Um mit der Aussaat von über Nacht gezüchteten Kultur von Hep G2 in DMEM in einer Sechs-Well-Platte zu beginnen. Kultivieren Sie die Zellen 24 Stunden lang bei 37 Grad Celsius. Nach der Inkubation geben Sie zwei Milliliter ölsäurehaltiges Zellkulturmedium in jede Vertiefung.
Inkubieren Sie die Zellen 24 Stunden lang bei 37 Grad Celsius. Entfernen Sie am nächsten Tag das Kulturmedium und waschen Sie die Zellen zweimal mit PBS. Geben Sie einen Milliliter ölrotes O-Fixiermittel in jede Vertiefung und inkubieren Sie es 30 Minuten lang.
Entsorgen Sie das Fixiermittel und waschen Sie die Zellen zweimal mit destilliertem Wasser. Geben Sie einen Milliliter 60%iges Isopropanol in jede Vertiefung und inkubieren Sie sie 30 Sekunden lang. Nach dem Verwerfen von Isopropanol einen Milliliter frisch zubereitete ölrote O-Fleckenlösung hinzufügen und 20 Minuten inkubieren.
Fügen Sie nun einen Milliliter 60%iges Isopropanol hinzu und inkubieren Sie es 30 Sekunden lang. Waschen Sie die Zellen fünfmal mit Wasser, um überschüssigen Farbstoff zu entfernen. Beobachten Sie nach der mikroskopischen Bildgebung die mit destilliertem Wasser bedeckten Zellen auf einem Computer.
Entfernen Sie nach der Bildgebung das Wasser von der Platte und lassen Sie es trocknen. Geben Sie zwei Milliliter Isopropanol in jede Vertiefung und schütteln Sie die Platte auf einem Orbitalschüttler 10 Minuten lang. Übertragen Sie 100 Mikroliter Zellsuspension auf eine 96-Well-Platte mit 16 Wells in jeder Gruppe.
Messen Sie auf einem Mikroplatten-Reader bei 510 Nanometern die optische Dichte, um den Lipidgehalt zu berechnen. Im Vergleich zu den Kontrollzellen zeigten Hep G2-Zellen, die mit Ölsäure behandelt wurden, eine erhöhte Intensität der Rotfärbung, was auf eine höhere Lipidtröpfchenbildung hinweist. Die Lipidtröpfchen und Lipide in Hep G2-Zellen nahmen mit steigender Ölsäurekonzentration zu.
