Geben Sie zunächst zwei Milliliter Verdauungspuffer in ein Fünf-Milliliter-Transportfläschchen, das das Herzgewebe der Maus enthält, und vier Milliliter Verdauungspuffer in ein 15-Milliliter-Zentrifugenröhrchen, das das Skelettgewebe der Maus enthält. Legen Sie das von einer Stachelmaus isolierte Herz- und Quadrizepsmuskelgewebe auf den Deckel einer Petrischale. Zerkleinern Sie es mit einer Stoffschere in Stücke, die kleiner als ein Kubikmillimeter sind.
Übertragen Sie das zerkleinerte Gewebe in die entsprechenden Verdauungsröhrchen. Den Inhalt der Röhrchen zwei Sekunden lang bei niedriger Geschwindigkeit vortexen. Entfernen Sie nach 20 Minuten die Schläuche vom Rotator.
Lassen Sie die Gewebestücke sich absetzen. Verwenden Sie eine Pipette P 1000, um den Überstand abzusaugen. Der Überstand wird in 50-Milliliter-Zentrifugenröhrchen mit 20 Millilitern eiskaltem FACS-Puffer überführt.
Füllen Sie die Aufschlussröhrchen mit dem jeweiligen Volumen an Aufschlusspuffer auf. Inkubieren Sie sie wieder auf dem Rotator. Nachdem Sie die Muskeln einer weiteren Verdauungsrunde unterzogen haben, fügen Sie eiskalten FACS-Puffer hinzu, um die Verdauung zu unterdrücken.
Stellen Sie ein 40-Mikrometer-Zellensieb auf ein 50-Milliliter-Zentrifugenröhrchen. Die Aufschlusssuspension filtrieren und durch das Sieb supinieren. Die Zellsuspension wird acht Minuten lang bei 500 g bei vier Grad Celsius zentrifugiert.
Nach Entfernen des Überstands drei Milliliter ACK-Lysepuffer zum Pellet geben und resuspendieren. Inkubieren Sie die Suspension fünf Minuten lang auf Eis. Füllen Sie das Volumen auf 40 Milliliter mit FACS-Puffer auf.
Zentrifugieren Sie die Proben erneut bei 500 g für fünf Minuten bei vier Grad Celsius. Nach dem Umfüllen des Überstands wird das Pellet in 0,5 Milliliter FACS-Puffer resuspendiert. Zum Schluss filtrieren Sie die Suspension durch eine 40-Mikrometer-Zellensiebkappe, die auf ein Fünf-Milliliter-Polystyrol-Rundbodenrohr aufgesetzt ist.
