren Frauen auf, wobei 30-50% der Frauen, bei denen Endometriose diagnostiziert wurde, an Unfruchtbarkeit leiden 10,11,12,13,14. Während die genauen OMA-assoziierten Unfruchtbarkeitsmechanismen schwer fassbar sind, wurden einige Hypothesen aufgestellt. Eine deutet darauf hin, dass Endometriose zu einem chronischen Entzündungszustand führt, der die normale Eierstockfunktion stören und die Eizellqualität beeinträchtigen kann15,16. Eine andere schlägt eine abnormale Eisenüberladung in der Follikelflüssigkeit der Eierstöcke vor, von der angenommen wird, dass sie mit einer Eizellreifungsstörung in Verbindung gebracht wird14. Andere Studien befassen sich mit Störungen der hormonellen Regulation17, der Eizellqualität18 und der Embryonalentwicklung19.

In der Vergangenheit haben Nagetiermodelle eine entscheidende Rolle bei der Vertiefung unseres Verständnisses der Endometriose gespielt, insbesondere bei der Untersuchung ihrer Pathologie, ihrer Auswirkungen auf die Fruchtbarkeit und der Schmerzmechanismen 20,21,22,23. Nagetiere, insbesondere Ratten und Mäuse, wurden ausgiebig als Tiermodelle verwendet, um die Ursache-Wirkungs-Beziehungen, die zugrunde liegenden Mechanismen, mögliche Diagnosetechniken und therapeutische Interventionen für diese Krankheit zu erforschen 22,24,25,26. Es ist wichtig zu erkennen, dass alle Tiermodelle ihre spezifischen Verwendungszwecke und Grenzen haben. Die Wahl eines bestimmten Modells hängt von dem spezifischen Ergebnis oder Aspekt ab, der gemessen oder untersucht wird27. So zeigte ein Rattenmodell, dass Stress die Endometriose-Manifestationen verschlimmern und Entzündungsparameter beeinflussen kann, was Einblicke in die möglichen Auslöser der Krankheit gibt28.

Im Rahmen der Endometrioseforschung kommen verschiedene Nagetiermodelle zum Einsatz. Ein häufig verwendeter Ansatz ist das homologe Modell, bei dem Gebärmuttergewebe von Nagetieren in die Bauchhöhle oder die Mesenterialgefäße derselben Spezies transplantiert wird29. Dieses Modell bietet Vorteile in Bezug auf die Immunkompetenz und die Eignung für Langzeitstudien30. Einschränkungen ergeben sich jedoch aufgrund der partiellen Diskrepanz zwischen dem implantierten ektopischen Uterusgewebe der Maus und den Merkmalen endometriotischer Läsionenbeim Menschen 31. Ein weiterer Ansatz ist das heterologe Modell, bei dem eine humane Endometriumbiopsie in eine immunsupprimierte Maus implantiert wird32. Dieses Modell ermöglicht die Verwendung von humanem ektopischem Endometrium als Spendergewebe für die Entwicklung von Läsionen, was eine konstruktive Validität bietet32. Sie ist jedoch auf immunsupprimierte Mäuse als Empfänger angewiesen, was eine umfassende Bewertung der Immunantworten erschwert, die an der Ätiologie der Erkrankung beteiligt sind33. Nichtsdestotrotz ist es wichtig anzuerkennen, dass sich die bestehenden Modelle in erster Linie auf die Spiegelung des generalisierten Zustands SUP konzentrieren und die einzigartigen Eigenschaften von OMA und DIE34 nur unzureichend erfassen. Derzeit gibt es einen Mangel an spezifischen Modellen für die Untersuchung von DIE, da nur wenige Modelle existieren, darunter ein kürzlich von Yan et al. entwickeltes Nagetiermodell35. Diese Knappheit unterstreicht den Bedarf an weiterer Forschung und der Entwicklung von Modellen, die die spezifischen Eigenschaften des DIE genau erfassen. Darüber hinaus ist unser Verständnis von OMA, insbesondere ihres nuancierten Zusammenhangs mit der Fertilität, ebenfalls begrenzt26,36.

