Um mit der Entparaffinierung zuvor präparierter Paraffinabschnitte des Peyer-Pflasters zu beginnen, die aus Immunglobulin-A- oder IgA-Neuropathie-Modellmaus isoliert wurden, tauchen Sie jeden Abschnitt nacheinander fünf Minuten lang in Xylol- und Ethanolgradienten. Spülen Sie dann den Abschnitt mit destilliertem Wasser ab. Für die Antigengewinnung die Natriumcitratlösung zwei Minuten lang in einem Autoklaven erhitzen.
Legen Sie dann die Gewebescheibe in die Lösung und erhitzen Sie sie fünf Minuten lang bei hoher Temperatur. Nach dem Abkühlen wird der Schnitt 15 Minuten lang in einer 3%igen Wasserstoffperoxidlösung bei Raumtemperatur ohne Lichteinfall inkubiert. Tragen Sie dann 10 % Ziegenserum gleichmäßig auf den Gewebeabschnitt auf und inkubieren Sie ihn 30 Minuten lang bei Raumtemperatur, um den Schnitt zu blockieren.
Nach dem Abschütteln der Blockierungslösung ist eine angemessene Menge des vorbereiteten Primärantikörpers auf jeden Abschnitt aufzutragen. Inkubieren Sie die Abschnitte, die flach in einer Nassbox liegen, über Nacht bei vier Grad Celsius. Am nächsten Tag bedecken Sie das Gewebe mit einem Tropfen des HRP-markierten Sekundärantikörpers und inkubieren Sie es 50 Minuten lang bei Raumtemperatur.
Tragen Sie dann frisch zubereitete chromogene DAB-Lösung auf jeden Abschnitt auf und warten Sie, bis sich die Farbe entwickelt hat. Stellen Sie den Schnitt etwa eine Minute lang mit Hämatoxylin wieder her. Spülen Sie die Abschnitte anschließend 10 Minuten lang mit Leitungswasser ab, bis sie wieder eine blaue Farbe annehmen.
Zur Dehydratisierung legen Sie jeden Abschnitt nacheinander für jeweils fünf Minuten in Gradienten aus Ethanol und Xylol. Sobald alle Abschnitte leicht getrocknet sind, versiegeln Sie jeden Abschnitt mit neutralem Gummi. Immunhistochemische Ergebnisse zeigten, dass die CD20- und CXCR5-Expression der B-Zell-Marker in der IgA-Neuropathie-Modellgruppe im Vergleich zur Kontrollgruppe signifikant höher war.
Dioscin könnte jedoch die Expression der molekularen Marker hemmen.
