Filtern Sie die Rohproteine, die aus dem Darm von Sipunculus nudus extrahiert werden, durch eine 0,22 Mikrometer große Filtermembran. Bewahren Sie diese Probe zur späteren Verwendung bei vier Grad Celsius auf. Verpacken Sie die Arginin-Agarose-Matrix-Affinitätschromatographie-Säule, indem Sie das Arginin-Agarose-Matrix-Medium in eine leere Fünf-Milliliter-Chromatographiesäule laden.
Laden Sie in ähnlicher Weise die Lysin-Agarose-Matrix-Affinitätschromatographie-Säule, indem Sie das Lysin-Agarose-Matrix-Medium in eine leere Chromatographie-Säule laden. Äquilibrieren Sie die Affinitätschromatographiesäulen mit doppelt destilliertem Wasser, gefolgt von Trishydrochloridpuffer. Laden Sie die gefilterte Proteinprobe auf die voräquilibrierte Säule.
Waschen Sie die Säule nacheinander mit fünf Volumina 0,02-molaren Trishydrochlorid-Puffers, bevor Sie sie nacheinander mit 0,15-0,25-0,35-0,45-0,55- und 0,65-molaren Natriumchloridlösungen eluieren. Sobald der Elutionspeak in der 0,15-molaren Natriumchlorid-Elution erscheint, sammeln Sie die Fraktionen in Fünf-Milliliter-Röhrchen. Konzentrieren Sie die Elutionsprobe mit einem Drei-Kilodalton-Ultrazentrifugalfilter und lagern Sie diese Probe bei minus 80 Grad Celsius für die spätere Verwendung.
Wenn die Proteinlösung auf die Arginin-Agarose-Matrix-Affinitätssäule geladen wurde, trat der Durchflusspeak nach etwa 40 bis 66 Minuten auf. In der Gradientenelutionsphase erreichte die Elution mit 0,15-molärem Natriumchlorid einen Spitzenwert von etwa 94 bis 110 Minuten. Wenn die Proteinlösung in die Affinitätssäule der Lysin-Agarose-Matrix geladen wurde, trat der Durchflusspeak nach etwa 38 bis 60 Minuten auf.
In der Gradientenelutionsphase erreichte die Elution mit 0,15-molärem Natriumchlorid einen Spitzenwert von 80 bis 86 Minuten.