Um die bestehenden Herausforderungen anzugehen, wird in dieser Arbeit ein neuartiges experimentelles homologe Mausmodell vorgestellt, das speziell für die Simulation von OMA entwickelt wurde. Ziel ist es, einzigartige Einblicke in die pathologischen Mechanismen zu geben, die der OMA-bedingten Unfruchtbarkeit zugrunde liegen, und damit die Wissenslücke in diesem wichtigen Bereich der Reproduktionsmedizin zu schließen. Kurz gesagt, C57BL/6J-Mäuse wurden aufgrund ihrer menschenähnlichen Fortpflanzungsmerkmale verwendet. Nach der Synchronisierung des Brunstzyklus wurde Uterusgewebe von Spendermäusen zerkleinert und im Verhältnis 1:2 in den Eierstockschleimbeutel der Empfängermäuse transplantiert. Nach einem 4-wöchigen Intervall wurden sowohl morphologische als auch histologische Untersuchungen der Ovarialläsionen durchgeführt, um das Vorhandensein von OMA zu validieren und eine damit verbundene follikuläre Atresie zu bewerten. Mit einer Erfolgsquote von 83 % bietet dieses Modell den Forschern eine zuverlässige Plattform für OMA-Studien, wobei die Läsionsentwicklung speziell in den Eierstöcken für gezielte Untersuchungen im Vordergrund steht.

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Protokoll

Alle experimentellen Verfahren, die in dieser Studie durchgeführt wurden, wurden von der Ethikkommission der Chinese University of Hong Kong unter der Protokollnummer 21-203-MIS_[C] genehmigt und reguliert.

1. Eingewöhnung und Selektion der Tiere

  1. Vorbereitung der Mäuse
    1. Beziehen Sie 18 C57BL/6J-Mäuse (primipare Weibchen, 8-9 Wochen alt: 6 Spender, 12 Empfänger) von einem seriösen Lieferanten. Überprüfen Sie die Integritätszertifikate.
    2. Halten Sie alle Mäuse in einer kontrollierten Haltungsumgebung: 22-24 °C, Luftfeuchtigkeit zwischen 40 % und 60 % und mit einem 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus. Verwenden Sie HEPA-gefilterte Luft, falls verfügbar.
    3. Ermöglichen Sie den Mäusen eine 72-stündige Akklimatisierung mit kontinuierlichem Zugang zu Futter und Wasser, wodurch die menschliche Interaktion minimiert wird, um Stress zu reduzieren.
  2. Synchronisierung des Östruszyklus
    1. Sammeln Sie Einstreu mit männlichen Pheromonen; Führen Sie ihn für 48 Stunden in weibliche Käfige ein.
  3. Vaginale Zytologie
    1. Führen Sie am nächsten Morgen eine vaginale Zytologie durch.
