Geben Sie zunächst 200 Mikroliter des bakteriellen Inokulums in jede Vertiefung einer sterilen Polystyrol-96-Well-Platte. Geben Sie dann 200 Mikroliter deionisiertes Wasser in die äußersten Vertiefungen, um die inneren Vertiefungen vor dem Austrocknen zu bewahren. Inkubieren Sie die 96-Well-Platte 24 Stunden lang bei 25 Grad Celsius.
Nach der Inkubation wird der Überstand in jeder Vertiefung mit einer Pipette verworfen. Geben Sie vorsichtig 300 Mikroliter PBS in jede Vertiefung und entfernen Sie das PBS mit der Pipette wieder. Geben Sie 200 Mikroliter 1%ige kristallviolette Lösung in jede Vertiefung, bevor Sie die Platte 30 Minuten lang bei Raumtemperatur inkubieren.
Nach der Abgabe von 200 Mikrolitern absolutem Ethanol in jede Vertiefung lassen Sie die Platte 15 Minuten lang bei Raumtemperatur. Stellen Sie eine gründliche Durchmischung sicher, indem Sie den Inhalt in jeder Vertiefung wiederholt auf und ab pipettieren. Messen Sie mit einem Mikroplatten-Reader die Absorption der Wells bei 595 Nanometern, um die Biofilmmasse zu bestimmen.
Die Anzahl der Biofilme variierte je nach Stämme stark und reichte von einer optischen Dichte oder einem OD-Wert von 0,04 bis 1,69. Alle Acetobacter-Isolate, mit Ausnahme von A. bouvetii, bildeten Biofilme, während A. radioresistens einen schwachen Biofilm bildeten. A. junii und A. baumannii bildeten moderate Biofilme, während A. pittii und A. ursingii starke Biofilme bildeten.
