Pipettieren Sie zunächst drei Mikroliter H3K4me1-Antikörper in ein Röhrchen mit 150 Mikrolitern Antikörperpuffer. Pipettieren Sie den verdünnten Antikörper in jedes Röhrchen eines Streifens mit acht PCR-Röhrchen, der Maus-Myoblasten enthält, die an Concanavalin A-Kügelchen sequestriert sind. Drehen Sie die Röhrchen mehrmals um, um den Inhalt gut zu vermischen.
Anschließend legen Sie die Röhren über Nacht bei vier Grad Celsius auf einen Wippen-Motion-Shaker. Am nächsten Tag, nachdem die Proben auf einem Magnetgestell geklärt wurden, pipettieren Sie den Überstand aus. Nach dem Aspirieren des Überstands werden 50 Mikroliter verdünnter Sekundärantikörper in jedes Probenröhrchen gegeben.
Mischen Sie die Probenröhrchen durch Inversion und inkubieren Sie sie auf einem Wippenschüttler eine Stunde lang bei Raumtemperatur. Der Überstand der geklärten Probe ist zu verwerfen. Pipettieren Sie dann 200 Mikroliter DIG Wash Buffer in jedes Röhrchen.
Legen Sie die Röhrchen wieder auf das Magnetgestell und pipettieren Sie den Überstand heraus. Geben Sie anschließend 100 Mikroliter 300 DIG Puffer mit pA/G-Tn5a in jedes Röhrchen. Sobald die Inkubation abgeschlossen ist, legen Sie die Röhrchen wieder auf das Magnetgestell.
Anschließend den geklärten Überstand herauspipettieren. Geben Sie nun 200 Mikroliter 300 DIG Puffer in jedes Röhrchen. Stellen Sie die Probenröhrchen für drei Minuten bei Raumtemperatur auf einen Shaker.
Pipettieren Sie nach dem letzten Waschen den Überstand aus jedem magnetisch geklärten Röhrchen gründlich heraus. Fügen Sie dann 50 Mikroliter Tagmentationspuffer hinzu. Zum Schluss inkubieren Sie die Röhrchen in einer PCR-Maschine bei 37 Grad Celsius für eine Stunde, ohne die Deckelheizfunktion des Instruments zu verwenden.