      HINWEIS: Es ist notwendig, einen Abstrich zu einer konstanten Tageszeit durchzuführen, in der Regel um 9:00 Uhr.
      1. Bereiten Sie im Voraus doppelköpfige Wattestäbchen, autoklaviertes PBS, eine 35-mm-Petrischale und Objektträger vor. Geben Sie 10 ml PBS in eine Petrischale. Tauchen Sie ein Ende des Wattestäbchens in das PBS, damit es die Flüssigkeit aufnehmen kann.
      2. Nehmen Sie vorsichtig eine Maus aus ihrem Käfig und setzen Sie sie auf den Deckel eines leeren Käfigs.
      3. Fassen Sie den Schwanz mit Daumen und Zeigefinger einer Hand und nehmen Sie mit der anderen Hand das angefeuchtete Wattestäbchen und führen Sie es vorsichtig in die Vagina der Maus ein. Führen Sie die Spitze des Tupferstäbchens vorsichtig bis zu einer Tiefe von ca. 1,0 cm in die Scheide der Maus ein. Drehen Sie den Tupfer vorsichtig und halten Sie dabei einen Winkel von etwa 45° zur Längsachse des Tierkörpers ein.
        HINWEIS: Ein langsames Drehen des Tupfers während des Einführens kann einen reibungsloseren Eingriff ermöglichen und die potenzielle Stimulation des Gebärmutterhalses minimieren.
      4. Entfernen Sie vorsichtig Zellen aus dem Vaginallumen und den Scheidenwänden, indem Sie den Tupfer kontinuierlich drehen, und ziehen Sie den Tupfer dann vorsichtig heraus.
        HINWEIS: Stellen Sie während dieses Vorgangs sicher, dass der Tupfer kontinuierlich gedreht wird, während Sie darauf achten, nicht mit den umgebenden Haaren in Berührung zu kommen. Ziehen Sie anschließend den Tupfer vorsichtig heraus, um eine mögliche Kontamination zu vermeiden.
      5. Übertragen Sie die gesammelten Zellen, indem Sie die Tupferspitze vorsichtig auf einen sauberen, vorbeschrifteten Objektträger rollen.
        HINWEIS: Der Tupferstab sollte nach dem Transfer der Zellen auf Objektträger entsorgt und für jedes Tier ein neuer verwendet werden.
      6. Untersuchen Sie die Objektträger unter einem Mikroskop, um verhornte Epithelzellen zu erkennen. Achten Sie auf das einheitliche Vorhandensein von verhornten Epithelzellen in der vaginalen Zytologie, was auf das Brunststadium hinweist. Machen Sie Fotos und halten Sie die Beobachtungen fest.
        HINWEIS: Mit entsprechender Sachkenntnis ist das Färben von Vaginalabstrichen nicht erforderlich. Wenn ein Experimentator die Abstriche jedoch nicht "lesen" kann, ohne dass sie fleckig werden, dann ist dies notwendig.

