Beginnen Sie mit der Zubereitung einer 10%igen Bizell-Stammlösung, die die Lipide und das Reinigungsmittel enthält. Nehmen Sie dazu das vorgetrocknete Lipid, das eine Mischung aus fünf Molprozent Cholesterin und 95 Molprozent DMPC ist, und fügen Sie die CHAPSO-Reinigungslösung in entionisiertem Wasser hinzu. Verwenden Sie einen Wasserbadsonikator, um die Lipidwaschmittelmischung zu resuspendieren, indem Sie sie in eisgekühltem Wasser unter kontinuierlicher Leistung beschallen, bis die Lösung klar ist.
Entfernen Sie dann mit Hilfe eines 0,2-Mikron-Zentrifugalfilters alle nicht gelösten Bestandteile. Als nächstes wird die resultierende Bizellen-Stammlösung mit der vorbereiteten Proteinprobe in einem Volumenverhältnis von eins zu vier kombiniert. Die Protein-Bizellenmischung 30 Minuten auf Eis inkubieren.
Für die Kristallisation werden in einer 48-Well-Platte 0,5 oder ein Mikroliter der Protein-Bizellenmischung mit einem gleichen Volumen der Kristallisationsreservoirlösung gemischt. Richten Sie dann die Kristallisation in einem hängenden Tropfendampfdiffusionsmodus mit der 48-Well-Platte ein und inkubieren Sie den Kristallisationsaufbau bei 20 Grad Celsius. Überprüfen Sie am nächsten Tag die Kristallisationsschalen, um sicherzustellen, dass das Deckglas richtig verschlossen ist.
Kontrollieren Sie das Kristallwachstum mindestens einmal täglich mit einem Tischstereomikroskop mit Polarisator. Zum Schluss werden die Proteinkristalle in 0,2 molaren Natriummalat eingeweicht und in 50 oder 100 Mikrometer Kryoschleifen mit flüssigem Stickstoff schockgefroren. Reife Kristalle, die für die Datenerfassung geeignet waren, traten in der Regel innerhalb von ein bis zwei Wochen auf und hatten in der Regel die Abmessungen von 50 Mikrometern mal 100 Mikrometern mal zwei Mikrometern.
