Einbettung von Netzhautproben zur Untersuchung von Photorezeptor-Synapsen mittels Volumenelektronenmikroskopie

Zu Beginn nehmen Sie die Netzhautstreifen von Mäusen und waschen sie fünfmal 15 Minuten lang in 0,1 molaren Natriumcacodylatpuffern. Dann inkubieren Sie die Streifen mit Kaliumferrocyanid und Osmiumtetroxidlösung im Dunkeln auf Eis für 1,5 Stunden. Waschen Sie die Streifen dreimal in doppelt destilliertem Wasser und inkubieren Sie sie mit 1%Thio-Carbo-Hydrazid.

Nach dem Spülen mit doppelt destilliertem Wasser die Netzhautstreifen nacheinander mit Osmiumtetroxid, Uranylacetat und Bleinitrat behandeln. Dehydrieren Sie die Netzhautstreifen mit steigenden Konzentrationen von Ethanol. Behandeln Sie dann die Netzhautstreifen 20 Minuten lang mit einer Lösung, die zu gleichen Teilen Ethanol und Aceton enthält, gefolgt von zwei Aceton-Waschungen für jeweils 20 Minuten.

Inkubieren Sie die Netzhautstreifen nacheinander in Acetonharzmischungen im Dunkeln bei Raumtemperatur. Infiltrieren Sie die Netzhautstreifen 24 Stunden lang bei 45 Grad Celsius mit reinem Harz, gefolgt von frischem Harz für 48 Stunden bei 60 Grad Celsius. Die fokussierte Ionenstrahl-Rasterelektronenmikroskopie von retinalen Photorezeptor-Enden mit dieser Methode bewahrt die Zellmembranstruktur und die Vesikelkonturen klarer als die traditionelle Doppelfixationsmethode.