2. Etablierung eines Endometriommodells

HINWEIS: In der Modelleinrichtung werden nur Mäuse im Brunststadium als Spender- und Empfängermäuse ausgewählt. Wenn Sie Experimente an einer Maus durchführen, stellen Sie sicher, dass sie außerhalb der Sichtweite anderer ist und dass sie nicht wieder in die Gesellschaft anderer Tiere eingeführt wird, bis sie vollständig genesen ist. Das Diagramm der Modellgenerierung ist in Abbildung 1 zu sehen.

  1. Vorbereitung des Spendergewebes
    1. Sedieren Sie die Spendermäuse mit einer Kombination aus Ketamin (75 mg/kg) und Xylazin (10 mg/kg). Euthanasieren Sie die Spendermäuse durch zervikale Translokation unter Narkose.
    2. Desinfizieren Sie den Bauchbereich mit einem 70%igen Ethanoltupfer.
    3. Verwenden Sie eine sterile chirurgische Schere, um einen Schnitt (1 cm) entlang der Mittellinie des Bauchfells zu erstellen, um die Muskelschicht freizulegen. Wählen Sie eine andere chirurgische Schere, um die Muskelschicht zu durchtrennen und die Beckenhöhle freizulegen.
    4. Schließen Sie die Spitzen der Pinzette und heben Sie den Darm vorsichtig mit dem stumpfen Mittelteil an.
    5. Lokalisieren Sie das Gebärmutter- und Eierstockgewebe. Führen Sie eine sterile Dissektion des gesamten Gebärmutterhorns durch, einschließlich beider Gebärmutterhörner, und stellen Sie sicher, dass die ungefähre Größe des zu entfernenden Stücks ~1,5 cm lang ist. Legen Sie das herausgeschnittene Gewebe in eine Petrischale, die PBS enthält, und entfernen Sie überschüssiges Fettgewebe.
    6. Präparieren Sie das Gewebe mit einem sterilisierten Skalpell minutiös in 1 mm³ große Stücke. Halten Sie das Gewebe feucht, indem Sie regelmäßig PBS hinzufügen.
  2. Ablauf der Transplantation
    1. Betäuben Sie die Empfängermäuse mit einer Mischung aus Ketamin (75 mg/kg) und Xylazin (10 mg/kg).
    2. Tragen Sie eine Augensalbe auf, um Augentrockenheit während der Operation zu verhindern. Legen Sie die Mäuse in Rückenlage auf eine sterile Operationsplatte.
    3. Bestimmen Sie die Operationsstelle, indem Sie die Hinterbeine der Maus vorsichtig manipulieren, wobei ein knöcherner Vorsprung unter der Haut tastbar ist. Dieser durch die Haut deutlich sichtbare Protuberanz dient während des chirurgischen Eingriffs als zuverlässiger anatomischer Marker für die Eierstöcke der Empfängermaus.
    4. Rasieren Sie die Operationsstelle und stellen Sie sicher, dass 150 % des umgebenden Bereichs von Fell befreit sind. Desinfizieren Sie dann die Haut mindestens 3 Mal abwechselnd mit Betadin und 70% Alkohol. Verwenden Sie ein steriles OP-Tuch, um den Kontakt zwischen Gewebe, sterilen Instrumenten und Nähten mit Fellresten zu verhindern. Abschließend wird ein präziser seitlicher Schnitt (3-5 mm) an der vorgegebenen Operationsstelle angelegt.
    5. Stabilisieren Sie den Eierstock mit einer nicht-dominanten Handzange. Injizieren Sie vorsichtig 100 μl PBS in den Schleimbeutel der Eierstöcke und achten Sie dabei auf den leichten Abstand.
    6. Mache einen winzigen Schlitz in den Schleimbeutel. Transplantieren Sie die Fragmente des Gebärmuttergewebes (1 mm³) mit einer Mikrozange.
      HINWEIS: Vermeiden Sie eine Überfüllung, um Druck auf das umgebende Gewebe zu vermeiden.
    7. Für die Scheinchirurgie wiederholen Sie alle Schritte außer Schritt 2.2.6.
  3. Postoperative Versorgung
    1. Vernähen Sie die Muskelschichten mit resorbierbaren Nähten (z. B. 5-0 Vicryl) und die Haut mit nicht resorbierbaren Nähten (z. B. 5-0 Nylon).
    2. Lege eine Maus auf ein Heizkissen, das auf 37 °C eingestellt ist, bis du wieder bei vollem Bewusstsein bist. Überwachen Sie die Atmung und warten Sie, bis sich die Extremitäten rosa färben.
    3. Buprenorphin (0,1 mg/kg, subkutan) gegen Schmerzen alle 12 h für 48 h verabreichen. Überprüfen Sie die ersten 24 Stunden alle 8 Stunden und dann 3x täglich in den nächsten 3 Tagen auf Anzeichen von Schmerzen, Infektionen oder Beschwerden.
      HINWEIS: Das Tier wird nicht unbeaufsichtigt gelassen, bis es wieder genug Bewusstsein erlangt hat, um das Brustliegen aufrecht zu erhalten.

