Zur Durchführung von kolokalisierter AFM-Bildgebung und Raman-Messungen an der Origami-Nanoantenne (DONA) mit gereinigter DNA. Behandeln Sie zunächst einen Silikonchip 10 Minuten lang mit Plasma. Inkubieren Sie drei Stunden lang 10 Mikroliter der gereinigten DONA-Lösung und 10 Mikroliter 100-millimoläres Magnesiumchlorid auf dem Chip.
Anschließend den Chip zweimal mit einem Ethanol-Wasser-Gemisch waschen und mit Druckluft trocken föhnen. Kleben Sie den getrockneten Chip auf eine Magnetscheibe und setzen Sie ihn für die Rasterkraftmikroskopie oder AFM-Bildgebung in das Gerät ein. Wählen Sie als Nächstes die gewünschte Laserwellenlänge, Leistung und Akkumulationszeit für die Raman-Messungen aus.
Wählen Sie für Goldnanopartikel, die vollständig mit TAMRA beschichtet sind, einen 633-Nanometer-Laser, eine Leistung von 100 Mikrowatt und eine Integrationszeit von einer Sekunde. Wechseln Sie für eine einzelne TAMRA-Messung zu einer Leistung von 400 Mikrowatt und einer Integrationszeit von vier Sekunden. Nachdem Sie die Parameter angepasst haben, platzieren Sie den Cursor auf dem gewünschten DONA im AFM-Bild.
Starten Sie dann die Raman-Messung. Für Kolokalisationsmessungen wurde eine AFM-Bildgebung der Probe durchgeführt, um die DONAs zu lokalisieren. Anschließend wurden Raman-Spektren von einzelnen DONAs gesammelt und verglichen, um sicherzustellen, dass die erhaltenen Spektren von TAMRA-Molekülen stammten.
Die Haupt-TAMRA-Peaks waren im vollständig beschichteten TAMRA-Gold-Nanopartikel sichtbar, obwohl das Signal-Rausch-Verhältnis für die Einzelmolekül-TAMRA-Spektren niedriger war, waren die Hauptpeaks identifizierbar.
