Pipettieren Sie zunächst 1,5 Milliliter der 0,1 Milligramm pro Milliliter Propidiumiodidlösung in jede Vertiefung im Elektrodenarray. Platzieren Sie einen Einsatz in jeder Vertiefung im Elektrodenarray, und setzen Sie die Füße des Einsatzes in die Ausrichtungsrillen ein, sodass der Einsatz bündig mit der Oberseite der Vertiefung abschließt. Schrauben Sie die obere Elektrodenleiterplatte an die Oberseite der Elektrodenarray-Vertiefungen und verbinden Sie das Elektrodenarray mit dem porösen Substrat-Elektroporations- oder PSEP-Gerät.
Stellen Sie das Elektrodenarray zum Temperaturausgleich in den 37 Grad Celsius heißen Inkubator. Klicken Sie auf das Dropdown-Menü neben der Membran in der oberen linken Ecke der GUI und klicken Sie auf 400 Nanometer GBO. Geben Sie auf der rechten Seite der GUI eine Eins in das Eingabefeld für die Minutendauer nach dem Impuls ein.
Klicken Sie nun auf die Schaltfläche Ausführen und geben Sie die entsprechenden Namen für die Vertiefungen eins bis drei und vier bis sechs ein, wenn Sie dazu aufgefordert werden. Klicken Sie dann auf OK, um das Experiment zu starten. Entfernen Sie nach einer Stunde das Elektrodenarray aus dem Inkubator und setzen Sie die Einsätze wieder an die ursprünglichen Positionen in der Experimentierplatte ein.
Mischen Sie zwei Mikroliter Hoechst 33342 und fünf Mikroliter Calcein AM mit 123 Mikrolitern Zellkulturmedium in einem 200-Mikroliter-Röhrchen. Pipettieren Sie vorsichtig 10 Mikroliter der Färbelösung in jeden Post-Puls-Einsatz und legen Sie die Einsätze für fünf Minuten zurück in den Inkubator. Übertragen Sie die Well-Platte in den Plattenhalter eines Fluoreszenzmikroskops mit einem Objektiv mit 5-facher Vergrößerung.
Bild mit Hellfeld und der Fluoreszenz jedes Flecks. Pipettieren Sie 1,5 Milliliter des Zellkulturmediums in jede Vertiefung im Elektrodenarray. Platzieren Sie die Zellprobeneinsätze in den Vertiefungen eins bis drei und die Kontrolleinsätze in den Vertiefungen vier bis sechs, wobei Sie die Füße des Einsatzes in die Ausrichtungsrillen einpassen.
Schrauben Sie die obere Elektrodenleiterplatte an die Oberseite der Elektrodenarray-Vertiefungen und verbinden Sie das Elektrodenarray mit dem PSEP-Gerät. Stellen Sie das Elektrodenarray zum Temperaturausgleich in den 37 Grad Celsius heißen Inkubator. Klicken Sie auf das Dropdown-Menü neben der Membran in der oberen linken Ecke der GUI und klicken Sie auf 400 Nanometer GBO.
Klicken Sie nun auf die Schaltfläche Ausführen und geben Sie die entsprechenden Namen für die Vertiefungen eins bis drei und vier bis sechs ein, wenn Sie dazu aufgefordert werden. Klicken Sie dann auf OK, um das Experiment zu starten. Entfernen Sie nach einer Stunde das Elektrodenarray aus dem Inkubator und bringen Sie die Einsätze wieder an die ursprünglichen Positionen in der Experimentvertiefungsplatte.
Nach der Zubereitung von Hoechst 33342, Calcein AM und Propidiumiodid in Zellkulturmedien mischen und pipettieren Sie vorsichtig 10 Mikroliter der Färbelösung in jeden Post-Puls-Einsatz und legen Sie die Einsätze für fünf Minuten zurück in den Inkubator. Nehmen Sie an einem Fluoreszenzmikroskop die Zellprobeneinsätze mit Hilfe des Hellfelds und der Fluoreszenz jedes Färbemittels ab. Die optimierte gesunde Kurve zeigte keinen Rückgang unter den Ausgangswert und den größten Anstieg des TEEI.
Die post-PSEP-Bildgebung der Zellmonoschicht zeigte einen vernachlässigbaren Zelltod und eine gesunde, vollständig konfluente Zellmonoschicht. Die optimierten ungesunden Daten führten zu einer verminderten TEEI-Antwort. Die Bildgebung nach der PSEP ergab einen Zelltod von nahezu Null und eine verringerte Verabreichungseffizienz aufgrund von weniger Zellen in der Monoschicht.
Die Anwendung nicht optimierter Wellenformen führte zu einer signifikanten Abnahme der TEEI-Antwort, was auf einen erheblichen Zelltod und eine verminderte Verabreichungseffizienz hinweist.