3. Validierung des Modells

  1. Brutto-Validierung
    1. Nach 4 Wochen wird die Empfängermäuse mit einer Kombination aus Ketamin (75 mg/kg) und Xylazin (10 mg/kg) anästhesiert. Dann euthanasieren Sie die Mäuse unter tiefer Narkose, indem Sie eine zervikale Translokation durchführen.
    2. Führen Sie einen Schnitt in der Mittellinie durch und legen Sie die Bauchhöhle für die Organinspektion frei.
    3. Extrahieren Sie die Eierstöcke mit sichtbaren Läsionen und machen Sie Fotos.
    4. Gründlich auf fremde endometriotische Läsionen untersuchen.
  2. Histologische Validierung
    HINWEIS: Aufgrund des Vorhandenseins von potenziell reizenden geruchsintensiven Lösungsmitteln in den histologischen Experimenten sollte die Durchführung in einem Abzug durchgeführt werden.
    1. Fixieren Sie die Eierstöcke zusammen mit Läsionen in 10% neutral gepuffertem Formalin.
    2. Verarbeiten Sie das Gewebe nach den gleichen Verfahren wie von Adeniran et al.37 beschrieben, einschließlich Gewebezuweisung, Fixierung und Einbettung.
    3. Gewebe mit einer Dicke von 4-5 μm seriell schneiden, in einem Wasserbad bei 45 °C schwimmen lassen und auf Objektträger aufsetzen. Beschriften Sie die Folien deutlich mit der Mausnummer, der Eierstockseite und der Abschnittsnummer. Über Nacht bei 37 °C trocknen.
    4. PAS-Hämatoxylin-Färbung
      1. Entparaffinisierung: Legen Sie die Objektträger in Xylol oder einen Xylolersatz, um das Paraffin zu entfernen.
        HINWEIS: Möglicherweise müssen Sie diesen Schritt einige Male ausführen.
      2. Rehydratisierung: Rehydrieren Sie die Gewebeabschnitte schrittweise, indem Sie die Objektträger in eine Reihe von abnehmenden Ethanolkonzentrationen (100 %, 95 %, 80 %, 70 %) legen.
      3. Periodische Säurebehandlung: Decken Sie die Gewebeabschnitte mit einer 1%igen Periodensäurelösung ab und lassen Sie sie 5-10 Minuten bei Raumtemperatur ruhen.
        HINWEIS: Dieser Schritt oxidiert die Glykolgruppen des Gewebes zu Aldehydgruppen, was eine Reaktion mit dem Schiff-Reagenz und die Bildung eines violett-rosa Flecks ermöglicht, um die Eierstockstrukturen anzuzeigen.
      4. Spülen Sie die Objektträger gründlich mit destilliertem Wasser ab, um Reste periodischer Säure zu entfernen.
      5. Färben Sie die Gewebeschnitte 15 min lang mit einer Schiff-Lösung.
      6. Spülen Sie die Objektträger zuerst in fließendem heißem Leitungswasser ab, um überschüssige Flecken zu entfernen, dann in destilliertem Wasser.
      7. Die Schnitte mit 1 g/L Meyer's Hämatoxylin für 2-3 min gegenfärben.
      8. Spülen Sie die Objektträger 2-3 Minuten lang unter fließendem Leitungswasser ab.
      9. Tragen Sie das Bläuereagenz 30 s lang auf.
      10. Spülen Sie die Objektträger in destilliertem Wasser ab.
      11. Entwässern Sie die Abschnitte nach und nach, indem Sie sie in steigende Ethanolkonzentrationen (70 %, 80 %, 95 % und 100 %) eintauchen.
      12. Tauchen Sie die Abschnitte in ein Clearing-Mittel (z. B. Xylol), um sie transparent zu machen.
      13. Tragen Sie ein Montagemedium auf die Abschnitte auf den Objektträgern auf und legen Sie vorsichtig ein Deckglas über die Abschnitte, um sicherzustellen, dass keine Luftblasen vorhanden sind. Lassen Sie die Dias in der Haube an der Luft trocknen, um die Verfestigung des Einbettmediums zu erleichtern.
    5. Unter einem Lichtmikroskop untersuchen. Dokumentieren Sie das Vorhandensein von Endometriumdrüsen, Stroma und hämorrhagischen Zysten, die eine Endometriose im Eierstock bestätigen.

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Ergebnisse

Die erfolgreiche Etablierung von OMA
Von den 12 Mäusen, die dem Transplantationsprotokoll unterzogen wurden, wiesen 10 charakteristische OMA-Läsionen auf, sowohl auf grobanatomischer als auch auf histologischer Ebene, was einer Erfolgsrate von 83% entspricht. Die grobe Untersuchung ergab flüssigkeitsgefüllte Läsionen, die an den Eierstöcken anhafteten und an klinische OMA-Präsentationen erinnerten (Abbildung 2). Die histopathologis...

