Isolieren Sie zunächst lebende Lymphozyten aus sekundärem lymphatischem Gewebe der Maus und visualisieren Sie die Zellen unter einem Lichtmikroskop mit einem 4X- oder 10X-Objektiv. Mit einer Ein-Milliliter-Pipette werden die aktivierten Zellen aufgebrochen und in ein neues konisches 15-Milliliter-Röhrchen überführt. Bewerfen Sie die Zellen und fügen Sie Lymphozytentrennmedien hinzu, um die lebenden Zellen von den toten zu trennen.
Für die Zeitraffermikroskopie wird die fünfte CD8+T-Zelle in einer 37 Grad Celsius warmen Kammer von einer Platte eins mal zehn in das Medium plättiert. Nehmen Sie nach der Integrin-Blockierung alle 10 bis 60 Sekunden Hellfeld- und Fluoreszenzbilder für 10 bis 60 Minuten auf. In der Zeitrafferbildgebung wiesen aktivierte CD8+T-Zellen im Vergleich zu den naiven Zellen eine erhöhte durchschnittliche Geschwindigkeit, Verschiebung und einen erhöhten Mäanderindex auf.
