Legen Sie zunächst die verbrauchsteuerpflichtigen Stücke der Plazentaproben in PBS. Entsorgen Sie die Chorionplatte, das mütterliche Decidua und alle sichtbaren Infarkte der Probe. Die verbleibende Gewebeprobe wird in villöse Explantaten mit einem Querschnittsdurchmesser von etwa 0,5 Zentimetern zerlegt.
Überführen Sie die Explantate in eine Petrischale, die mit frischem PBS gefüllt ist. Schütteln Sie mit einer Pinzette jedes Explantat im PBS, um das gesamte Blut zu entfernen. Verwenden Sie unter einer sterilen Haube Luer-Locks, um fünf Kammern mit der Vorratsflasche zu verbinden.
Drehen Sie die Kammern auf den Kopf und entfernen Sie den Boden. Platzieren Sie nun mit einer Pinzette die Metallplatten mittig in den oberen Teilen der Kammern, wobei die Stifte nach oben zeigen. Füllen Sie die Hälfte der Kammern mit einem Milliliter vorgewärmtem Nährmedium.
Geben Sie weitere 20 Milliliter des Mediums in den Behälter. Mit einer Pinzette das villöse Explantat vorsichtig auf die Nadeln der Metallplatte in der Kammer legen. Platzieren Sie vier Explantate in einer einzigen Kammer.
Befestigen Sie den Boden der Kammern wieder, um ihn zu schließen. Verbinden Sie als Nächstes den Pumpenschlauch mit der Pumpe, um den Durchflusskreislauf mit der Peristaltikpumpe im Bioreaktor zu verbinden. Beheben Sie es auf der vierten Stufe.
Wählen Sie im Menü "Pumpen" den Modus "Manuell" aus. Stellen Sie die Pumpendrehzahl auf einen Milliliter pro Minute ein und klicken Sie auf Laufen, um mit dem Pumpen zu beginnen. Halten Sie die Kammern während der Befüllung schräg, um eine vollständige Befüllung zu gewährleisten.
Wenn der Füllvorgang beendet ist, drehen Sie die Kammer wieder um. Vergewissern Sie sich, dass die Kammern fest sitzen, und schließen Sie beide Deckel des Bioreaktors. Sobald die Gewebeinkubation abgeschlossen ist, klicken Sie auf Abbrechen, um die Pumpe zu stoppen.
Öffnen Sie jeweils zwei Bioreaktordeckel und eine Durchflusskammer. Entferne die Explantaten vorsichtig mit einer Pinzette von der Metallplatte, um sie weiter zu analysieren. Immunhistochemisch gefärbte Explantaten zeigten eine gut strukturierte und organisierte visuelle Darstellung des Zytoskeletts in frischem und Durchflusskulturgewebe.
Im Laufe der Zeit wurde zunehmend eine Mikrofilament-Aggregation in statischen Explantaten beobachtet, was auf einen Abbau der Zytoskelettstruktur hindeutet. Die abnehmende Gewebeintegrität während der Kultivierungszeit wurde durch die Hämatoxylin- und Eosin-Angabe bestätigt. Frisches Gewebe zeigte ein dichtes und dicht gepacktes Stroma.
Nach 48 Stunden Flusskultur waren teilweise abgelöste Fragmente des Synzytiotrophoblasten zu sehen. Die Gewebeintegrität war bereits nach 24 Stunden im statischen Kulturzustand unzureichend erhalten und verschlechterte sich nach 48 Stunden weiter. Die Färbung von Endothelzellen zeigte deutlich organisierte Zellen im frischen Gewebe.
Die morphologische Integrität blieb auch nach 48 Stunden in den Strömungskulturen weitgehend erhalten. Das statische Explantat zeigte jedoch auch nach 24 Stunden einen teilweisen Kollaps, der sich nach 48 Stunden weiter verschlechterte.