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Diskussion

Die Prävalenz von OMA in der weiblichen Weltbevölkerung unterstreicht ein kritisches Gesundheitsproblem38. Neben den allgemeinen Symptomen der Endometriose bringt OMA zusätzliche Herausforderungen für die Fertilität mit sich, darunter starke Beckenschmerzen, das Potenzial für Eierstocktorsionen und andere bemerkenswerte Auswirkungen39,40. Während das Verständnis der OMA-Pathogenese und -Progression...

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Offenlegungen

Die Autoren erklären, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Danksagungen

Diese Studie wird durch das Theme-based Research Scheme finanziert, das vom Research Grants Council der Regierung der Sonderverwaltungsregion Hongkong (T13-602/21-N) gewährt wird.

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Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
1 cc syringe with 25 G needleBD Biosciences301320
10 mm Tissue culture dishFALCON353001
10% Buffered formalinFisher ScientificSF100-4
10x phosphate buffered saline (PBS) bufferFisher ScientificAM9625
30 G needleBD Biosciences305107
5-0 black braided silk non-absorbable sutureEthicon Inc.W500H
70% Ethanol
Adhesive microscope slidesMarienfeld810401
Buprenorphine Injection Med-Vet InternationalRXBUPRENOR5
Double-headed cotton swabSANYO Co., LTD.HUBY-340
Fine forcepsFine Science Tools11254-20
KetamineAlfasan International b.v2203095-08
MicrotubesCorning MCT-150-C
Needle holderExcelta Corporation2827-NH-35-SE-ND
Ophthalmic ointmentMajor Pharmaceuticals10033691
Periodic Acid Schiff (PAS) Stain Kit AbcamAb150680
Powder free sterile glovesFisher Scientific19020558
Processing/embedding cassettesFisher Scientific15-197-700A
Size 3 scalpelFisher Scientific22-079-657
Small serrated semi-curved forcepsRoboz Surgical Instruments Co.RS-5135
Small surgical scissorsRoboz Surgical Instruments Co.RS-5850
Standard light microscopeFor evaluating vaginal cytology smears and histological analysis.
Steel scalpel blades #10B.BraunBB510
Sterile gauzeMEDICOMHMWS 077
Sterilized pyrex glass Petri dishesCorning70160-101
Thermoregulated electric pad 
VICRYL RAPIDE (polyglactin 910) absorbable SutureEthicon Inc.W9918
Xylazine Alfasan International b.v2110333-10

