Beginne damit, eine wandernde Drosophila-Larve mit einer langen, stumpfen Zange auszusuchen. Waschen Sie die Larve mit hämolymphähnlicher Kochsalzlösung und trocknen Sie sie dann mit einem Tuch ab. Als nächstes wird die Larve dorsal oder ventral auf einer Sezierschale unter dem Stereomikroskop positioniert.
Je nachdem, welches Gewebe beobachtet werden soll, entscheiden Sie sich für eine dorsale oder ventrale Dissektion. Stecken Sie die Maulhaken und den Schwanz der Larve fest, um eine verlängerte Position beizubehalten. Als nächstes fügen Sie einen Tropfen der hämolymphähnlichen Kochsalzlösung hinzu, um zu verhindern, dass die Larve austrocknet.
Machen Sie mit einer Präparierschere einen kleinen Querschnitt in der Nähe des hinteren Endes, ohne ihn vollständig zu durchtrennen. Fahren Sie mit dem Schnitt entlang der ventralen Mittellinie in Richtung des vorderen Endes fort. Stecken Sie nun jeweils vier Insektennadeln in die Ecken der Larve.
Nehmen Sie die notwendigen Anpassungen an den Insektenstiften vor, um die Dehnung der Larve zu maximieren. Verwenden Sie eine Pinzette, um die inneren Organe sanft zu entfernen und gleichzeitig Schäden an den Muskeln zu vermeiden. Um die Larve zu fixieren, tauchen Sie die Kadaver in 100 l 4%iges Paraformaldehyd, während sie noch auf der Sezierschale befestigt sind.
Danach demontieren Sie die Stifte. Anschließend wird die Probe in ein 2-ml-Mikrozentrifugenröhrchen überführt, das mit 0,2 % PBST gefüllt ist. Legen Sie das Röhrchen für 10 Minuten bei 15 U/min auf einen Shaker.
