Beginnen Sie damit, einen Milliliter des bakteriellen Inokulums in jede Vertiefung einer sterilen 12-Well-Platte aus Polystyrol zu geben. Die Platte 24 Stunden lang bei 25 Grad Celsius inkubieren. Entfernen Sie dann den Überstand mit einer Pipette.
Geben Sie vorsichtig 1,5 Milliliter sterile phosphatgepufferte Kochsalzlösung oder PBS in jede Vertiefung und entfernen Sie den Überstand mit der Pipette. Nachdem Sie erneut einen Milliliter steriles PBS in jede Vertiefung gegeben haben, verwenden Sie geeignete Zellschaber, um die Boden- und Wandoberflächen der Vertiefungen abzukratzen. Die geerntete Zellsuspension wird in ein steriles Kunststoffröhrchen überführt, das mit neun Millilitern Kochsalzlösung und 10 bis 20 Glasperlen als 10 bis negativ gekennzeichnet ist.
Das Rohr 60 Sekunden lang bei maximaler Geschwindigkeit vortexen. Als nächstes wird eine zehnfache serielle Verdünnung durchgeführt, indem ein Milliliter der Zellsuspension aus dem vorherigen Röhrchen in ein anderes steriles Röhrchen überführt wird, das mit 10 bis zu den beiden negativ markiert ist, die neun Milliliter Kochsalzlösung enthalten. Setzen Sie diesen Prozess der seriellen Verdünnung bis zum Röhrchen 10 bis zur negativen Sieben fort.
100 Mikroliter aus jeder Verdünnung auf separate Acinetobacter-Agarplatten verteilen. Inkubieren Sie die Agarplatten bei 30 Grad Celsius für 24 bis 42 Stunden. Zählen Sie dann die Anzahl der typischen roten Kolonien auf jeder Platte manuell und berücksichtigen Sie dabei diejenigen im Bereich zwischen 10 und 250.
Alle Acinetobacter-Isolate mit Ausnahme von A. bouvetii wiesen in ihren Biofilmen Zellen auf, die sieben bis acht log KBE pro Vertiefung entsprachen. Während A. bouvetii mit 4,4 Log KBE eine viel niedrigere Zellzahl aufwies.