Referenzen

  1. Khan, K. N., et al. Pelvic pain in women with ovarian endometrioma is mostly associated with coexisting peritoneal lesions. Hum Reprod. 28 (1), 109-118 (2013).
  2. Gałczyński, K., Jóźwik, M., Lewkowicz, D., Semczuk-Sikora, A., Semczuk, A. Ovarian endometrioma - a possible finding in adolescent girls and young women: A mini-review. J Ovarian Res. 12 (1), 104(2019).
  3. Tan, Z., et al. Impacts of endometrioma on ovarian aging from basic science to clinical management. Front Endocrinol (Lausanne). 13, 1073261(2022).
  4. Khan, K. S., et al. Mri versus laparoscopy to diagnose the main causes of chronic pelvic pain in women: A test-accuracy study and economic evaluation. Health Technol Assess. 22 (40), 1-92 (2018).
  5. Nisenblat, V., et al. Blood biomarkers for the non-invasive diagnosis of endometriosis. Cochrane Database Syst Rev. 2016 (5), 012179(2016).
  6. Harirchian, P., et al. Lesion kinetics in a non-human primate model of endometriosis. Hum Reprod. 27 (8), 2341-2351 (2012).
  7. Santulli, P., et al. Endometriosis-related infertility: Ovarian endometrioma per se is not associated with presentation for infertility. Hum Reprod. 31 (8), 1765-1775 (2016).
  8. Dai, Y., Li, X., Shi, J., Leng, J. A review of the risk factors, genetics and treatment of endometriosis in chinese women: A comparative update. Reprod Health. 15 (1), 82(2018).
  9. Younis, J. S. Endometriosis-associated ovarian cancer: What are the implications for women with intact endometrioma planning for a future pregnancy? A reproductive clinical outlook. Biomolecules. 12 (11), 1721(2022).
  10. Bonavina, G., Taylor, H. S. Endometriosis-associated infertility: From pathophysiology to tailored treatment. Front Endocrinol (Lausanne). 13, 1020827(2022).
  11. Filip, L., et al. Endometriosis associated infertility: A critical review and analysis on etiopathogenesis and therapeutic approaches. Medicina (Kaunas). 56 (9), 460(2020).
  12. Tanbo, T., Fedorcsak, P. Endometriosis-associated infertility: Aspects of pathophysiological mechanisms and treatment options. Acta Obstet Gynecol Scand. 96 (6), 659-667 (2017).
  13. Bulletti, C., Coccia, M. E., Battistoni, S., Borini, A. Endometriosis and infertility. J Assist Reprod Genet. 27 (8), 441-447 (2010).
  14. Ni, Z., et al. Iron-overloaded follicular fluid increases the risk of endometriosis-related infertility by triggering granulosa cell ferroptosis and oocyte dysmaturity. Cell Death Dis. 13 (7), 579(2022).
  15. Mohammed Rasheed, H. A., Hamid, P. Inflammation to infertility: Panoramic view on endometriosis. Cureus. 12 (11), e11516(2020).
  16. Jing, X., et al. Systemic inflammatory response markers associated with infertility and endometrioma or uterine leiomyoma in endometriosis. Ther Clin Risk Manag. 16, 403-412 (2020).
  17. Marcellin, L., et al. Serum antimullerian hormone concentration increases with ovarian endometrioma size. Fertil Steril. 111 (5), 944-952 (2019).
  18. Deng, Y., et al. Does current ovarian endometrioma increase the time for dor patients to reach live birth in ivf. BMC Pregnancy Childbirth. 22 (1), 324(2022).
  19. Dongye, H., Tian, Y., Qi, D., Du, Y., Yan, L. The impact of endometrioma on embryo quality in in vitro fertilization: A retrospective cohort study. J Clin Med. 12 (6), 2416(2023).
  20. He, Y., et al. Re-evaluation of mouse models of endometriosis for pathological and immunological research. Front Immunol. 13, 986202(2022).
  21. Kanellopoulos, D., et al. The interplay between endometriosis and fertility in rats: A systematic review. J Med Life. 15 (6), 742-746 (2022).
  22. Tejada, M. A., et al. Rodent animal models of endometriosis-associated pain: Unmet needs and resources available for improving translational research in endometriosis. Int J Mol Sci. 24 (3), 2422(2023).
  23. Bruner-Tran, K. L., Mokshagundam, S., Herington, J. L., Ding, T., Osteen, K. G. Rodent models of experimental endometriosis: Identifying mechanisms of disease and therapeutic targets. Curr Womens Health Rev. 14 (2), 173-188 (2018).
  24. Buigues, A., et al. Evaluation of pai-1 in endometriosis using a homologous immunocompetent mouse model. Biol Reprod. 99 (2), 326-335 (2018).
  25. Tirado-Gonzalez, I., et al. Endometriosis research: Animal models for the study of a complex disease. J Reprod Immunol. 86 (2), 141-147 (2010).
