Präparation, Montage und Lichtblatt-Bildgebung von Zebrafischlarven für kardiale Entwicklungsstudien

Schalten Sie zunächst das Stereomikroskop ein, um die Entwicklung der Zebrafischlarven zwischen null und sieben Tagen nach der Befruchtung aufzuzeichnen. Bereiten Sie 0,8% niedrigschmelzende Agarose mit 150 Milligramm pro Liter Tricain zu. Sobald die Agarose auf Raumtemperatur abgekühlt ist, bringen Sie den betäubten Zebrafisch mit einer Transferpipette in die Agarose.

Montieren Sie den Fisch mit einer weiteren Transferpipette mit Agarose in einem fluorierten Ethylen-Propylen-Röhrchen. Befestigen Sie das Röhrchen mit der montierten Zebrafischlarve am sechsachsigen motorisierten Lichtblattmikroskop-Probentisch. Tauchen Sie das Rohr in die mit E3-Wasser gefüllte Probenkammer.

Drehen Sie die Zebrafischlarven von der ventralen Seite aus, um das Herz besser sichtbar zu machen. Schließen Sie den motorisierten Probentisch an die Workstation an. Und konfigurieren Sie alle notwendigen Parameter, einschließlich des gewünschten Bewegungsmodus.

Stellen Sie eine Verbindung zwischen der CMOS-Kamera und der Workstation her. Stellen Sie die Schrittweite auf 1 Mikrometer, die Gesamtzahl der Bilder auf 300 und die Belichtungszeit auf 5 Millisekunden ein. Definieren Sie dann den gewünschten Interessenbereich.

Schalten Sie den Laser ein und starten Sie die lichtblattmikroskopische Bildgebung der Larven. Nehmen Sie 300 Bilder als 2D-Bildsequenz auf, um drei bis fünf Herzzyklen der Larven abzudecken. Nehmen Sie eine weitere Bildsequenz des neuen Probenschnitts auf, bis das gesamte Herz bedeckt ist.