Kneifen Sie nach der Betäubung der Maus vorsichtig in eine der Pfoten, um zu überprüfen, ob die Maus ausreichend betäubt ist. Verabreichen Sie 1% Tropicamid ophthalmische Lösungstropfen, um die Augen der Maus zu erweitern, und warten Sie 30 Sekunden. Um Augenbewegungen und Blinzeln zu reduzieren, tragen Sie dann 0,5% Proparacainhydrochlorid-Tropfen auf beide Augen auf, gefolgt von Gleitmittel-Augengel-Tropfen und positionieren Sie die Maus auf einem Heizwasserpad.
Bereiten Sie eine Farbstoffmischung vor, die ein gleiches Volumen an Indocyaningrün oder ICG und Fluoresceinfarbstoff enthält. Injizieren Sie 250 Mikroliter der Mischung durch eine intraperitoneale Injektion in den unteren linken Quadranten in der Nähe der Hinterbeine der Maus und positionieren Sie sie parallel zur Haut, um eine Organperforation zu verhindern. Ziehen Sie den Kolben vorsichtig zurück und stellen Sie sicher, dass kein Blut in die Spritzenkappe eingedrungen ist.
Fahren Sie fort, indem Sie den Farbstoff schrittweise in gleichmäßigem Tempo injizieren. Legen Sie als Nächstes die Maus auf das Heizkissen der Bildgebungsplattform. Passen Sie die Positionierung des Mausgehäuses in einem Winkel von 45 Grad relativ zur Kamera an und neigen Sie den Kopf vorsichtig leicht nach unten.
Wischen Sie das abzubildende Auge vorsichtig mit einem Wattestäbchen ab, um die Schicht der Gleitaugentropfen oder -gele zu entfernen. Drehen Sie die Kamera in Richtung des Mausauges und wählen Sie den FA-Kanal aus dem Erfassungsmodul aus. Ordnen Sie den Kopf der Maus so an, dass der Sehnerv auf dem Bildschirm zentriert ist, ohne dass das Laserscanning-Ophthalmoskop geneigt werden muss.
Wechseln Sie nun zum ICGA-Kanal im Erfassungsmodul. Sobald das Auge den gesamten Bildschirm der Bildgebungssoftware eingenommen hat, drehen Sie die runde schwarze Taste am Aufnahmemodul, um die Bildempfindlichkeit anzupassen. Verwenden Sie den Knopf des Ophthalmoskops, um den Fokus fein einzustellen.
Drücken Sie anschließend die runde schwarze Taste am Aufnahmemodul, um das Bild zu normalisieren. Klicken Sie nach der Normalisierung auf die Schaltfläche ACQUIRE im Touchscreen-Bedienfeld, um das Bild zu speichern. Wechseln Sie mit dem Erfassungsmodul zum FA-Kanal und passen Sie sowohl die Empfindlichkeit als auch den Fokus jedes Bildes wie zuvor gezeigt an, um die Leckage der choroidalen Neovaskularisation oder CNV-Läsion zu erfassen.
Nehmen Sie dann drei bis vier Minuten nach der Injektion Bilder für die frühe Phase von ICGA und FA auf. Sobald alle erforderlichen Bilder aufgenommen wurden, tragen Sie ein Gel-Gleitmittel oder eine Salbe auf das Auge der Maus auf. Kapillares CNV dominiert die CNV-Läsionen bei jungen Mäusen.
Im Gegensatz dazu weisen alte Mäuse eine arterioläre CNV auf, die durch großkalibrige Gefäße, Gefäßschlingen und Anastomosenverbindungen gekennzeichnet ist. Sowohl junge als auch alte Mäuse zeigen FA.In den ICGA-Bildern junger Mäuse eine deutliche Sichtbarkeit des retinalen Gefäßsystems, das retinale Gefäßsystem ist nicht sichtbar und die Aderhautgefäße erscheinen verblasst. In den ICGA-Bildern alter Mäuse kann ein partielles retinales Gefäßsystem beobachtet werden, während die Aderhautgefäße verblasst erscheinen.
Die arterioläre CNV bei alten Mäusen weist eine größere CNV-Größe und signifikant mehr Leckage auf als die kapillare CNV bei jungen Mäusen.