  26. Lagana, A. S., et al. Translational animal models for endometriosis research: A long and windy road. Ann Transl Med. 6 (22), 431(2018).
  27. Mukherjee, P., Roy, S., Ghosh, D., Nandi, S. K. Role of animal models in biomedical research: A review. Lab Anim Res. 38 (1), 18(2022).
  28. Cuevas, M., et al. Stress exacerbates endometriosis manifestations and inflammatory parameters in an animal model. Reprod Sci. 19 (8), 851-862 (2012).
  29. Nunez-Badinez, P., et al. Preclinical models of endometriosis and interstitial cystitis/bladder pain syndrome: An innovative medicines initiative-paincare initiative to improve their value for translational research in pelvic pain. Pain. 162 (9), 2349-2365 (2021).
  30. Umezawa, M., et al. Expression profile of extracellular matrix and adhesion molecules in the development of endometriosis in a mouse model. Reprod Sci. 19 (12), 1365-1372 (2012).
  31. Grummer, R. Animal models in endometriosis research. Hum Reprod Update. 12 (5), 641-649 (2006).
  32. Tejada, M. A., et al. Identification of altered evoked and non-evoked responses in a heterologous mouse model of endometriosis-associated pain. Biomedicines. 10 (2), 501(2022).
  33. Bruner-Tran, K. L., Carvalho-Macedo, A. C., Duleba, A. J., Crispens, M. A., Osteen, K. G. Experimental endometriosis in immunocompromised mice after adoptive transfer of human leukocytes. Fertil Steril. 93 (8), 2519-2524 (2010).
  34. Malvezzi, H., Marengo, E. B., Podgaec, S., Piccinato, C. A. Endometriosis: Current challenges in modeling a multifactorial disease of unknown etiology. J Transl Med. 18 (1), 311(2020).
  35. Yan, D., Liu, X., Guo, S. -W. The establishment of a mouse model of deep endometriosis. Human Reproduction. 34 (2), 235-247 (2018).
  36. Santulli, P., et al. Protein oxidative stress markers in peritoneal fluids of women with deep infiltrating endometriosis are increased. Hum Reprod. 30 (1), 49-60 (2015).
  37. Adeniran, B. V., Bjarkadottir, B. D., Appeltant, R., Lane, S., Williams, S. A. Improved preservation of ovarian tissue morphology that is compatible with antigen detection using a fixative mixture of formalin and acetic acid. Hum Reprod. 36 (7), 1871-1890 (2021).
  38. Sima, R. M., et al. Novel diagnosis of mesenteric endometrioma: Case report. Medicine (Baltimore). 98 (29), e16432(2019).
  39. Eskenazi, B., Warner, M. L. Epidemiology of endometriosis). Obstet Gynecol Clin North Am. 24 (2), 235-258 (1997).
  40. Laufer, M. R., Goitein, L., Bush, M., Cramer, D. W., Emans, S. J. Prevalence of endometriosis in adolescent girls with chronic pelvic pain not responding to conventional therapy. J Pediatr Adolesc Gynecol. 10 (4), 199-202 (1997).
  41. Tan, Z., et al. What we have learned from animal models to understand the etiology and pathology of endometrioma-related infertility. Biomedicines. 10 (7), 1483(2022).
  42. Meyerholz, D. K., et al. Glycogen depletion can increase the specificity of mucin detection in airway tissues. BMC Research Notes. 11 (1), 763(2018).
  43. Fang, E., et al. Cpeb3 deficiency in mice affect ovarian follicle development and causes premature ovarian insufficiency. Cell Death Dis. 13 (1), 21(2021).
  44. Zhou, J., Peng, X., Mei, S. Autophagy in ovarian follicular development and atresia. Int J Biol Sci. 15 (4), 726-737 (2019).
  45. Kitajima, M., et al. Enhanced follicular recruitment and atresia in cortex derived from ovaries with endometriomas. Fertil Steril. 101 (4), 1031-1037 (2014).
  46. Hayashi, S., et al. Novel ovarian endometriosis model causes infertility via iron-mediated oxidative stress in mice. Redox Biol. 37, 101726(2020).
  47. Yildiz, S., et al. The pain symptoms and mass recurrence rates after ovarian cystectomy or uni/bilateral oophorectomy procedures in patients over 40 years old with endometriosis. Ginekol Pol. 91 (6), 295-300 (2020).
  48. Guney, G., et al. Neutrophil gelatinase-associated lipocalin serum level: A potential noninvasive biomarker of endometriosis. Medicine (Baltimore). 102 (41), e35539(2023).
  49. Kaya, C., et al. The role of serum caspase 3 levels in prediction of endometriosis severity. Gynecol Obstet Invest. 83 (6), 576-585 (2018).

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